2 TINJAUAN PUSTAKA

2.1 Spirulina

Spirulina lebih banyak digunakan sebagai bahan pangan dari pada jenis

mikroalga lain karena memiliki beberapa keunggulan. Spirulina adalah salah satu

mikroalga yang relatif cepat bereproduksi dan mudah dalam sistem

pemanenannya. Biomassa sel Spirulina jauh lebih mudah larut dalam pelarut

polar seperti pada air dan buffer fosfat bila dibandingkan dengan pelarut kurang

polar. Spirulina telah teruji aman untuk dikonsumsi. Selama bertahun-tahun

berbagai badan pangan internasional telah melaporkan efek toksisitas yang negatif

dari produk-produk Spirulina (Angka dan Suhartono 2000).

Spirulina merupakan kelompok Cyanobacteria yang secara fisiologi banyak

galurnya. Spirulina telah dikoleksi dan dibiakkan melalui percobaan yang

bertujuan untuk mendapatkan produksi yang intensif. Spirulina fusiformis adalah

salah satu varian mikroalga Spirulina yang berasal dari Madurai, India. Secara

taksonomi Spirulina diklasifikasikan (Bold dan Wyne 1978) sebagai berikut:

Kingdom : Protista

Filum : Cyanobacteria

Divisi : Cyanophyta

Kelas : Cyanophyceae

Ordo : Nostocales

Famili : Oscillatoriaceae

Genus : Spirulina

Spesies : Spirulina sp.

Spirulina fusiformis memilki tiga varian, yaitu: (1) varian tipe S memiliki

ciri-ciri gulungan dengan jarak yang lebar; (2) varian tipe C memiliki ciri-ciri

gulungan dengan jarak yang dekat; dan (3) varian tipe H memiliki ciri-ciri jarak

gulungan yang paling dekat dan tipis (Richmond 1988). Morfologi Spirulina

secara umum (Tietze 2004) disajikan pada Gambar 1.

5

Gambar 1 Spirulina

Spirulina memiliki kandungan 62% asam amino, sebagai sumber vitamin

B-12 alami paling kaya, mengandung keseluruhan spektrum alami dari campuran

karoten dan xantofil (Kozlenko dan Henson 2007). Awalnya, Spirulina

merupakan bahan makanan tradisional penduduk asli Meksiko yang tinggal di

dekat danau Texcoco dan penduduk Afrika yang bermukim di dekat danau Chad

(Tietze 2004).

Pemanfaatan Spirulina lebih tinggi daripada mikroalga lainnya karena

Spirulina memiliki kualitas tinggi terutama dalam bentuk kering. Kandungan

protein Spirulina berkisar 60-71% bk (Spolaroe et al. 2006). Komposisi kima

Spirulina disajikan pada Tabel 1.

Tabel 1 Komposisi kimia Spirulina

Komponen Konsentrasi (%w/w)

Protein 60-71

Lemak 6-7

Karbohidrat 13-16 Sumber: Spolaroe et al. (2006)

Spirulina merupakan mikroalga yang tidak menghasilkan kandungan lemak

tinggi. Kandungan lemak Spirulina berkisar antara 6-7% (Spolaore et al. 2006).

Kandungan karbohidrat Spirulina diperoleh melalui pembentukan glukosa selama

proses fotosintesis memerlukan sumber karbon dan cahaya, selain sebagai larutan

penyangga, NaHCO3 yang digunakan pada kultur Spirulina merupakan sumber

karbon yang dibutuhkan untuk proses sintesis karbohidrat. Kandungan

karbohidrat yang terdapat pada alga hijau biru ini berkisar antara 15-25%

(Belay et al. 2007).

Kemampuan Spirulina untuk menurunkan kadar glukosa darah dimungkinkan

melalui beberapa mekanisme. Penelitian Layam et al. (2007) menunjukkan

6

kemampuan Spirulina platensis menurunkan kadar glukosa darah, kemudian

menaikkan plasma insulin, C-peptida, dan hemoglobin darah tikus dengan kondisi

diabetes. Perlakuan pemberian oral Spirulina terhadap tikus juga meningkatkan

aktivitas enzim heksokinase dan menurunkan aktivitas enzim glukosa-6-fosfat

(G6P).

Hasil penelitian dari Layam et al. (2007) dengan perlakuan pemberian oral

Spirulina platensis 15 mg/kg BB mampu menurunkan kadar glukosa darah dari

tikus yang diinduksi streptozotocin yaitu, dari 232,33 mg/dl menjadi 114,00 mg/dl

serta mampu mengontrol kestabilan bobot badan selama percobaan, yaitu berkisar

antara 202,67 g 213,50 g. Hasil penelitian Mridha et al. (2010) juga

menunjukkan bahwa mikroalga Spirulina platensis dengan dosis 150 mg/kg BB

mampu menurunkan kadar glukosa darah hingga 33% dari kondisi kontrol, yaitu

dari 166,944,95 mg/dl menjadi 111,8115,46 mg/dl.

2.1.1 Kultivasi Spirulina

Kondisi optimum kultivasi umumnya dicapai ketika berada pada fase

pertumbuhan (logaritmik) dan berada dalam tingkat pertumbuhan yang maksimal

(Pamungkas 2005). Faktor lingkungan sangat penting untuk diperhatikan karena

dapat berpengaruh terhadap tingkat pertumbuhan dan perkembangbiakan

Spirulina (Richmond 1988).

Kultivasi atau produksi Spirulina pada dasarnya meliputi penumbuhan

ganggang (kultur), pemanenan, pencucian, pengeringan dan penyimpanan produk

(Angka dan Suhartono 2000). Faktor lingkungan yang berpengaruh utama pada

kultivasi Spirulina adalah nutrien, suhu, dan cahaya. Pertumbuhan sel akan

ditandai dengan bertambah pekatnya warna hijau kultur pada media dan

bertambah tingginya nilai absorbansi pada 480 nm (Richmond 1988).

Nutrien dalam media tumbuh sangat berpengaruh dalam kultivasi

Spirulina fusiformis. Bila keberadaanya tidak merata maka pertumbuhan kultur

akan terganggu. Faktor utama dalam media tersebut sangat tergantung dari hara

nitrogen dan fosfat serta faktor eksternal pertumbuhan seperti cahaya dan suhu.

Penyebaran ketiga faktor harus merata sehingga diperlukan pengadukan. Alkali

tinggi merupakan hal penting dalam pertumbuhan Spirulina yang dapat diwakili

7

oleh pH optimum pertumbuhan 8,3-11,0. Larutan penyangga yang baik pada

media tumbuh adalah 0,2 M NaHCO3 (Richmond 1988).

Suhu optimum untuk kultur Spirulina pada laboratorium berkisar antara

35-37C (Richmond 1988). Suhu minimumnya berkisar antara 18-20C

(Borowitzka dan Borowitzka 1988). Pada daerah beriklim tropis, Spirulina dapat

tumbuh optimum pada kisaran suhu 25-35C (Kuniastuty dan Isnansetyo 1995).

Ukuran Spirulina cukup besar, sehingga dapat dipisahkan dari medium

melalui filtrasi. Di negara berkembang seperti Chad Afrika, pemisahan Spiruina

cukup dilakukan dengan kain penyaring (Angka dan Suhartono 2000). Spirulina

segar difiltrasi dengan filter berukuran 20 m (Desmorieux dan Decaen 2006).

Proses pengeringan pada produksi Spirulina komersial merupakan pertimbangan

ekonomi yang sangat penting dan dapat mencapai 30% dari biaya produksi.

Pemanenan dengan filtrasi dapat mempertahankan kandungan fikosianin lebih

tinggi pada Spirulina (Mohammad 2007).

2.1.2 Pertumbuhan Spirulina

Pertumbuhan sel ditandai dengan bertambah pekatnya warna hijau kultur

pada media dan bertambah tingginya nilai absorban. Cahaya merupakan faktor

pembatas yang lebih dominan pada pertumbuhan Spirulina diikuti oleh nutrien

dan temperatur. Ketersediaan cahaya untuk setiap sel pada kultur fotoautotropik

merupakan fungsi dari intensitas serta lama pencahayaan dengan konsentrasi sel

atau kepadatan populasi (Richmond 1988). Kultivasi Spirulina dengan intensitas

cahaya 5400 lux dengan bantuan lampu TL (tube lamp) dapat menghasilkan

pertumbuhan yang maksimal setelah beberapa hari periode waktu kultur

(Vonshak 1985).

Kultivasi mikroalga pada media yang terbatas terdiri dari beberapa fase

pertumbuhan. Fase pertumbuhan tersebut meliputi fase lag, fase eksponensial,

fase penurunan laju pertumbuhan, fase stasioner, dan fase kematian (Fogg 1975).

Fase pertumbuhan tersebut dapat dilihat pada Gambar 2.

8

Gambar 2 Fase pertumbuhan sel alga (Fogg 1975) (1: fase lag; 2: fase eksponensial; 3: fase deklinasi; 4: fase stasioner; dan :5 fase kematian)

Fase lag ditandai dengan peningkatan populasi yang tidak terlalu nyata. Fase

ini juga disebut dengan fase adaptasi karena sel mikroalga sedang beradaptasi

terhadap media pertumbuhannnya. Fase selanjutnya adalah fase eksponensial

yang ditandai dengan tingginya laju pertumbuhan. Hal ini terjadi karena

mikroalga sedang aktif berkembangbiak (Fogg 1975).

Setelah pertumbuhan yang begitu cepat, kandungan nutrisi mulai berkurang

sehingga mulai mengalami penurunan laju pertumbuhan yang disebut sebagai fase

deklinasi. Menurut Diharmi (2001), berkurangnya nitrogen dan fosfat,

menurunnya konsentrasi CO2 dan O2, serta kenaikan pH medium menjadi faktor

dalam penurunan laju pertumbuhan pada fase ini.

Dua tahap selanjutnya dalam fase pertumbuhan mikroalga adalah fase

stasioner dan kematian. Fase stasioner, pada fase ini pertambahan jumlah populasi

seimbang dengan laju kematian sehingga seperti tidak ada penambahan populasi.

Pertumbuhan sel yang baru juga dihambat dengan keberadaan sel yang telah mati

dan faktor pembatas lainnya (Fogg 1975). Fase kematian ditandai dengan

penurunan produksi biomasa karena kematian dan sel lisis (Vonshak 1985).

2.2 Fikosianin

Fikosianin merupakan senyawa protein yang termasuk ke dalam kelompok

fikobiliprotein seperti fikosianin dan fikoeritrin. Seluruh kelompok

fikobiliprotein bersifat larut air dan membentuk struktur senyawa fikobilosom

yang melekat pada membran tilakoid. Struktur dari fikosianin bilin kromofor dan

bilirubin disajikan pada Gambar 3 (Chopra dan Bishnoi 2007).

9

Gambar 3 Struktur kimia fikosianin bilin kromofor (a) dan bilirubin (b).

Fikosianin menyerap warna jingga, merah terang, dan memancarkan warna

biru terang. Fikosianin umumya terdapat dalam divisi Rhodophyta (alga merah),

Cyanophyta (alga biru-hijau) dan Cryptophyta (alga kriptomonad). Pigmen biru

fikosianin memiliki absorbsi maksimum pada panjang gelombang 620 nm

(Richmond 1988). Fikosianin juga dapat dikatakan sebagai senyawa penyimpan

nitrogen dengan diketahuinya bahwa konsentrasi fikosianin tertinggi diperoleh

ketika Spirulina platensis dikultivasi pada konsentrasi nitrogen yang tinggi

(Boussiba dan Richmond 1979).

Fikosianin dari Spirulina, dapat menghambat radikal hidroksil

(IC50= 0,91 mg/ml) dan alkoksil (IC50 = 0,76g/ml ), menghambat peroksidasi

lemak pada mikrosomal hati dengan IC50 = 12 mg/ml (Romay et al. 1998); ekstrak

metanol fikosianin mampu menghambat lebih dari 95% proksidasi otak tikus

dengan IC50 = 180 mcg (Miranda et al. 1998); mempunyai aktifitas antioksidan

lebih besar dari -tokoferol, zeaxanthin, dan asam kafeiat pada basis molar

(Hirata et al. 2000). Aktivitas antioksidannya juga dibandingkan dengan ekstrak

mikroalga lainnya yaitu, ekstrak Chlorella, percobaan dengan metode DPPH

menunjukkan EC50 19,39 0,65 mol asam askorbat/g ekstrak Spirulina lebih

besar dibandingkan EC50 14,04 1,06 mol asam askorbat/g ekstrak Chlorella

(Wu et al. 2005).

2.2.1 Ekstraksi Fikosianin

Menurut Boussiba dan Richmond (1979), diketahui bahwa biomasa sel

Spirulina akan jauh lebih mudah larut dalam pelarut polar seperti pada air dan

buffer bila dibandingkan dengan pelarut kurang polar. Kandungan fikosianin

dalam biomasa sel juga tergantung banyak sedikitnya suplai nitrogen yang

dikonsumsi oleh Spirulina.

10

Fikosianin merupakan pigmen fotosintetik utama pada Spirulina disamping

peranannya sebagai penyimpan cadangan nitrogen dan asam amino. Fikosianin

merupakan protein yang bersifat larut air yang dapat dibebaskan secara sederhana

yaitu oleh penghancuran mekanis, seperti perlakuan pembekuan kemudian

dicairkan (freeze-thaw). Pada saat ini fikosianin dicanangkan sebagai bahan

pewarna alami bagi pangan dan kosmetik (Angka dan Suhartono 2000).

Fikosianin dapat diperoleh dengan mengekstrak serbuk biomasa

Spirulina fusiformis dengan buffer fosfat pH 7 dan dibaca absorbansinya pada

panjang gelombang 620 nm dengan buffer fosfat sebagai blanko. Kadar fikosianin

dihitung secara kuantitatif dengan cara menghitung absorbansi yang didapat dari

hasil ekstraksi (Lorenz 1998).

2.3 Diabetes Mellitus dan Hiperglikemia

Diabetes biasanya menunjukkan konsentrasi glukosa abnormal yang tinggi

dalam darah, kondisi ini disebut hiperglikemia (Lechninger 1982). Kadar gula

darah normal berkisar antara 60 mg/dl sampai 145 mg/dl. Tanda-tanda lain dari

diabetes melitus meliputi poliuria (banyak kemih), polidipsia (banyak minum),

polifagia (banyak makan), lemas, berat badan turun, dan kenaikan gula darah

puasa 140 mg/dl (Gibney et al. 2008).

Klasifikasi yang ada sekarang ini meliputi berbagai stadium klinis dan tipe

etiologi penyakit diabetes melitus serta kategori hiperglikemia lainnya, antara lain

Toleransi Glukosa Terganggu (TGT), Diabetes tipe 1, Diabetes tipe 2, Diabetes

gestasional, dan sindrom metabolik atau sindrom X, serta golongan resiko

statistik, yaitu semua orang dengan toleransi glukosa normal tetapi mempunyai

risiko yang lebih besar untuk mengidap DM (Gibney et al. 2008).

Kelompok toleransi glukosa terganggu (TGT, impaired glucose tolerant)

merupakan tahap terjadinya gangguan pada regulasi glukosa karena keadaan ini

dapat terlihat pada setiap kelainan hiperglikemia. Meskipun demikian, TGT

sangat berpotensi untuk berkembang menjadi pasien DM. Kasus TGT akan

menjadi kasus DM hingga 50% dalam waktu 2-12 tahun. Tanda-tanda TGT dapat

dikenali dengan mudah melalui pemeriksaan TTGO (Tes Toleransi Glukosa Oral)

dan kepada para penyandang TGT harus disarankan untuk mengambil

langkah-langkah pencegahan (Gibney et al. 2008).

11

Gangguan toleransi glukosa pada penderita diabetes antara lain disebabkan

menurunnya jumlah glukosa yang masuk ke dalam sel jaringan perifer dan

gangguan fungsi glukostatik dalam hati. Pada keadaan defisiensi insulin, jumlah

glukosa yang masuk ke dalam otot rangka, otot jantung, otot polos, dan jaringan

lain berkurang. Walaupun pengambilan glukosa oleh hati juga menurun, tetapi

hal ini tidak mempunyai efek secara langsung. Absorbsi glukosa dalam usus tidak

terpengaruh, demikian pula penyerapan kembali dari urin oleh sel-sel tubuli

ginjal. Pengambilan glukosa oleh sel-sel otak dan darah merah juga normal

(Pranadji et al. 1999).

Hormon insulin dalam kondisi normal berfungsi untuk membantu sintesis

glikogen dan menghambat output glukosa dari hati. Bila kadar gula dalam darah

meningkat, dalam keadaan normal sekresi insulin juga meningkat dan

glukoneogenesis akan menurun. Pada keadaan diabetes, fungsi ini tidak terdapat

sehingga terjadi gangguan toleransi glukosa (Pranadji et al. 1999).

Metabolisme glukosa dapat berjalan secara normal melalui mekanisme

timbal-balik hormon insulin-gukagon untuk menjaga kadar glukosa darah tetap

normal. Peranan insulin adalah membantu mengubah glukosa menjadi energi

bagi sel dengan cara mentransfer glukosa darah ke dalam sel-sel yang

membutuhkan. Glukosa dalam darah tidak dapat digunakan sebagai energi, untuk

itu glukosa harus ditranfer terlebih dahulu ke dalam sel melalui proses oksidasi

dalam sel (respirasi). Kemudian, jika kondisi tubuh sedang lapar, konsentrasi

glukosa darah menurun. Hormon glukagon, yang disekresikan oleh

sel pankreas, glikogen hati akan dipecah menjadi glukosa dan dilepaskan

kembali ke dalam darah untuk menjaga konsentrasi darah tetap normal

(Wijayakusuma 2006).

2.3.1 Efek hiperglikemia pada diabetes melitus

Peningkatan glukosa darah pasca makan (postprandial hyperglycemia)

merupakan awal terganggunya metabolisme yang terjadi pada DM tipe-2.

Kondisi ini mempercepat perkembangan penyakit diabetes melitus yang

disebabkan toksisitas glukosa dalam otot dan sel beta pankreas juga menginisiasi

perkembangan awal komplikasi mikrovaskular dan makrovaskular

(Lee et al. 2007).

12

Hiperglikemia dapat menyebabkan gejala-gejala yang diakibatkan oleh

hiperosmolaritas darah. Gula darah melebihi normal, sehingga gula ikut

dikeluarkan oleh ginjal. Keadaan dengan adanya glukosa dalam urin disebut

glukosuria. Gula yang bersifat menarik cairan ke dalam air kemih, akibatnya

volume air kemih berlebih dan penderita menjadi sering kencing. Keadaan ini

disebut poliuria. Kehilangan cairan yang berlebihan melalui urin menyebabkan

terjadinya hipovolemia. Hipovolemia akan mengakibatkan timbulnya rasa haus

sehingga penderita banyak minum atau polidipsia. Akibat adanya gangguan pada

transportasi gula ke sel-sel jaringan, terutama sel-sel otot, sel-sel tersebut akan

kekurangan energi. Disamping itu, adanya glukosuria berarti tubuh kehilangan

energi secara percuma. Tubuh kehilangan 4,1 kkal untuk setiap gram glukosa.

Penderita akan merasa lemas dan lapar, sehingga banyak makan. Hal ini disebut

polifagia. Konsumsi karbohidrat berlebih akan menutupi kehilangan ini dengan

mudah, tetapi sekaligus meningkatkan glukosa darah lebih lanjut dan

meningkatkan glukosuria. Hal ini akan mengakibatkan mobilisasi protein

endogen dan cadangan lemak sehingga terjadi penurunan berat badan

(Pranadji et al. 1999).

Salah satu pendekatan terbaik untuk menurunkan glukosa darah pasca makan

ialah dengan memperlambat absorpsi glukosa melalui penghambatan kerja

penghidrolisis karbohidrat seperti -glukosidase. Usaha menjaga tingkat glukosa

darah menjadi rendah atau normal dapat menurunkan angka penderita komplikasi

diabetes melitus (Lee et al. 2007).

2.3.2 Pengobatan Diabetes Melitus

Diabetes melitus (DM) merupakan penyakit yang tidak dapat disembuhkan,

tetapi dapat dikontrol. Pengendalian DM dapat dilakukan dengan perencanaan

diet, latihan jasmani, penyuluhan atau pendidikan kesehatan, serta pemberian obat

hipoglikemik. Obat antidiabetes oral maupun suntikan, khususnya untuk diabetes

tipe 2, karena obat diperlukan jika perencanaan diet dan olahraga jasmani tidak

dapat mengendalikan kadar glukosa darah. Obat hipoglikemik oral dibagi dalam

5 golongan (Subroto 2009), antara lain:

13

(1) golongan sulfonilurea, obat ini bekerja dengan cara merangsang sel

-pulau Langerhans pankreas untuk mensekresikan insulin. Contohnya

glibenclamide dan glibonuride;

(2) golongan biguanid, mekanisme kerja obat ini adalah mengurangi resistensi

insulin, sehingga glukosa dapat memasuki sel-sel hati, otot, dan organ tubuh

lainnya. Contoh obat yang termasuk dalam golongan ini adalah metformin,

phenformin, dan buformin.

(3) golongan thiazolidinedion, mekanisme kerjanya sama dengan derivat

biguanid. Contoh obat golongan ini adalah troglitazone.

(4) golongan miglitinida, obat ini bekerja dengan cara merangsang sekresi

insulin dari pankreas segera setelah makan. Contoh obat golongan ini adalah

replaginida. Efek samping dari penggunaan obat ini meliputi hipoglikemia

dan kenaikan berat badan.

(5) golongan inhibitor -glukosidase, mekanisme kerja obat golongan ini

adalah dengan menginhibisi secara reversibel kompetitif terhadap enzim

hidrolase -amilase pankreatik dan enzim-enzim pencernaan di usus halus

seperti isomaltase, sukrase, dan maltase. Enzim-enzim ini berperan pada

hidrolisis karbohidrat makanan menjadi glukosa dan monosakarida lainnya.

Obat yang termasuk dalam golongan ini antara lain adalah Acarbose dan

Miglitol.

Acarbose (merek dagang Precose dan Glucobay) adalah inhibitor

-glukosidase. Mekanisme kerja inhibitor -glukosidase adalah dengan

memperlambat pemecahan disakarida, polisakarida, dan karbohidrat kompleks

lainnya menjadi monosakarida (Sugiwati 2005).

Pembuatan glukosa secara enzimatis dan absorpsi glukosa selanjutnya

ditunda, dan dalam kondisi setelaah makan nilai glukosa darah yang tinggi pada

penderita diabetes tipe II, dapat dikurangi dengan IAG. IAG tidak mencegah

absorpsi karbohidrat dan gula kompleks, tetapi menunda absorpsinya.

Kelemahannya adalah harus dimakan bersama makanan dan mempunyai efek

samping pada pembentukan gas di perut, kembung, diare, dan kram usus

(Lee et al. 2007).

14

2.3.3 Tes Toleransi Glukosa

Diagnosis yang digunakan dalam mengidentifikasi penyakit diabetes melitus

dapat dilakukan dengan pemeriksaan darah. Standardisasi kriteria oleh

the National Diabetes Data Group of the USA (NDDG) dan komite pakar

organisasi kesehatan dunia (WHO) menghasilkan keseragaman hingga taraf

tertentu bagi berbagai penelitian global terhadap kelainan metabolik tersebut.

Kriteria diagnosis yang lebih sensitif ditunjukkan oleh uji toleransi glukosa

(Gibney et al. 2008).

Tes ini memerlukan puasa 12-18 jam sebelum darah diambil untuk

pemeriksaan. Puasa adalah keadaan tanpa suplai makanan (kalori) selama

minimum 8 jam, tetapi tetap diperbolehkan minum air putih. Jadi, bukan puasa

makan dan minum seperti yang biasa dilakukan. Berdasarkan American Diabetes

Association (ADA) 1998, terdapat dua tes yang dapat dijadikan sebagai dasar

diagnosis terhadap diabetes mellitus yang didasarkan pada pemeriksaan kadar

glukosa plasma vena, yaitu kadar glukosa darah sewaktu (tidak puasa)

200 mg/dL; dan kadar glukosa darah puasa 126 mg/dL. Pada tes toleransi

glukosa oral (TTGO), kadar glukosa darah yang diperiksa kembali setelah 2 jam

(Wijayakusuma 2006).

Glukosa pada penderita diabetes menumpuk di dalam darah, terutama pada

keadaan setelah makan. Apabila pada penderita diabetes diberikan glukosa secara

oral dengan dosis tertentu (75 g glukosa) maka gula darahnya akan meningkat

lebih tinggi dari orang normal dan turunnya pun juga lebih lambat. Tes ini

disebut sebagai tes toleransi glukosa oral (Pranadji et al. 1999).

Metode TTGO merupakan kriteria diagnosis yang paling sensitif dan

menghasilkan keseragaman hingga taraf tertentu bagi berbagai penelitian global

terhadap kelainan metabolik tersebut. Prinsip yang digunakan dalam metode

TTGO adalah mengukur kemampuan tubuh untuk menggunakan glukosa. Kadar

glukosa darah ditingkatkan dengan pemberian sukrosa secara oral. Kurva

Toleransi Glukosa Oral (TGO) akan meningkat tajam dan mencapai puncaknya

dalam waktu 60 menit, setelah pemberian sukrosa. Kurva menurun perlahan dan

mencapai kadar glukosa darah normal setelah 2-3 jam (Gibney et al. 2008).

15

2.4 Penentuan kadar glukosa darah dengan Glucose Test Strip

Kadar glukosa darah dapat ditentukan menggunakan prinsip reaksi enzimatik

yang terjadi pada glucose test strip. Reaksi yang terjadi adalah reaksi enzimatik

glukosa darah dengan enzim glukosa oksidase dan peroksidase yang dilapis pada

kertas strip. Pada metode ini kertas strip dilapisi dengan membran selulosa tipis

yang permeabel hanya untuk molekul-molekul kecil seperti glukosa. Persamaan

reaksi enzimatik dari glukosa dengan enzim glukosa oksidase dan peroksidase

(Soetarno et al. 1999) dapat dituliskan sebagai berikut:

-D-Glukosa + O2 + H2O H2O2 + asam glukonat

H2O2 + kalium iodida iodin + H2O

Apabila setetes darah dikenakan pada kertas strip, maka dengan adanya

oksigen, glukosa darah dioksidasi secara enzimatik oleh glukosa oksidase

menghasilkan hidrogen peroksida dan asam glukonat. Selanjutnya, peroksidase

mengkatalis reaksi hidrogen peroksida dengan kromogen kalium iodida

menghasilkan iodin yang berwarna coklat. Intensitas warna yang terbentuk

adalah sebanding dengan jumlah glukosa dalam tetesan darah.

2.5 Model Hewan Percobaan Diabetes Mellitus

Hewan Diabetes Melitus (DM) dapat dijadikan sebagai model dari penyakit

ini pada manusia. Pada kenyataannya tidak ada gejala diabetes melitus pada

hewan yang tepat sama dengan tipe DM pada manusia (Soetarno et al. 1999).

Gejala diabetes melitus yang paling umum dijumpai pada hewan adalah

berupa obesitas, hiperinsulinemia, dan resistensi insulin. Diabetes Mellitus (DM)

selain terjadi secara spontan juga dapat dibuat secara eksperimental dengan

infeksi virus, atau melalui pemberian hormon dan senyawa kimia (Subroto 2009).

Model hewan DM baik spontan dan eksperimental dapat digunakan secara

efektif untuk mempelajari komplikasi, pengobatan, dan pencegahan DM.

Penggunaan senyawa kimia untuk menginduksi hewan menjadi DM

memungkinkan mempelajari secara mendalam proses-proses biokimia, hormonal,

dan morfologi yang terjadi selama dan setelah induksi senyawa kimia tersebut

pada hewan. Senyawa kimia yang telah dipelajari secara ekstensif mampu

menginduksi hewan coba menjadi DM, antara lain, aloksan dan streptozotocin.

glukosa oksidase

peroksidase

16

Kedua senyawa ini merusak sel -pulau Langerhans pankreas, sehingga

menyebabkan hiperglikemia permanen (Sugiwati S. 2005).

Tikus telah banyak digunakan dalam penelitian tentang neoplasia, daya kerja

obat, toksikologi, caries gigi, metabolisme lemak, manfaat vitamin, tingkah laku,

alkoholisme, sirosis, arthritis, phenylketonuria, penyakit kuning, intoleransi

fruktosa, hipertensi, diabetes, dan beberapa penyakit menular (Smith dan

Mangkoewidjojo 1988).

Tikus putih telah lama digunakan untuk penelitian karena hewan ini telah

diketahui sifat-sifatnya dengan sempurna, mudah dipelihara dan cocok untuk

berbagai macam penelitian. Tikus putih (Rattus novergicus) yang dapat

digunakan untuk percobaan terdiri dari beberapa galur atau varietas yang memilki

ciri spesifik, antara lain galur Sprague-dawley yang berwarna albino putih,

berkepala kecil, dan ekornya lebih panjang daripada kepalanya; galur Wistar yang

dicirikan dengan kepala besar dan ekor yang lebih pendek; dan galur long-evans

yang lebih kecil dari tikus putih dan memiliki warna hitam pada kepala dan tubuh

bagian depan (Malole dan Pramono 1999).

Secara garis besar, fungsi dan bentuk organ, proses biokimia dan biofisik

antara tikus dan manusia memiliki banyak kemiripan. Perbedaan antara tikus dan

manusia antara lain terdapat pada struktur dan fungsi plasenta tikus; tingkat

pertumbuhan tikus yang lebih cepat dari manusia; kekurangpekaan tikus pada

senyawa neurotoksik dan teratogen. Secara umum, karakteristik fisiologis tikus

disebutkan dalam Tabel 2.

Tabel 2 Nilai fisiologis tikus

Kriteria Nilai

Berat badan dewasa jantan 450-520 g

Berat badan dewasa betina 250-300 g

Berat lahir 5-6 g

Suhu tubuh 35,9-37,5 C

Konsumsi makanan 10 g/100 g/hari

Konsumsi air minum 10-12 ml/100 g/hari

Volume darah 54-70 ml/kg

Protein serum 5,6-7,6 g/dl

Glukosa serum 50-135 mg/dl Sumber: Malole dan Pramono (1989)

17

Beberapa karakteristik anatomis dan fisiologis tikus Sprague Dawley

(Malole dan Pramono 1989), antara lain:

1) Rumus gigi tikus Sprague Dawley adalah 2 (I 1/1, M 3/3) = 16. Gigi seri

tumbuh terus menerus. Tikus akan menggigit atau menjepit dengan gigi

serinya yang tajam jika salah penanganan.

2) Esofagus masuk ke lambung melewati lubang yang kecil karena ada lipatan

jaringan pada lambung. Karena struktur anatomis tersebut, tikus tidak mampu

muntah.

3) Seperti kuda, tikus tersebut tidak mempunyai kantung empedu.

4) Paru-paru kiri terdiri dari satu lobus sementara paru-paru kanan terdiri atas

empat lobus.

5) Tikus memiliki lima pasang kelenjar susu. Distribusi jaringan mammae

tersebar, dari garis tengah ventral melewati panggul, toraks dan bagian leher.

6) Uretra tikus betina tidak berhubungan dengan vagina atau vulva.

7) Kelenjar membran niktitasi (kelenjar Harderian) merupakan kelenjar lakrimal

terpigmentasi yang teletak di belakang bola mata, melingkari saraf optik.

Hasil sekresi dari kelenjar ini kaya akan lemak dan porfirin. Meskipun

banyak spesies lain memiliki kelenjar Harderian, pada tikus kelenjar ini

memiliki fungsi khusus. Selama masa stress dan atau sakit tertentu, air mata

mengalir dan mewarnai wajah di sekitar mata dan hidung. Ketika air mata

mengering, pigmen tersebut memberikan warna seperti darah kering. Pigmen

tersebut akan berpendar saat dipaparkan pada sinar ultraviolet dan

mengandung sedikit darah atau tidak sama sekali.

8) Respon tikus terhadap penurunan suhu ruang/kandang berupa termogenesis

tanpa gemetar. Sedangkan saat suhu kandang meningkat, terjadi vaskularisasi

pada ekornya yang panjang, yang juga berperan sebagai organ

termoregulator. Sebagian besar termogenesis tersebut terjadi pada jaringan

lemak yang coklat, konsentrasi yang paling tinggi ditemukan pada jaringan

subkutan di antara skapula.

Hewan uji yang digunakan dalam penelitian ini adalah tikus jantan putih

(Rattus norvegicus) galur Sprague Dawley berumur sekitar delapan minggu.

Tikus Sprague Dawley dipilih karena tikus ini secara garis besar mempunyai

18

banyak kemiripan dengan manusia meliputi fungsi, bentuk organ, proses

biokimia, dan biofisik. Penggunaan tikus Sprague Dawley dalam studi kesehatan

dan penyakit pada manusia, merupakan model yang sangat bagus untuk

toksikologi, reproduksi, farmakologi dan tingkah laku. Esofagus pada tikus

Sprague-Dawley masuk ke lambung melewati lubang kecil karena terdapat lipatan

jaringan lambung sehingga tikus tidak mampu muntah. Tikus ini juga mudah

diperoleh dan telah banyak digunakan dalam penelitian (Smith dan

Mangkoewidjojo 1988).

Galur Sprague Dawley yang umum digunakan untuk penelitian mempunyai

ciri berwarna putih albino, berkepala kecil dan ekornya lebih panjang dari

badannya (Malole dan Pramono 1989). Tikus betina tidak digunakan karena

terdapat siklus hormonal bulanan yang dapat memberikan pengaruh terhadap

kadar glukosa darah yang akan diukur. Tikus dikandangkan dalam kandang

individual yang terbuat dari plastik dengan penambahan alas berupa sekam.

Siklus gelap dan terang terjadi secara alami. Kondisi lingkungan diupayakan

pada suhu 222C dengan pemberian kipas angin. Hal ini sesuai dengan

pernyataan Derelanko et al. (1994) bahwa suhu kandang yang baik untuk tikus

berkisar antara 64,4-78,8F (18-26C).

2.6 Flavonoid dan aktivitas antidiabetes

Flavonoid adalah senyawaan fenol yang paling banyak ditemukan di alam

karena sekitar 2% dari semua karbon yang disintesis tumbuhan diubah menjadi

flavonoid. Struktur dasar dari flavonoid terdiri dari 15 atom karbon dengan

konfigurasi C6-C3-C6 yaitu dua cincin aromatik yang dihubungkan dengan

3 karbon yang dapat atau tidak membentuk cincin ketiga (Markham 1988).

Flavonoid merupakan senyawa polar karena memiliki gugus hidroksil yang

tidak tersubstitusi. Sifat fisik ini menjadikannya larut dalam pelarut polar seperti

etanol, metanol, etil asetat, atau campuran pelarut dapat digunakan untuk

mengekstrak flavonoid dari jaringan tumbuhan.

Berbagai penelitian menyebutkan bahwa senyawa flavonoid berperan sebagai

antidiabetes. Senyawa golongan flavonol dan flavon, yaitu kuersetin dan krisin,

menunjukkan sifat antidiabetes pada uji in vivo menggunakan tikus. Daya inhibisi

kuersetin jauh lebih tinggi daripada krisin, disebabkan adanya substituen gugus

19

hidroksil pada posisi 3 (Lucacinova et al. 2008). Deqiang et al. (2003) telah

mempelajari mengenai antidiabetes pada tanaman Opuntia dillenii. Hasil

penelitiannya menunjukkan bahwa komponen flavonoid yang mempunyai fungsi

sebagai antidiabetes adalah flavonol. Hal ini juga diteliti oleh Sugiwati (2005),

yang melaporkan bahwa ekstrak air rebusan buah mahkota dewa tua memberikan

hasil lebih baik daripada ekstrak metanol dalam pengujian secara in vivo sebagai

antihiperglikemik dengan tes toleransi glukosa oral pada tikus putih jantan.

Mekanisme penurunan kadar glukosa pada penelitian ini adalah melalui inhibisi

secara reversible kompetitif terhadap enzim -glukosidase oleh ekstrak tersebut.

Komponen aktif yang berperan di dalamnya adalah flavonoid, fenol, dan tanin.