ASAM NUKLEAT

TUJUAN

Praktikum ini bertujuan untuk mengetahui penampakan asam nukleat dari bagian tanaman.

BAHAN DAN METODE

3.1 Bahan

3.1.1 Sayuran misalnya broccoli

3.1.2 Detergent bubuk sebanyak 0,7-0,8 sendok teh

3.1.3 Garam meja sebanyak 2,5 sendok teh

3.1.4 Ethanol 70%

3.2 Alat

3.2.1 Beaker glass ukuran 200 ml dan 500 ml

3.2.2 Sendok teh

3.2.3 Mortar dan pestle

3.2.4 Saringan teh

3.2.5 Chop stick (pengaduk/sumpit)

3.3. Metode

3.3.1 Masuk dan campurkan garam meja dan detergen bubuk ke dalam beaker glass yang berisi 200 ml air,

aduk hingga larut merata.

3.3.2 Tumbuk dua kuntum brokoli/sayuran menggunakan mortar dan pestle

3.3.3 Tuangkan 100 ml larutan detergent - garam meja ke sayuran tersebut dan tunggu 10 – 15 menit

3.3.4 Saring menggunakan saringan teh ke dalam beaker glass ukuran 500 ml

3.3.5 Tambahkan ethanol 70% dua kali lipat volume cairan hasil penyaringan menggunakan chop

stick/pengaduk secara perlahan-lahan.

3.3.6 Tunggu beberapa saat dan perhatikan dua lapisan yang terbentuk dalam beaker glass

3.3.7 Ambil lapisan yang melayang menggunakan pengaduk

3.4. Pengamatan

3.4.1 Amati DNA yang dihasilkan, gambar sel tanaman, dimana kira-kira letak asam nukleat

3.4.2 Sebutkan fungsi dari bahan kimia yang digunakan, mengapa diperlukan bahan kimia untuk

mendapatkan DNA

3.4.3 Buatlah essay dengan topik ; apakah anda mengkonsumsi DNA tiap hari, (apa-mengapa-kapan-

dimana dan bagaimana, 1 lembar saja)

Analisis Asam Lemak Tak Jenuh Omega-3 dan Omega-6 pada ikatn patin menggunakan

Kromatografi Gas (GC).

Tujuan : Praktikum ini bertujuan untuk mengetahui kandungan asam lemak tak jenuh pada ikan patin

menggunakan kromatografi gas.

Alat yang digunakan adalah: erlenmeyer, gelas kimia,gelas ukur, corong Buchner, pipet tetes, corong

pisah,labu ukur, spatula buret, neraca analitik, hot plate,kertas saring, kain kasa, pengaduk magnit, panci

stainless steel, tabung gas nitrogen, lemari pendingin, statif dan klem, pendingin tegak, serta seperangkat

alat kromatografi gas.

Bahan yang dipakai: ikan patin (Pangasius pangasius), n-heksan, akuades, NaCl, NaOH, etanol, methanol,

bentonit, HCl, urea, EDTA, gas nitrogen, alcohol, KOH, kloroform, asam asetat glacial, KI, natrium

tiosulfat, dan indikator pp.

Prosedur :

1. Bahan baku yang digunakan berupa ikan patin yang diambil dari pasar ikan dipotong-potong sehingga

menjadi potongan kecil dengan berat lebih kurang 100 gram yang bertujuan untuk memudahkan proses

ekstraksi.

2. Ekstraksi minyak ikan dilakukan dengan cara: bagian-bagian ikan yang telah dipotong-potong kecil

dimasukkan kedalam panci stainless steel, kemudian ditambahkan akuades sebanyak 500 ml, ikan

direbus sampai mendidih, kemudian di diamkan selama 30 menit sambil diaduk perlahan. Rebusan ikan

disaring untuk memisahkan antara minyak kasar dan padatan. Minyak kasar yang diperoleh dimurnikan

dengan penambahan NaCl 2,5% dan dipanaskan pada temperature 50_C. Lapisan minyak dan air

dipisahkan dengan corong pisah. Diambil lapisan minyak, kemudian ditambahkan bentonit ke dalam

lapisan minyak sambil diaduk. Setelah didiamkan beberapa saat, lalu disaring untuk memperoleh

minyak yang bersih. Minyak yang diperoleh disimpan di dalam wadah tertutup rapat serta terhindar dari

kontaminasi langsung dengan sinar matahari dan udara. Peroksida ditentukan sesuai dengan cara Badan

Standarisasi Nasional.

3. Isolasi asam lemak tak jenuh majemuk Omega- 3 dan Omega-6, dilakukan melalui 2 tahap yaitu

penyabunan minyak ikan dan fraksinasi dengan urea, sesuai dengan metode Medina.

4. Analisis Omega-3 dan Omega-6 dilakukan dengan kromatografi gas (GC). Persiapan sampel: dilakukan

secara berikut, sample minyak diambil 30-40 mg ditempatkan dalam tabung bertutup Teflon dan

ditambahkan 1 mL NaOH 0,5 N dalam methanol dan dipanaskan dalam penangas air selama 20

menit.Kemudian tambahkan 2 mL BF3 20% dipanaskan lagi selama 20 menit. Setelah dingin

ditambahkan 2 mL NaCl jenuh dan 1 mL isooktan dan dikocok dengan baik. Lapisan isooktan

dipisahkan dengan bantuan pipet tetes ke dalam tabung yang berisi 0,1g Na2SO4, dan dibiarkan selama

15 menit. Fasa cair dipisahkan dan selanjutnya diinjeksikan ke dalam kromatografi gas. Untuk

mengetahui waktu retensi EPA, ARA dan DHA, disuntikkan terlebih dahulu ke dalam kromatografi gas

ester asam lemak dari standar metil ester asam lemak atau FAME yang mengandung EPA, ARA dan

DHA sebagai standar, adanya EPA, ARA dan DHA sample dapat dilihat dengan menyamakan waktu

retensi EPA. ARA dan DHA standart.

5. Kondisi percobaan dan alat GC

a. Jenis kolom: Cyanopropil metal asil (capillary

b. coloum)

c. Suhu kolom: Program temperatur, awal 190_C diam 15 menit, akhir 230_C diam 20 menit, Rate

10_C/menit.

d. Inject volum: 1 ul

e. Suhu injector: 200_C

f. Suhu detector: 230_C

g. Laju alir N2: 20 ml/menit

PENGARUH pH DAN SUHU TERHADAP AKTIVITAS ENZIM

1.2. Tujuan Praktikum

Tujuan dilakukannya praktikum ini adalah untuk mengetahui efek dari nilai pH yang berbeda dan

pemanasan terhadap aktivitas enzim.

2.1.1. Alat

Alat yang digunakan dalam pratikum ini adalah water bath, spektofotometer, tabung reaksi, timbangan

analitik, penjepit, pipet volume, pompa, stopwatch, beaker glass, vortex, cawan dan batang porselin.

2.1.2. Bahan

Bahan yang digunakan dalam praktikum ini adalah reagen Benedict, larutan Buffer pada pH 3,5,7,9, larutan

pati 1%, air destilasi, kacang hijau segar, kacang tanah segar, kecambah kacang hijau, kecambah kacang

tanah dan pepaya (menatah dan mendidih).

2.2. Metode Kecambah dan buah ditimbang dalam beaker glass sebanyak 15 g. Setelah itu ditambahkan

dengan 30 ml larutan buffer. Larutan campuran tersebut disaring dengan kain mori dan filtrat yang

dihasilkan ditampung. Larutan tersebut ada yang tidak dipanaskan(kelompok 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8) dan ada

yang dipanaskan (kelompok 9, 10, 11, 12, 13). Kemudian masing-masing tabung reaksi diberi label dan diisi

dengan 2 ml larutan pati dan ditambahkan pula ke dalamnya masing – masing tabung berbeda yaitu 1 ml

aquadestilata, 1 ml buffer pH 3, 1 ml buffer pH 5, 1 ml buffer pH 7, dan 1 ml buffer pH 9 seperti tabel di

bawah ini :

Kelima tabung reaksi tersebut di-vortex. Kemudian di-inkubasi dalam waterbath 38oC selama 2 menit.

Setelah itu, 2 ml larutan enzim yang didinginkan atau dipanaskan tadi ditambahkan ke masing – masing

tabung reaksi dan di-vortex. Inkubasi selama 10 menit dilakukan kembali terhadap tabung–tabung reaksi

tersebut. Setelah itu, 0,5 ml larutan reagen Benedict ditambahkan ke setiap tabung reaksi dan diukur besar

OD ( Optical Density ) pada λ 620. Grafik hubungan antara nilai pH terhadap OD digambar.

Tabung

Larutan pati 2 2 2 2 2

Enzim = tidak dididihkan

(setelah inkubasi 2 menit)

4 4 4 4 4

1 Aquades 2 - - - -

2 Buffer pH 3 - 2 - - -

3 Buffer pH 5 - - 2 - -

4 Buffer pH 7 - - - 2 -

5 Buffer pH 9 - - - - 2

ISOLASI AMILUM DARI UBI KAYU DAN HIDROLISISNYA

TUJUAN:

         Mengisolasi Amilum dari Ubi Kayu

         Menguji Kualitatif Hasil Hidrolisis Amilum Hasil IsolasiMetodologi

1. Alat

a. Tabung reaksi dan rak tabung reaksi

b. Pipet ukur

c. Gelas ukur

d. Cawan porselen

e. Corong Buchner

f. Stopwatch

g. Timbangan analitik

h. Waterbath

i. pH meter

j. Spektrofotometer

k. Bola hisap

l. Blender

m. Alat parut

n. Pisau

o. Kain saring

2. Bahan

a. Umbi ubi kayu

b. Alkohol 95%

c. HCl pekat

d. H2SO4 pekat

e. Na2CO3 1M

f. Aquades

g. Pereaksi Fehling

h. Pereaksi Barfoed

i. Pereaksi Selliwanoff

j. Pereaksi Molisch

k. Pereaksi Pikrat

l. Larutan ragi roti 20%

m. Larutan Iodine 0,01 M

n. Larutan NaOH 8N

o. Larutan gula 1%

p. Larutan fruktosa 1%

q. Larutan pati 1%

r. Hidrolisa pati

1. Cara Kerja

Percobaan 1 : Isolasi pati ubi kayu

A. Isolasi Pati Umbi/biji-bijian

Ubi kayu kemudian dicuci,diparut dan dimasukan kedalam blender

Umbi-umbian dikupas dan ditimbang sebanyak 100 gram.

Aquades dimasukan sebanyak 200ml kemudian dihaluskan selama 30 detik.

Residu disaring dengan kain saring dan larutan yang keruh ditampung dalam gelas ukuran 500ml

ditambahkan 200ml aquades, dikocok kemudian pertikel yang tidak larut dibiarkan mengendap dan larutan yang jernih didekantasi.

Larutan yang keruh dan endapannya ditambah dengan 100ml alkohol 95% dan disaring dengan corong buchner

Pati yang diperoleh dikeringkan dengan meratakan pati yang didapat pada kertas saring suhu kamar.

Hidrolisis Pati

B. Uji kualitatif terhadap Hidrolisis Pati

1. Uji Molisch

disediakan 25ml larutan pati 1% (dibuat dari amilum tahap pertama) dalam sebuah gelas beaker.

ditambahkan 10 tetes HCL pekat, dan didihkan

Setelah 2 atau 5 menit, larutan diambil dan dilakukan uji iod. Hal ini juga dilakukan pada menit ke 10 dan 15

Pada waktu yang sama (menit ke 2 atau 5) diambil 1ml larutan pati kedalam tabung reaksi, hal ini juga dilakukan pada menit ke 10 dan 15.

Setelah itu pada masing-masing tabung reaksi ditambahkan 5ml pereaksi Fehling.

diamati derajat yang reduksi yang terjadi dan bandingkan dengan pekerjaan uji iod (perubahan warna)

Sisa hidrolisat pati dari tahap II dipanaskan lebih lanjut selama 10 menit dalam penangas air.

didinginkan dan dinetralkan dengan 0,5 ml larutan NaOH 8N

Diamati perubahan warna dan pH (cek dengan kertas pH atau pH meter.

ditambahkan 2 tetes pereaksi molisch ke dalam tabung-tabung reaksi yang telah berisi 2 ml larutan glukosa 1%, fruktosa 1% hidrolisat pati dan larutan pati 1%

Asam sulfat pekat sebanyak 5 ml dengan hati-hati dan perlahan-lahan tambahkan melalui dinding tabung-tabung reaksi tersebut

2. Uji Pikrat

3. Uji Barfoed (monosakarida yang reduksi)

4. Uji seliwanof

diamati perubahan yang terjadi

dicampur 2 ml larutan-larutan glukosa 1% fruktosa 1%, hidrolisat pati dan larutan pati 1% masing-masing dengan 1 ml larutan asam pikrat jenuh dan 0,5 ml Na2CO3

1M

Seluruh tabung reaksi kemudian dipanaskan secara bersama didalam penangas air yang mendidih sampai terjadi perubahan warna

ditambahkan 1 ml dari larutan glukosa 1%, fruktosa 1%, hidrisilat pati dan larutan pati 1% kedalam masing-masing tabung reaksi yang berisi 3 ml pereaksi Barfoed.

Seluruh tabung reaksi kemudian diletakan pada pemanas air yang telah mendidih selama 1 menit atau lebih sampai terlihat adanya reduksi.

Amati perubahan yang terjadi

Masing-masing tabung reaksi dimasukan pereaksi Seliwanof sebanyak 3 ml

Larutan glukosa 15, fruktosa 1%, hidrosilat pati dan larutan pati 1% ditambahkan sebanyak 3 tetes kedalam setiap tabung reaksi

Seluruh tabung reaksi kemudian dipanaskan secara bersamaan didalam pemanas air yang mendidih sampai terjaid perubahan warna

diamati perubahan warna yang terjadi.

Tabung reaksi dimasukan 5 ml larutan suspensi ragi roti 20%, 5 ml hidrosilat pati dan 5 ml buffer fosfa (pH 6,6-6,8)

Campuran dibiarkan selama 1 jam

Prosedur yang sama dilakukan untuk larutan pati 1%. Adanya gelembung CO2

menunjukan adanya reaksi peragian.

Uji benedict dilakukan dengan memasukan 2 ml reagen benedict dan 1 ml larutan sampel kedalam tabung reaksi

Tabung reaksi dimasukan kedalam pemanas air selama 5 menit atau dipanaskan langsung selama 1 menit.

Reaksi positif jika terjadi warna hijau, merah, oranye, atau merah bata dan endapan merah bata tergantung dari banyaknya Cu2O yang terbentuk

Uji Iod dilakukan dengan mengambil 1 tetes larutan (larutan suspensi ragi roti 5% dan larutan sukrosa 10%

diteteskan ke lampeng porselin/ test plate dan ditambah 1 tetes larutan 0,01 N Iod.