inhibición migratoria y actividad sobre

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA

DE MÉXICO

FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLAN

“INHIBICIÓN MIGRATORIA Y ACTIVIDAD SOBRE

LARVAS ENQUISTADAS DE Toxocara canis DE UN

PRODUCTO FORMULADO A BASE DE

IVERMECTINA DE LIBERACIÓN CONTROLADA

EN RATONES DE LA CEPA CD-1 CON INFECCIÓN

INDUCIDA”

T E S I S

QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE:

QUÍMICO FARMACÉUTICO BIÓLOGO

P R E S E N T A :

AXEL ANTONIO RAMIREZ CORREA

ASESOR: M. en C. JUAN PABLO MARTÍNEZ LABAT

CUAUTITLAN IZCALLI, ESTADO DE MÉXICO. 2014

UNAM – Dirección General de Bibliotecas

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FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLÁN UNIDAD DE ADMINISTRACIÓN ESCOLAR

DEPARTAMENTO DE EXÁMENES PROFESIONALES

VNI VEI\-' DAD rlAC)OliAR. AV'JólioMA DE

}\1[)Uc:,O ASUNTO: VOTO APROBATORIO

M. en C. JORGE ALFREDO CUELLAR ORDAZ DIRECTOR DE LA FES CUAUTJTLAN PRESENTE

ATN: M. EN A.ISMAEL HERNÁNDEZ MAURICIO Jefe del ~píiitanieÍito de Exámenes Profesionales de la FES Cuautitlá n.

Con base en el Reglamento General de Exámenes, y la Dirección de la Facultad, nos permitimos a comunicar a usted que revisamos el : Trabajo de Tesis

Inhibición migratoria y actividad sobre larvas enquistadas de Toxocara canis de un producto formulado a base de Invermectina de liberación controlada en ratones de la Cepa CD·1 con infección inducida

Que presenta el pasante: Alcel Antonio Ramírez Correa Con número de cuenta: 305058579 para obtener el Título de: Químico Farmacéutico Biótogo

Considerando que dicho trabajo reúne los requisitos necesarios para ser discutido en el EXAMEN PROFESIONAL correspondiente, otorgamos nuestro VOTO APROBATORIO.

ATENTAMENTE "POR MI RAZA HABLARA EL ESpjRITU" Cuautitlán Izcalli, Méx. a 12 de Junio de 2014.

PROFESORES QUE INTEGRAN EL JURADO

NOMBRE

PRESIDENTE M. en C. .luan Pablo Martínez Labat

VOCAL MFC. Ma. Eugenia R. Posada Gatarza

SECRETARIO MFC. Cecilia Hernández Barba

ler. SUPLENTE QFB. Raquel Ma. del Refugio Tapia Romero

2do. SUPLENTE QFB. Maria Verónica Vázguez Cianea

NOTA: los sinodales suplentes está n obligados a presenta rse el día y hora del Examen Profesional (art. 127).

HMI/iac

FIRMA

AGRADECIMIENTOS.

El presente trabajo es el resultado de la dedicación, tiempo, aprendizaje y esfuerzo empeñado

desde el inicio de mi formación académica. Durante el cual nunca estuve solo, fui acompañado

por gente que siempre ha estado dispuesta a darme aliento y consejos para continuar y

culminar cada proyecto de mi vida y sobretodo este trabajo.

Ha esas personas hoy quiero decirles:

¡GRACIAS!

Gracias padres:

Que aunque cada uno de ustedes tiene su forma muy especial de enseñanza para la vida me

han dado los ejemplos y valentía para lograr cada una de mis metas, siempre podrán contar

con mi presencia y los frutos generados por sus lecciones, apoyo, lágrimas y todo lo

invertido para lograr mi éxito, los respeto y los amo.

Abuela:

Muchísimas gracias por darme los valores, los conocimientos, los hábitos y el poder de

soñar, siendo estos la base de mi persona con la que eh forjado mi actitud y mi carrera

profesional, sin ti no fuera yo, te amo.

Mónica:

Mil gracias por aceptarme en tu vida y en tu corazón, gracias a ti nunca me deje vencer por

el estrés, los problemas o los obstáculos que se presentaron durante el trayecto, y con esto,

lograr culminar este desafío, sin tu ayuda hubiera estado al límite de tirar la toalla, aún

recuerdo cada día que visitabas el laboratorio y juntos hacíamos el trabajo sucio,

muchísimas gracias por las imágenes aportadas, y por cada día en el que fuiste mi mejor

equipo, ayudante, compañía, espectador, y sobre todo una gran aprendiz, siempre estaré

agradecido te amo inmensamente.

M. en C. Juan Pablo Martínez Labat.

Muchas gracias por todas las enseñanzas, buenos ejemplos y sobretodo la amistad que me

ha brindado durante el proyecto y durante las clases en las que pude ser su alumno, gracias

a su dedicación y amor por la enseñanza conseguí el material necesario para trabajar en el

proyecto. Nunca olvidare las 200 horas invertidas para conseguirlo, siempre estaré

agradecido.

A mis amigos y hermanos:

Los cuales siempre han estado en las malas y en las buenas, con los cuales puedo reír en

estos momentos por cada momento en los que llegue a perder la cordura, gracias por su

paciencia y comprensión.

UNAM:

No se puede concluir este pequeño espacio dedicado a esos pilares con los que sin su

aportación hubiera sido imposible culminar este trabajo, en el cual tengo que mencionar a

la hermosa y gran institución que me abrió sus puertas en cada momento y la que me

brindó la oportunidad de obtener conocimientos de maestros y doctores con un enorme

amor por su trabajo. Gracias Universidad Nacional Autónoma de México seré uno más de

tus orgullos.

Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán - U.N.A.M

Axel Antonio Ramírez Correa

I

ÍNDICE GENERAL

ÍNDICE GENERAL ....................................................................................................................... I

ÍNDICE DE FIGURAS ................................................................................................................. II

ÍNDICE DE TABLAS .................................................................................................................. III

ÍNDICE DE GRAFICAS ............................................................................................................ IV

ABREVIATURAS. ...................................................................................................................... IV

1. RESUMEN .................................................................................................................................. 1

2. INTRODUCCIÓN ...................................................................................................................... 3

3. GENERALIDADES. .............................................................................................................. 4

3.1TOXOCARIASIS. ................................................................................................................. 5

3.2 MORFOLOGIA DE Toxocara canis. .................................................................................. 8

3.2.1 Huevos. ............................................................................................................................... 8

3.2.2 Larvas. ................................................................................................................................ 9

3.2.3 Adultos. ............................................................................................................................ 11

3.3 CICLO BIOLOGICO. ....................................................................................................... 13

3.4 PATOGENIA Y MANIFESTACIONES CLINICAS. .................................................... 14

3.5 DIAGNÓSTICO ................................................................................................................. 19

3.6 ANTIPARASITARIOS EMPLEADOS CONTRA LA TOXOCARIASIS. .................. 20

3.6.1 Bencimidazólicos ............................................................................................................. 20

3.6.2 Tetrahidropirimidinas ....................................................................................................... 22

3.6.3 Imidazotiazóliticos............................................................................................................ 23

3.6.4 Lactonas macrocíclicas ..................................................................................................... 23

3.7 IVERMECTINA ................................................................................................................. 23

3.7.1 Origen y química. ............................................................................................................. 25

3.7.2 Acción Farmacológica ...................................................................................................... 26

3.7.3 Farmacodinamia ............................................................................................................... 26

3.7.4 Farmacocinética ................................................................................................................ 28

3.7.4.1 Absorción ............................................................................................................... 28

3.7.4.2 Distribución ............................................................................................................ 28

3.7.4.3 Biotransformación .................................................................................................. 29

3.7.4.4 Excreción ................................................................................................................ 29

3.7.5 Posología y usos terapéuticos ........................................................................................... 30

3.7.6 Reacciones adversas. ........................................................................................................ 30



II

3.7.7 Contraindicaciones ........................................................................................................... 32

4. OBJETIVOS ............................................................................................................................. 33

4.1 Objetivo general.................................................................................................................... 33

4.2 Objetivos específicos. ........................................................................................................... 33

5. MATERIALES Y MÉTODOS. ............................................................................................... 34

5.1 Material y equipo de laboratorio........................................................................................... 34

5.2 Reactivos y soluciones .......................................................................................................... 34

5.3 Material biológico. ................................................................................................................ 35

5.4 Animales para experimentación. .......................................................................................... 35

5.5 Inóculo. ................................................................................................................................. 36

5.6 Material farmacológico. ........................................................................................................ 36

5.7 Determinación de viabilidad. ................................................................................................ 36

5.8 Grupos experimentales. ........................................................................................................ 36

6. RESULTADOS ......................................................................................................................... 39

7. ANALISIS DE RESULTADOS Y DISCUSIÓN. .................................................................. 53

8. CONCLUSIONES .................................................................................................................... 61

9. BIBLIOGRAFIA ...................................................................................................................... 62

10. ANEXOS ................................................................................................................................. 71

10.1 Diagrama de flujo. .............................................................................................................. 71

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Ultrasonido de ojo que muestra una larva 3 de Toxocara spp.. ...................................... 7

Figura 2. Huevos embrionados de T. canis. ................................................................................... 8

Figura 3. Huevo de T. canis sin embrionar). .................................................................................. 9

Figura 4. Larva de T. canis. Se observa la eclosión de L-2 ........................................................... 9

Figura 5. Esquema representativo de la morfología de una Larva de T. canis ............................ 10

Figura 6. Microscopia Electrónica de barrido de T. canis. .......................................................... 12

Figura 7. Adultos de T. canis. ...................................................................................................... 12

Figura 8. Ciclo biológico de T. canis.. ......................................................................................... 14

Figura 9. Ciclo biológico de T. canis en el ser humano ............................................................... 19

Figura 10. Relación de pruebas auxiliares para el diagnóstico y el monitoreo de la evolución

del tratamiento de la toxocariasis humana ............................................................................ 20



III

Figura 11. Estructura química de la Ivermectina ......................................................................... 25

Figura 12. Modo de acción de las avermectinas .......................................................................... 27

Figura 13. Destino metabólico de la Ivermectina.. ...................................................................... 29

Figura 14. Cajas para mantenimiento de los animales de experimentación ................................ 35

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1. Número total de huevos de Toxocara canis en volúmenes de 50 μL utilizados para el

inóculo. .................................................................................................................................. 39

Tabla 2. Número de larvas de Toxocara canis recuperadas de los diferentes tejidos en el grupo no

inoculado y no tratado (Control positivo). ............................................................................ 40

Tabla 3. Número de larvas de Toxocara canis recuperadas de los diferentes tejidos en el grupo

tratado 3 días antes de la inoculación (Grupo tratado previamente). .................................... 41

Tabla 4. Número de larvas de Toxocara canis recuperadas de los diferentes tejidos en el grupo 1

(inoculado, tratado y sacrificado 30 días después). ............................................................... 42






(inoculado, sometido a dos tratamientos con ivermectina y sacrificado 30 días después de la

segunda administración) ........................................................................................................ 45


(inoculado, sometido a dos tratamientos con ivermectina y sacrificado 60 días después de la

segunda administración) ........................................................................................................ 46

Tabla 9. Número de larvas de Toxocara canis recuperadas en los diferentes órganos de los

animales de todos los grupos durante la experimentación. ................................................... 47

Tabla 10. Promedio y porcentaje de reducción de larvas de T. canis encontradas en los diferentes

grupos que recibieron tratamiento. ........................................................................................ 48

Tabla 11. Cantidades totales de larvas encontradas en cada ratón de los diferentes grupos

utilizados durante el experimento. ........................................................................................ 49



IV

Tabla 12. Tabla de ANOVA para larvas encontradas en cada ratón de los diferentes grupos

experimentales. ...................................................................................................................... 50

ÍNDICE DE GRAFICAS

Grafica 1. Gráfica comparativa de las cantidades de larvas de Toxocara canis recuperadas en los

tejidos de los animales de los diferentes grupos durante el experimento.............................. 47

Grafica 2. Gráfica comparativa del porcentaje de eficacia para la eliminación de las larvas de

Toxocara canis en los diferentes grupos durante el experimento. ........................................ 48

ABREVIATURAS.

L-1 Larva uno.

L-2 Larvas dos.

L-3 Larva tres.

T. canis Toxocara canis.

LMO Larva migrans ocular.

LMV Larva migrans visceral.

NT Neurotoxocariasis.

GABA Ácido gamma amino butírico.

Cl- Canales de cloro.

ATP Adenosín Trifosfato.

SNC Sistema Nervioso Central.

ANOVA Análisis de varianza.

Fig. Figura



1

1. RESUMEN

Este trabajo se desarrolló para evaluar la actividad de una formulación a base de ivermectina

con tecnología de liberación controlada para la prevención y el control de la infección por larvas

de Toxocara canis en hospederos paraténicos.

Se usaron 8 grupos de 10 ratones CD-1, de los cuales 5 se inocularon con 500 huevos

larvados de Toxocara canis dejando evolucionar la infección treinta días antes de aplicar el primer

tratamiento con ivermectina a dosis de 200 μg/kg vía subcutánea, después de 30 días del

tratamiento se sacrificó a los grupos control negativo, control positivo y grupo 1 (inoculado, tratado

una vez y sacrificado 30 días después), posteriormente se sacrificó al grupo 2 y 3 a los 60 y 90 días

post tratamiento respectivamente. De cada uno de los animales sacrificados se extrajeron el

cerebro, corazón, pulmones, hígado, riñones y músculo esquelético. Cada uno de los órganos se

sometió a digestión artificial para liberar las larvas y cuantificarlas mediante observación

microscópica directa del sedimento de cada órgano digerido. A los 90 días se realizó un segundo

tratamiento a los grupos 4 y 5 los cuales fueron sacrificados 30 y 60 días después del segundo

tratamiento y sometidos a la misma secuencia descrita para los grupos 1, 2 y 3. Para establecer el

nivel potencial de inhibición de migración de larvas un grupo inoculado se trató con el mismo

fármaco y misma dosis (200 μg/kg vía subcutánea) y treinta días después se inocularon con 500

huevos larvados del nematodo, 30 días después se sacrificaron y se sometieron a la misma

secuencia descrita para los 7 grupos restantes sometiendo los resultados, una vez organizados, a un

análisis estadístico con la técnica de análisis de varianza y la prueba de Tukey, con el fin de

establecer las diferencias entre los diversos grupos, por otra parte el porcentaje de eficacia se

obtuvo por medio de la ecuación de Wescot.

Analizando los resultados se determinó una eficacia sobre la inhibición migratoria de larvas

del 94.25% y una disminución significativa de larvas desde el primer tratamiento de un 64.52%

hasta un máximo de 93.13% en el segundo tratamiento. Para cerebro y músculo esquelético, que

son los órganos con mayor presencia de larvas, se encontró una inhibición del 83.5% y del 95.6%

respectivamente, posteriormente se observó un efecto de eliminación para estos órganos que varío

del 43.7% para cerebro al 65.3% para músculo, en el primer tratamiento, terminando con un

porcentaje de eliminación para cerebro y músculo de 92.03% y 90.06% respectivamente. Los



2

resultados obtenidos se mantienen en el rango de efectividad esperado respecto a otros productos

y estrategias de uso convencional, con el beneficio de que la tecnología de liberación controlada

permite reducir la frecuencia de tratamientos preventivos alcanzando el 94.25% de inhibición de

larvas en el modelo utilizado.



3

2. INTRODUCCIÓN

Los perros fueron unos de los primeros animales que el hombre domesticó, es muy probable

que por largo tiempo usara animales parecidos como alimento, pero luego debió desarrollar

afinidad por ellos y los integró a su entorno cotidiano. A lo largo de la evolución de la sociedad

humana, el perro ha sido integrado a diversas ocupaciones como la caza, rastreo, manejo de

animales, guardia, en espectáculos y la más importante como mascotas, que en la actualidad han

establecido una profunda relación con muchos seres humanos que los ha llevado a integrarse a los

grupos familiares (López y Mejía, 2002). Esta relación ha favorecido que varias de las

enfermedades que afectan a los perros pueden ser transmitidas al hombre, entre esas enfermedades,

las parasitosis resultan muy comunes.

La ivermectina (lactona macrocíclica semisintética de alto peso molecular resultado de la

fermentación bacteriana del Streptomyces avermectilis) se ha empleado en el tratamiento

preventivo y curativo contra nematodos intestinales y contra algunos ectopárasitos del perro, como

los ácaros (productores de sarna) y las garrapatas (trasmisoras de la enfermedad de Lyme y fiebre

manchada en los humanos). Este fármaco se usa, en el mayor de los casos, en aplicaciones

mensuales (hasta por 6 meses) para combatir al parásito Toxocara canis (nematodo causante de

toxocariasis en perros y en humanos), con una eficacia de hasta el 88% empleando formulaciones

convencionales en las que el principio activo es degradado y excretado en cuestión de días.

En la actualidad la búsqueda de tratamientos preventivos y curativos para la toxocariasis,

enfermedad que afecta a los humanos, sobre todo a niños menores de 5 años, ha llevado a

investigadores y científicos de todo el mundo a desarrollar formulaciones con tecnología de

liberación controlada que dan un margen de persistencia del principio de hasta 90 días. Debido a

lo anterior resulta de gran interés estudiar los efectos de estas formulaciones, por lo cual, el presente

trabajo se basa en la utilización de un antiparasitario, para inhibir y eliminar el desarrollo de larvas

de Toxocara canis en ratones machos de la cepa CD-1 con infección inducida, usando una

formulación comercial de liberación controlada a base de ivermectina.



4

3 GENERALIDADES.

El parasitismo se presenta en todos los organismos, los hospederos proporcionan al parásito

alimento y protección. El fenómeno parasitario se ha producido gradualmente a lo largo de la

evolución de los organismos logrando que estos desarrollen adaptaciones integrales en su cuerpo,

los parásitos tienen un papel importante en la regulación de las poblaciones animales, ya que en

determinadas ocasiones afectan su desarrollo y en otras los matan. Los parásitos pueden estar

presentes prácticamente en todos los tejidos de los hospederos, la zona más afectada es el tubo

digestivo. Hay una tendencia a establecer un equilibro entre los parásitos y sus hospederos que

generalmente es muy precaria. La gran mayoría de los hospederos pueden vivir toda su vida

sufriendo escaso perjuicio cuando el parásito está bien adaptado (López y Mejía, 2002). Las

afecciones causadas por los parásitos al hospedero se pueden dividir en reacciones de los tejidos

del hospedero inducidas por lesiones directas inflingidas por ellos, irritación causada por el mismo

o por sustancias tóxicas producidas por éste y liberadas dentro del organismo hospedador; efectos

mecánicos, como la presión ejercida sobre ciertos órganos o por el bloqueo de conductos vitales;

sustracción de sustancias esenciales para la salud del hospedero; introducción en el hospedero de

bacterias, virus u otros parásitos y respuestas inmunes (López y Mejía, 2002). Los efectos de los

parásitos sobre sus hospederos no son, en esencia, diferentes a los causados por las bacterias o

virus. Están regidos al igual que estos, por factores como: el número que logra establecerse en el

hospedero; el sitio que ocupan dentro del hospedero o en su exterior; la naturaleza del daño

infligido y la naturaleza de la reacción del hospedero hacia el organismo parasitarios (López y

Mejía, 2002).

En el caso de los perros el espectro de organismos parasitarios abarca varios grupos

taxonómicos, con números variables de especímenes. Entre estos puede citarse protozoarios como:

Giardia, Isospora, Sarcocystis, Trypanosoma cruzi, y Babesia canis, helmintos como: Taenia spp,

Dipylidium, Echinococcus, Dirofilaria, Ancylostoma, Toxocara, Strongyloides, Spirocerca,

Trichuris y artrópodos como: Heterodoxus, Trichodectes, Linognathus, Ctenocephalides,

Sarcoptes, Demodex, Amblyomma, Bophilus, Dermacentor, Rhipicephalus, Ornithoros y Otobius

(López y Mejía, 2002).



5

Uno de los nematodos que afecta a perros, resultando de relevancia por su frecuencia,

impacto y potencial zoonótico es Toxocara canis el cual es objeto de estudio en este trabajo. Su

potencial zoonótico se debe a la profusa contaminación del ambiente con huevos de este parásito,

especialmente en áreas públicas (jardines, banquetas, camellones, jardineras) y los patios y jardines

de las casas particulares (Vásquez y col 1996).

Considerando la importancia de la toxocariasis y su papel zoonótico, se deben tomar en

cuenta varias acciones para su prevención. Primero; se debe reducir la cantidad de heces de perros,

particularmente de cachorros, que contaminan el medio ambiente. Esto se puede lograr

disminuyendo las poblaciones caninas, principalmente las callejeras, con una cultura de dueños

responsables y esterilización de machos y hembras. Segundo; el acopio de heces y su disposición

de manera sanitaria, para que los huevos no se conviertan en larvas y evitar que los perros defequen

libremente en la calle. Y tercero; eliminar los gusanos de cachorros, hembras y perros adultos

previo diagnóstico coproparasitoscópico (Schantz, et al., 1979).

3.1 TOXOCARIASIS.

Toxocara canis es el ascárido más común en los perros por su extensa distribución, su

transmisión congénita y neonatal. La fase adulta se desarrolla en el intestino delgado de perros

jóvenes y las larvas se encuentran enquistadas en las vísceras y la musculatura esquelética de los

perros adultos y otras especies distintas (roedores, conejos, ovinos, cabras, etc.), incluyendo en

estas al humano con una participación variable en la transmisión de la infestación a los perros

jóvenes (Quiroz, 1986; Birchard, 1996; Cordero del Campillo, 1999; Urquhart, 2001; Bistner et

al., 2002). En humanos la infestación por larvas se denomina síndrome de larva migrans visceral

en su forma más común, hay una variante denominada larva migrans ocular que implica la

presencia y asentamiento de larvas en los ojos (generalmente unilateral), la forma clínica más

frecuente se conoce como toxocariasis encubierta y corresponde a una forma asintomática (Cordero

del Campillo, 1999; Urquhart, 2001). Su ciclo de vida en perros adultos incluye una fase tisular,

en la cual las larvas migran y se mantienen por años sin ser destruidas por la respuesta inmune. La

gestación estimula la migración somática y la descendencia se infecta por vía transplacentaria o

lactogénica.



6

Las fases adultas se observan regularmente en perros de menos de seis meses con efectos

que van desde la afectación del desarrollo hasta la producción de la muerte (Bistner et al., 2002).

Las muertes se asocian a problemas respiratorios producidos por la migración de los parásitos,

broncoaspiración o la obstrucción intestinal, su perforación o migraciones erráticas de los adultos,

mientras que en las infestaciones por larvas generalmente transcurren como un proceso crónico

inaparente que hace que los adultos particularmente las perras sean excelentes transmisores a su

descendencia.

Los huevos de T. canis no están embrionados en las heces de los perros, pero a temperatura

y humedad óptima estos se embrionan y desarrollan larvas dos que son la fase infestante en los

hospederos finales y los hospederos paraténicos (Chia-Kwung Fan et al., 2003).

Los huevos son liberados por los perros infestados durante cuatro a seis meses. Un

mecanismo de transmisión alterno se asocia con la ingestión de huevos que contienen el segundo

estado larvario (L-2), otras formas, con la condición de hospedero paraténico de las perras que

alojan larvas somáticas las cuales liberan larvas por vía transplacentaria y transmamaria. (Lapage,

1971; Soulsby, 1986; Quiroz 1986; Birchard, 1996, 2001; Bistner et al., 2002).

A pesar de que se ha apuntado cierta resistencia relacionada con la edad de los cachorros

previamente infestados por T. canis, se tiene constancia de que estos no desarrollan inmunidad

protectora y que pueden contribuir de modo significativo a la contaminación del medio con los

huevos del parásito ya que las hembras de T. canis son enormemente prolíficas y pueden liberar

hasta 200,000 huevos por día, de modo que en los exámenes de cachorros son habituales las

eliminaciones de varios miles de huevos por gramo de heces, que además son resistentes a las

condiciones del medio y muchos desinfectantes de uso común. (Quiroz, 1986).

T. canis constituye una amenaza para el hombre, sobre todo para niños de pocos meses hasta

4 o 5 años, dados sus hábitos de pica o geofagia. La tierra de jardines y parques públicos, con

frecuencia está contaminada con huevos de nematodos embrionados que son un riesgo de

infestación humana. (Roldán y col., 2010)



7

Cuando las personas ingieren huevos de T. canis embrionados, las L-2 eclosionan en el

intestino y emigran hacia los tejidos donde permanecen mucho tiempo (más de 5 años), con

manifestaciones clínicas que dependen del número de larvas, la frecuencia de infestación, de las

respuestas inmunitarias y especialmente de la distribución de las larvas en los órganos y tejidos, se

caracteriza por neumonía, hepatomegalia, hipergammaglobulinemia y eosinofilia marcada. Las

larvas en el ojo causan retinitis granulomatosa y endoftalmia (fig. 1), que con alguna frecuencia se

confunde con un retinoblastoma significando en el pasado una causa de enucleación ocular. (Akao,

1997)

Figura 1. Ultrasonido de ojo que muestra una larva 3 de Toxocara spp. en córnea. El nivel de afectación visual depende de la localización de la larva y de la reacción del hospedero en su presencia. (Macpherson, 2013).

Los estudios mundiales de incidencia de T. canis han mostrado prevalencias del 86% al

100% en cachorros y del 3 al 81% en perros adultos. Las principales consecuencias clínicas de la

migración prolongada de la larva de T. canis a nivel salud pública ha sido asociada con casos de

asma severos, hepatitis granulomatosa, piomiositis y neurotoxocariasis en los últimos 15 años

(Cordero del campillo, 1999).



8

3.2 MORFOLOGIA DE Toxocara canis.

3.2.1 Huevos.

Los huevos de T. canis son redondeados y miden, aproximadamente, 85-95 μm x 75-90 μm

(Quiroz, 1986; Soulsby, 1986). Tienen una cubierta gruesa ornamentada con pequeñas hendiduras

o depresiones llamadas fosetas, en su interior se encuentra una célula huevo globular (la masa

protoplasmática) que ocupa prácticamente la totalidad de la cavidad interna con un color oscuro

uniforme.

Estos huevos se caracterizan por una gran capacidad de resistencia frente a ciertas acciones

de tipo químico, mecánico y térmico, debido a la estructura de su cubierta. (Borchert, 1975; Bardon,

1992).

La fertilización estimula inmediatamente la formación de esta cubierta, de cuyas cuatro

capas, tres las forma el propio huevo y una cuarta es añadida por las secreciones del útero. En

primer lugar aparece la capa vitelina y, por debajo una capa quitinosa que va seguida de una tercera

de naturaleza lipídica formada bajo la segunda por coalescencia de gránulos refringentes que salen

del citoplasma. El material secretado por la pared del útero se adhiere a la superficie externa del

huevo para formar la cuarta capa, mientras el huevo está en el útero, mantiene un aspecto

albuminoso e incoloro; sin embargo al entrar en contacto con la bilis en el flujo del contenido

intestinal, se endurece y adquiere una coloración pardo-amarillenta (fig. 2).

Figura 2. Huevos embrionados de T. canis donde se aprecia la división celular (Ramírez, 2013).



9

Los huevos infértiles (fig. 3) presentan una forma más irregular y, generalmente, no tienen

bien definidas sus capas ya que su formación está estimulada por la penetración de los

espermatozoides en los oocitos (Beaver et al., 1986).

Figura 3. Huevo de T. canis sin embrionar donde se aprecia su centro color marrón y la cubierta externa gruesa con

finas fosetas (Ramírez, 2013).

3.2.2 Larvas.

La larva de segundo estadio, que se forma por la muda de la larva uno (L-1) dentro del

huevo, es la fase infectante del parásito. Presenta dificultades en su identificación debido a la

semejanza con las de otros helmintos.

Las larvas infestantes (fig. 4) presentan una longitud media de 404 μm (360-434 μm) por un

diámetro, a nivel del esófago, de 18-21 μm (Nichols, 1956 citado por Bardón, 1992).

Figura 4. Larva de T. canis. Se observa la eclosión de L-2 (Axel Ramírez 2013).



10

Por microscopía electrónica se observa que la superficie corporal de la larva se encuentra

fuertemente estriada. La cavidad bucal, en posición subterminal y dorsalmente inclinada, está

rodeada de tres labios desarrollados, los cuales están presumiblemente implicados en la recolección

de alimento y el anclaje a los tejidos durante la migración. Ligeramente anterior a los labios se

sitúa una cápsula bucal superficial, cuyo margen ventral está formado por una cutícula fina,

espinosa y afilada y en el extremo anterior de la larva se encuentran las papilas cefálicas

La boca continúa en un esófago largo y ligeramente grueso, que ocupa un tercio de la

longitud total de la larva. A nivel del primer tercio del esófago se sitúa un anillo nervioso muy

marcado, mientras que en la posición subterminal se encuentran las células excretoras que

desembocan en un poro excretor, situado entre ambas estructuras y desplazado hacia la primera;

toda la porción periesfofágica está ocupada por abundantes núcleos ganglionares (Fig. 5).

Figura 5. Esquema representativo de la morfología de una Larva de T. canis. 1. Abertura bucal. 2. Intestino. 3.

Abertura cloacal. 4. Órgano excretor. 5. Testículo. 6. Anillo nervioso perifaríngeo. 7. Cordón nervioso dorsal. 8.

Cordón nervioso ventral. 9. Poro excretor (Nematoda, 2013).

El esófago se prolonga en un intestino cilíndrico que desemboca en un ano situado en

posición subterminal. El primordio genital se encuentra en el último tercio y adosado a la pared

intestinal.

http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Nematoda-Anatomy



11

El extremo posterior de la larva es digitiforme, aguzado y ligeramente asimétrico. Posee

también dos alas que aparecen como dos líneas refráctiles y que se extienden desde la boca al poro

anal (terminan a unos 20 μm del extremo final), así como dos pares de papilas, un par anterior al

poro excretor y otro par detrás de la mitad del cuerpo, cerca del ala lateral.

3.2.3 Adultos.

El cuerpo del adulto de T. canis es fuerte y blanquecino, con estrías transversales irregulares

y alas cervicales estrechas, que se extienden desde la extremidad anterior, a lo largo de los

márgenes laterales. Tienen los tres labios característicos de los ascáridos; presentan un bulbo

formado por dos lóbulos laterales diferentes, separados por un canalículo, entre los cuales existe

un lóbulo intermedio simple. Los lóbulos laterales se estrechan hacia la parte anterior, terminando

en un proceso digitiforme que acaba en forma redondeada con pequeños dentículos. El orificio oral

se abre en el centro de los labios y se continúa en un esófago de aspecto claviforme que presenta

un bulbo muscular posterior (Levine, 1990).

El macho mide entre 4 y 6 cm de longitud por 2.5 mm de diámetro con un extremo caudal

digitiforme curvado, sin alas caudales, y con dos series de 20-30 papilas preanales, cinco papilas

postanales a cada lado y una papila subcentral doble a cada lado del ano, posterior a la cloaca.

Presenta unas espículas ligeramente desiguales y curvadas, de 750-1500 μm de longitud y carece

de gubernáculo. (Ver imagen 6 y 7)

La hembra mide de 6.5 a 15 cm de longitud por 2.5-3 mm de diámetro y su extremo posterior

es despuntado. La vulva se sitúa en el cuarto anterior del cuerpo y cada puesta se estima en unos

200,000 huevos por día. (Fig. 6 y 7)



12

Figura 6. Microscopia Electrónica de barrido de T. canis. a: Extremo cervical, se aprecian aletas laterales. b: Se

observan los 3 labios prominentes. c: Extremo Cervical, se observa con mejor detalle ampliación de la cutícula para

formar las aletas y los tres labios. d: Cutícula anillada. e: Hembra, extremo caudal. f: Macho extremo caudal.

(Nieves A., 2012)

Figura 7. Adultos de T. canis. Diferencia de tamaño entre hembra y macho. (Ramírez, 2013)

MACHO

HEMBRA

http://www.google.com.mx/url?sa=i&rct=j&q=&esrc=s&frm=1&source=images&cd=&cad=rja&docid=vvbvSRzOwhCOYM&tbnid=E7n2IDQ_topmLM:&ved=0CAUQjRw&url=http://www.scielo.org.ve/scielo.php?pid=S1690-46482012000100003&script=sci_arttext&ei=gtVfUqLOCaaA2wW-ooB4&psig=AFQjCNE35TFFpEzklsRitGSzdijcaIZa-Q&ust=138209868907



13

3.3 CICLO BIOLOGICO.

El ciclo biológico de T. canis (Fig. 8) se inicia cuando los huevos del parásito salen en las

heces y se dispersan; si las condiciones de temperatura y humedad son óptimas, se desarrollan las

fases infestantes en un plazo de dos o tres semanas. A 26-30 ºC, e inmersos en agua, el desarrollo

de la larva en el huevo tiene lugar en 9-18 días (Beaver, 1975). La fase infectante es la larva dos

(L-2), que permanece en su interior, después de la primera muda, hasta su ingestión por un

hospedador. La liberación de las L-2 se produce en el perro, pero también pueden intervenir

hospederos paraténicos (roedores, aves, algunos invertebrados, etc.), en cuyos tejidos se

encapsulan y permanecen infectantes. Las larvas infestantes eclosionan en el intestino y penetran

en la pared intestinal, si el hospedero es un cachorro menor de tres meses pasan por vía linfática o

sanguínea a los linfonodos o al hígado. Algunas quedan retenidas en él a causa de reacciones

inflamatorias tisulares, otras continúan su migración hacia el corazón y pulmones, la mayoría de

las larvas pasan por los bronquios, tráquea, faringe y son redeglutidas, en este punto se produce la

segunda muda para originar el tercer estadio larvario (L-3). En el intestino delgado se realiza la

siguiente muda que da lugar a la cuarta y quinta larva (L-4 y L-5), que crece originando gusanos

adultos inmaduros que alcanzan la madurez en cuatro o cinco semanas para iniciar la oviposición.

Algunas larvas, presentes en los pulmones regresan al corazón por las venas pulmonares y luego

son distribuidas por la sangre en varios tejidos, en donde permanecen en estado latente. En los

perros adultos, la mayoría de las larvas no llegan al intestino, sino que pasan a la circulación general

y son distribuidas por el organismo (migración somática), donde se enquistan en mayor proporción

en el cerebro y la musculatura esquelética, sin embargo las larvas invaden los pulmones, hígado,

riñones, útero, glándula mamaria, etc., permaneciendo acantonadas en ellos durante días, meses o

años, sin proseguir su desarrollo. Esta migración somática, que cobra más importancia conforme

avanza la edad del perro, también tiene lugar cuando el hombre y otros hospederos no habituales

se infectan con T. canis. (Cordero del Campillo, 1999)

En las perras en el día 40-42 de gestación, las larvas somáticas que permanecen en reposo

se activan y movilizan hacia la placenta y glándula mamaria. Los cachorros infestados por vía

transplacentaria (infección vertical) mantienen las L-2 en su hígado, después de dos o tres semanas

del nacimiento, los gusanos adultos eliminan huevos en las heces; y en el caso de las perras recién



14

paridas, las larvas enquistadas se liberan con la leche (infección vertical transmamaria)

desarrollando en los cachorros una migración típica traqueal. En animales de otras especies, las

posibilidades de que tengan participación en el ciclo biológico sólo se dan cuando estos hospederos

son depredados pasando las larvas enquistadas en su cuerpo al perro, la migración que ocurra

dependerá de la edad del hospedero, debiendo incluirse aquí a los humanos que son hospederos

paraténicos terminales. (Quiroz, 1956; Cordero del campillo, 1999; Urquhart, 2001).

Figura 8. CICLO BIOLÓGICO DE T. canis. A. Los nematodos adultos en el intestino delgado depositan huevos sin

embrionar, que salen en heces; en el medio ambiente se convierten en larvas 2 (fases infectantes). B. Si un hospedero

paraténico ingiere las larvas, se liberan en intestino y realizan migraciones intraorgánicas, posteriormente se

enquistan en diferentes órganos. C. Si la ingestión de larvas es por una perra adulta, éstas se enquistan y en la

gestación y lactación, migran a la placenta y glándula mamaria, transmitiéndolas a los cachorros. D. Si un carnívoro

consume un hospedero paraténico las larvas se liberan en su intestino, migran por diferentes órganos y se pueden

enquistar o terminar su crecimiento en intestino hasta ser adultos (Manzano Ruiz, 2011).

3.4 PATOGENIA Y MANIFESTACIONES CLINICAS.

Los daños asociados a la infestación deben agruparse de acuerdo con la fase y tipo de

migración de los parásitos, en los cachorros, las alteraciones aparecen debido a la migración de las



15

larvas por el hígado y pulmón que incluyen la destrucción tisular, la producción de hemorragias y

el desarrollo de respuestas inflamatorias que dejan como secuela un proceso cicatrizal, además, en

la tráquea se generan estímulos irritantes. Es de mencionarse la gravedad de los efectos a nivel

respiratorio que pueden asociarse con agentes bacterianos que hacen sinergia generando procesos

neumónicos que pueden ser muy graves, en el intestino las formas larvarias y adultas ejercen una

acción expoliatriz quimófaga y de líquidos tisulares, los gusanos generan irritación en la mucosa

intestinal que eventualmente se asocia con cuadros diarreicos ó vómito, en los animales jóvenes se

asocia con problemas de broncoaspiración y gangrena pulmonar que puede causar la muerte.

Ocurre también acción mecánica obstructiva cuando las infestaciones son masivas y los gusanos

pueden inducir la aparición de procesos adaptativos que modifican la estructura y función del

intestino (Soulsby 1986; Kirk, 1994; Birchard, 1996).

En los hospederos paraténicos, los estados larvarios se comportan inicialmente del mismo

modo que en los animales jóvenes, la diferencia consiste en que las larvas tienden a migrar

aleatoriamente para asentarse especialmente en las masas musculares en las que finalmente se

enquistan generando lesiones granulomatosas persistentes que terminan calcificándose, se ha

observado que esas larvas tienen mecanismos de inmunoevasión muy eficientes que se basan en la

producción de antígenos de secreción-excreción, los cuales mimetizan a los gusanos, les permiten

degradar los anticuerpos del hospedero y sufren un constante recambio, constituyen un porcentaje

alto de la composición del cuerpo de las larvas y se desprenden en contacto con los anticuerpos y

las células del sistema inmune, se ha observado también que son capaces de inducir procesos

alérgicos que son parte de las manifestaciones de la enfermedad. En un inicio la respuesta

inflamatoria alrededor de la larva es mínima y de forma gradual hay una reacción granulomatosa,

inflamatoria con eosinofília marcada, seguida por encapsulación fibrosa de la larva y en ocasiones

calcificación. La larva que se detiene en los vasos sanguíneos pequeños puede desencadenar una

vasculitis granulomatosa local. Cuando se localizan en el ojo están en la retina y pueden dar origen

a su desprendimiento (Quiroz, 1986; Cordero del Campillo, 1999; Uquhart, 2001; Bistner et al.,

2002).

Las manifestaciones dependerán de la cantidad de parásitos, de su ubicación y del estado

evolutivo en que se encuentren. Inicialmente los animales pueden presentar trastornos de tipo



16

respiratorio aunque esto depende de la cantidad de larvas en migración, las cuáles inducen un

cuadro neumónico en caso de ser abundantes, posteriormente se presentan trastornos digestivos,

diarrea vómitos, flatulencia, escaso crecimiento y pérdida de la vitalidad. En caso de infestación

prenatal masiva, hay gran cantidad de gusanos en intestino y estómago alterando la digestión y

provocando vómito, este eventualmente puede producir broncoaspiración en los animales

desencadenando una gangrena fatal con muerte súbita, que puede inducirse también por los

trastornos respiratorios o una obstrucción y ruptura del intestino delgado con la consiguiente

peritonitis. En animales de mayor edad ocurre un cuadro crónico que se caracteriza por

desnutrición, diarrea intermitente; algunos pueden manifestar convulsiones de duración variada.

La infestación en los animales adultos generalmente no produce manifestaciones clínicas visibles

aunque se sabe que se presenta en esos animales un cuadro crónico de miositis que afecta su

condición de vida (Lapage, 1971; Soulsby, 1986; Krik, 199).

En el caso de los humanos las manifestaciones de la infección por larvas de Toxocara (fig.

9) podrían dividirse en una etapa aguda (que suele ser incierta e inespecífica), una fase latente y

una fase crónica. La fase aguda de la infección ocurre inmediatamente después de haberse

producido la ingesta accidental de huevos infectantes del parásito, dichos huevos sufren la acción

digestiva de los jugos gástricos en el estómago y de las enzimas pancreáticas en el intestino

delgado, donde logran liberarse. Estas larvas atraviesan el epitelio intestinal y migran hasta

alcanzar los vasos sanguíneos y por medio de ellos logran llegar al hígado, que es el primer órgano

en ser afectado. La respuesta inflamatoria exagerada del hígado (generando hepatomegalia) va a

depender de la cantidad de larvas migrantes que logran ser ingeridas por el hospedero, ya que un

minúsculo número de larvas puede lograr pasar desapercibido hacia la vena porta sin producir

signos y desde allí, pueden viajar hacia otros órganos como el corazón, los pulmones, riñones y

tejidos muy vascularizados; esta migración también puede incluir a órganos considerados

inmunológicamente privilegiados como el globo ocular y el cerebro . (Roldan y col., 2010; Quiroz,

1986; Birchard, 1996; Cordero del Campillo, 1999)

La migración larval puede manifestarse con síntomas inespecíficos como mialgias, fiebre,

malestar general y puede ocasionar episodios de broncoespasmo o hiperreactividad bronquial,

sobre todo en niños o personas predispuestas a esta situación. En esta etapa el diagnóstico es



17

extremadamente raro ya es muy difícil que exista la sospecha de la infección. Como hallazgo de

laboratorio se puede encontrar eosinofilia, con lo que podría ser catalogado como un asma

bronquial.

Luego de la infección inicial, el parasito puede ser reprimido por la inmunidad y verse

obligado a establecerse en un tejido en particular y debido a la capacidad de evasión de la respuesta

inmune del parásito, este puede sobrevivir y mantenerse en forma latente sin causar signos o

síntomas relevantes para poder sospechar de su presencia en el organismo. Sin embargo, cuando

existe un marcado proceso inflamatorio en los tejidos afectados, su sola presencia será causante de

las manifestaciones futuras de la etapa crónica. La mayoría de las personas infectadas pueden

bloquear de manera eficiente al parásito y eliminarlo gracias a la acción de la respuesta inmune, de

tal manera que solo quedarán, por un tiempo, anticuerpos contra el parásito como recuerdo de la

infección.

La fase crónica ocurre como consecuencia del proceso inflamatorio ocasionado por la

presencia del parásito en los tejidos. De manera clásica existen dos síndromes que han sido bien

documentados en la literatura mundial desde el primer reporte en los años 50’s: el síndrome de

larva migrans visceral y el síndrome de larva migrans ocular (LMO, actualmente llamado

toxocariasis ocular). Sin embargo, el espectro de la patogénesis de la toxocariasis humana ha dado

lugar a la descripción de otras formas, aunque menos conocidas, pero que han cobrado importancia

clínica en los últimos años.

El clásico síndrome de LMV es una forma grave y sistémica de toxocariasis que se

caracteriza por alta eosinofilia, hepatoesplenomegalia, fiebre, afectación pulmonar,

hipergammaglobulinemia y elevación de las isohemaglutininas anti-A y anti-B. Los casos de LMV,

suelen ser poco frecuentes y se producen casi exclusivamente en niños pequeños. Otras

manifestaciones incluyen artralgias, vasculitis, miocarditis y efusión pericárdica (Roldan y col.,

2010).

La toxocariasis ocular es la forma localizada de la toxocariasis más conocida en la literatura

mundial. Esta entidad se produce como resultado de la invasión ocular de las larvas de Toxocara,



18

causando una seria de cuadros clínicos, entre ellas la endoftalmitis, que puede ser confundida con

un tumor maligno conocido como retinoblastoma. El parásito está localizado dentro del globo

ocular y ocasiona con frecuencia uveítis y retinitis por granulomatosis retiniana, que se confunde

con otras etiologías y que puede pasar casi desapercibida, puesto que el paciente solamente aqueja

disminución progresiva de la agudeza visual; algunos casos presentan dolor o hemorragias

intraoculares debido al intenso proceso inflamatorio. (Quiroz, 1986; Birchard, 1996; Cordero del

Campillo, 1999; Urquhart, 2001; Bistner et al., 2002).

Otra forma localizada de la toxocariasis humana que ha cobrado importancia en los últimos

años es la neurotoxocariasis (NT), manifestación clínica que resulta de la invasión del cerebro por

larvas de Toxocara. En el cerebro estas larvas no están enquistadas y las huellas de su migración

por lo general comprenden pequeñas áreas de necrosis y una mínima infiltración inflamatoria. Por

lo tanto, en la NT varios casos son asintomáticos, mientras que en otros la sintomatología puede

variar ampliamente. En un estudio de casos en seres humanos se concluyó que la infestación por

larvas de Toxocara no necesariamente induce síntomas o signos neurológicos; sin embargo,

algunos síntomas tales como déficit neurológico, convulsiones focales o generalizadas, trastornos

del comportamiento y meningoencefalitis eosinofílica se han reportado en los distintos casos

humanos de toxocariasis. (Roldan y col., 2010).

Otra forma de la toxocariasis poco conocida en la literatura pero tal vez resulte ser la más

frecuente es la toxocariasis encubierta. Este tipo de toxocariasis se caracteriza por tener signos y

síntomas inespecíficos y que no entran en la categoría de los cásicos de VLM, LMO o NT. La

toxocariasis encubierta parece depender menos de una reacción local a las larvas de Toxocara, se

puede considerar más común una respuesta inmunopatológica de algún órgano afectado. La

expresión clínica es muy variable y puede presentarse como una afección pulmonar como asma,

bronquitis aguda o neumonitis con o sin síndrome de Löeffler (enfermedad en la cual los

eosinófilos se acumulan en el tejido pulmonar en respuesta a una infección parasitaria). (Roldan et

al, 2010)

http://es.wikipedia.org/wiki/Enfermedad

http://es.wikipedia.org/wiki/Eosinofilo

http://es.wikipedia.org/wiki/Pulm%C3%B3n

http://es.wikipedia.org/wiki/Par%C3%A1sito



19

Figura 9. Ciclo biológico de T. canis en el ser humano, en donde se observan las diferentes afecciones causadas por

la migración de las larvas. (Mejía, 2013)

3.5 DIAGNÓSTICO

El diagnóstico en los perros jóvenes se puede establecer en algunos casos de forma clínica

por el aspecto que ofrecen los animales (delgados y con abdomen protuberante) esto puede ser

verificado por medio de una prueba coproparasitoscópica que permite demostrar la presencia de

los huevos característicos de este nematodo, también es frecuente la expulsión espontánea de

gusanos junto con las heces o bien esos mismos gusanos pueden ser vomitados ocasionalmente por

los animales, en animales adultos sólo una pequeña proporción de ellos presenta fases adultas y

en consecuencia no eliminan huevos pero se debe considerar una elevada probabilidad de que

presenten larvas 2 somáticas que pueden ser demostradas por procedimientos serológicos (ELISA,

Western Blot). En los humanos (fig. 10) la prueba serológica más sensitiva (78%) y específica

(92%) es la de ELISA que usa los productos de secreción-excreción de las larvas de Toxocara

permitiendo un diagnóstico presuntivo que se complementa con la de Western Blot. La adsorción

previa del suero con antígeno de Ascaris aumenta la especificidad para la detección de este

organismo. El diagnóstico definitivo es por biopsia hepática, pero por lo general no está indicada.

Cuando es así, la laparotomía hace que se tome una biopsia directa de zonas con granulomas para

resultar efectiva (Lapage, 1971; Cordero del Campillo, 1999; Urquhart, 2001).



20

Figura 10. Relación de pruebas auxiliares para el diagnóstico y el monitoreo de la evolución del tratamiento de la

toxocariasis humana. (Roldan et al., 2010)

3.6 ANTIPARASITARIOS EMPLEADOS CONTRA LA TOXOCARIASIS.

Para el combate de las parasitosis se han formulado una gran variedad de productos con

diferentes principios activos solos o mezclados y a diferentes concentraciones (Fox, 1998).

Los medicamentos antiparasitarios se clasifican de acuerdo con el espectro de parásitos

sobre los que actúan, en el caso de los antinematódicos actúan sobre organismos situados en el

aparato digestivo, respiratorio y a veces en el circulatorio considerándose su efecto adulticida,

larvicidas y ovicidas (Sumano, 1997; Booth 1998).

3.6.1 Benzimidazólicos

Entre los empleados en la actualidad podemos considerar a los principios Benzimidazólicos

que son compuestos de intensa y variada actividad farmacológica, entre estos los de mayor

actividad antihelmíntica se denominan benzimidazol-carbamatos. En este grupo están incluidos: el

Mebendazol, Fenbendazol, Oxfendazol, Oxibendazol y Albendazol. Son antiparasitarios de gran

espectro con buen margen de seguridad y baratos. Se caracterizan por su efecto específico contra

nematodos, sobre todo los gastrointestinales, algunos de ellos pueden abarcar en su espectro efectos

cestodicida, trematodicida, larvicida y ovicida (Meyer, 1986; Fuentes, 1994; Sumano, 1997).



21

El Mebendazol (metil-5-benzoil-2-bencimidazol carbamato) difiere en su forma de actuar

con los otros benzimidazoles, debido a que este no inhibe a la enzima fumarato reductasa, en este

caso bloquea el paso de glucosa al parásito, bloquea a la tubulina induciendo la desorganización de

los microtúbulos citoplasmáticos. Se absorbe poco, alcanzando concentraciones altas en sangre en

un período de 2 a 4 horas, casi nunca mayores a 1% de la dosis administrada. Sé metaboliza poco

y naturalmente, una gran parte se elimina por orina. La dosis es de 20 a 50 mg/kg/10 a 20 días o

200 mg/kg por 5 días en perros y 20 mg/kg en gatos y se emplea desde hace varias décadas contra

los nematodos intestinales. (Meyer, 1986; Fuentes, 1994; Sumano, 1997; Booth, 1998).

El Fenbendazol (metil-5-fenitio-2 benzimidazol carbamato de metilo) tiene un mecanismo

de acción similar al del mebendzol. Tiene efecto ovicida por alterar la estructura de los huevos y

bloquea la eclosión de larvas. Se absorbe poco por el intestino, alcanzando los valores máximos a

nivel de plasma en 6 a 30 horas eliminándose por heces. Se usa regularmente en el tratamiento de

las nematodiasis intestinales, con reducida toxicidad y sin efectos teratogénicos en dosis de 10 a

50 mg/kg en perros y gatos. (Fuentes, 1994; Sumano, 1997; Booth, 1998). Otro benzimidazólico

es el Albendazol que químicamente es el metil-5(propiltio-1-H-bencimidazol)-2 y 1 carbamato.

Inhibe la repolimerización de la tubulina y la enzima fumarato reductasa produciendo deficiencia

de generación de energía mitocondrial en forma de trifosfato de adenosina, matando a los parásitos.

Se absorbe a través del tracto digestivo y es excretado por la orina. Se ha reconocido la presencia

potencial de teratogenicidad y embriotoxicidad en este principio por lo que no debe utilizarse en

hembras gestantes, sobre todo en el primer tercio de la gestación. Es altamente eficaz contra

nematodos adultos y larvas. La dosis en perros es de 15 a 50 mg/kg y en gatos de 25 a 50 mg/kg,

en las nematodiasis intestinales (Meyer, 1986; Fuentes, 1994; Sumano, 1997; Booth, 1998).

El albendazol se ha utilizado a nivel mundial para erradicar helmintos y es el más indicado

para tratar formas larvadas de cestodos; es el fármaco de elección para el tratamiento de

neurocisticercosis ocasionada por larvas de Taenia solium. La absorción de este fármaco es variable

e irregular cuando es ingerido y mejora con alimentos grasos y sales biliares. Después de la

administración de 400 mg no se detecta en plasma porque se metaboliza con rapidez en el intestino

e hígado. Se liga a proteínas plasmáticas en 70% y su vida media es de 4 a 15 horas. Se distribuye



22

ampliamente en tejidos, incluyendo quistes y alcanza concentraciones 20% más que las

plasmáticas. Los metabolitos del albendazol se excretan por la orina. (Mendoza, 2008)

El albendazol es el fármaco más inocuo de este grupo y altamente eficaz contra nematodos

intestinales, incluyendo infecciones mixtras. Recientemente se emplea combinado con

dietilcarbamazina o ivermectina. Por otra parte, el albendazol ocasiona pocos efectos adversos

cuando se utiliza por corto tiempo. Ocasionalmente hay dolor abdominal, diarrea, nauseas, mareos

y cefalea transitorios; en general es bien tolerado, aun usándolo durante largo tiempo (Mendoza,

2008).

3.6.2 Tetrahidropirimidinas

En este grupo se ubica el Pirantel (E)-1, 4, 5, 6-tetrahidro-1-metil-2-(2-tienil) etinil

pirimidina). Se fórmula como tartrato o pamoato que es el más utilizado con bloqueo de la

transmisión neuroganglionar del parásito. Se absorbe bien por vía oral, alcanzando su nivel máximo

en plasma después de 2 a 3 horas. Sé metaboliza en hígado y se elimina por orina. En el perro es

muy tóxico y la dosis letal media es de 690 mg/kg pero la eficacia se establece a dosis de 5 a 10

mg/kg y es empleado ampliamente en asociación con otros principios contra parásitos intestinales.

(Fuentes, 1994; Sumano, 1997; Booth, 1998).

El morantel y el oxantel actúan sobre formas adultas de los nematodos gastrointestinales

mediante acción colinérgica, similar a la de los imidazotiazoles. Existen al igual que el piranel

como sales tartrato o pamoato; las sales de morantel exhiben mayor actividad antihelmíntica que

los compuestos del pirantel, por lo que se requieren dosis más bajas para lograr su efecto; dada su

alta solubilidad, es un fármaco ideal para la liberación lenta en el medio acuoso. Debido a la

introducción de estos 2 fármacos, la familia de las tetrahidropirimidinas se engrandeció, ya que el

constante abuso del Pirantel comenzó a generar resistencia de algunos nematodos

gastrointestinales. (Márquez, 2007)



23

3.6.3 Imidazotiazóliticos

Otro grupo son los imidazotiazóliticos, que incluyen al Tetramisol y al Levamisol. El

tetramisol fue el compuesto que se sintetizó por primera vez. Sin embargo de esta familia el

levamisol es el más usado, por su amplia disponibilidad comercial y, además, por ser más potente

que el tetramisol y tener un mayor margen de seguridad. Es efectivo contra los estados maduros de

los parásitos gastrointestinales de rumiantes y las formas larvarias y maduras de parásitos

pulmonares, sin embargo en perros puede generar toxicidad si se rebasa la dosis terapéutica por lo

que su uso está limitado. (Meyer, 1985; Fuentes, 1994; Sumano, 1997; Booth, 1998).

El levamisol es un agonista colinérgico que afecta la neurotransmisión, causando un efecto

espástico paralizante sobre los nematodos. En concentraciones altas en el nematodo afecta su

metabolismo energético. En bovinos, la absorción del levamisol es rápida cuando se administra

subcutáneamente, alcanzando niveles sanguíneos máximos en una hora y decreciendo luego hasta

las seis horas postratamiento. Se distribuye ampliamente en hígado, pero se puede encontrar

concentraciones altas en la grasa, el músculo, los riñones, la sangre y la orina. Se han realizado

estudios donde se demuestra una resistencia de parásitos al levamisol, debiéndose está a una

reducción en el número o en la sensibilidad de los receptores colinérgicos del parásito. Se ha

demostrado que las especies de nematodos resistentes requieren concentraciones cinco o seis veces

mayores a las recomendadas para lograr el efecto nematicida (Márquez, 2007)

3.6.4 Lactonas macrocíclicas

Es un grupo muy utilizado, su origen radica en la fermentación bacteriana de Streptomyces

avermitilis y otros organismos, entre los productos integrados en este grupo está la Ivermectina, la

Moxidectina, la Selemectina, la Doramectina y otros más.

3.7 IVERMECTINA

Es una lactona macrocíclica semisintética de alto peso molecular, análogo semisintético de

la abamectina y resultado de la fermentación bacteriana del Streptomyces avermectilis, elaborado



24

por primera vez entre los años de 1975 y 1979. Se inició su comercialización para medicina

veterinaria en 1981 lo que significó una revolución entre los antihelmínticos disponibles, ya que su

potencia era 25 veces mayor al compuesto entonces más potente, modificando el cálculo de la dosis

de mg/kg a g/kg. Con el lanzamiento de la ivermectina, se creó un nuevo concepto: “endectocida”,

indicando efectividad contra los artrópodos parásitos y los nematodos (parásitos internos),

resultando en la denominación de avermectinas para designar a los compuestos que poseían

propiedades vermicidas y ectoparasiticidas: a (sin) + ver (vermes) + ect (ectoparásitos) + in

(producto farmacéutico) (Aparicio, 2003; Prescott, 2002; San Andrés, 2007; Sumano, 1997).

Este principio activo es ampliamente usado en el tratamiento de las nematodiasis

gastrointestinales mostrando buena actividad adulticida y larvicida a nivel extraintestinal y se han

desarrollado una gran cantidad de estudios usando diversas dosificaciones y esquemas para la

prevención de la transmisión transplacentaria y lactogénica sobre todo en el caso de Toxocara

canis. Se han realizado una serie de estudios evaluando el desempeño de la Ivermectina que parten

de 1993 en el que Martínez et al (citado por Acosta, 2005), detectan un 93% de remoción de larvas

de este nematodo en un modelo murino empleando una sola dosis de 200 μg/kg, González y

Morales en 2002 usando tres lactonas (Ivermectina, Doramectina y Moxidectina) detectan 50.13%,

25.7% y 19.72% de remoción de larvas usando el mismo modelo, López y Mejía en 2003 alcanza

a eliminar hasta un 88.58% de las larvas en el mismo modelo murino pero usando hasta cinco dosis

con intervalos mensuales y Acosta en 2005 usando dosis crecientes de 4 a 50 μg/kg detecta solo el

11.83% de eliminación y el 68.74% usando 1000 μg/kg, todos estos trabajos muestran una aparente

pérdida de potencia del principio activo probablemente asociada al uso intensivo del que ha sido

objeto, por lo que resulta importante explorar otras opciones que puedan generar mejores

resultados. La ivermectina se ha empleado en el tratamiento preventivo contra la dirofilariosis

canina, la ancilostomiasis y contra algunos ectoparásitos del perro como los ácaros productores de

sarna y se le está dando un uso muy intenso para el combate de las garrapatas lo cual implica una

presión importante al principio por la exposición de fases no detectables físicamente por exámenes

coproparasitoscópicos cuando se somete a tratamiento con estos principios a los animales y se

desconoce el efecto de este tipo de manejo en el desempeño del principio activo. En torno a la

ivermectina se han desarrollado formulaciones con tecnología de liberación controlada que dan un

margen de persistencia de 90 días. Mediante esta tecnología se trata de eliminar o reducir los



25

efectos secundarios produciendo una concentración terapéutica del fármaco que sea estable

en el organismo. Se trata de alcanzar una cinética de liberación de orden cero y esto influye

reduciendo los cambios en la concentración del fármaco en el organismo (comparándolo con

los cambios intermitentes de concentración en las dosificaciones convencionales). Estas

formulaciones a base de ivermectina han sido desarrolladas principalmente para su empleo en

rumiantes, empleándolas en programas de control enfocados a la verminosis gastroentérica

brindando un buen apoyo para lograr este objetivo en virtud de la amenaza constante que

representan las fases infectantes de estos helmintos para el ganado. La ivermectina se usó

originalmente para el tratamiento de las helmintiasis de los rumiantes y equinos y gradualmente ha

sido adoptada para prácticamente todas las especies incluido el humano. Por lo anterior resulta

interesante estudiar los efectos de las formulaciones de liberación controlada sobre las fases

extraintestinales de T. canis. La dosis que describe la literatura en perros es de 5 a 25 μg/kg por vía

subcutánea, pero en México se adoptó la dosis de 200 μg/kg que es la recomendada en rumiantes

y es mucho mayor que la convencional en el caso de administrarse por vía oral cuando menos debe

suministrarse el doble de la dosis. (Fuentes, 1994; Sumano, 1997; Booth, 1998).

3.7.1 Origen y química.

La ivermectina (fig.11) es un derivado sintético de la avermectina B1 que contiene por lo

menos 80% 22,23-dihidro-avermectina B1a y no más de 20% de 22,23-dihidro-avermectina B1b. Se

la define también como el derivado desmetilado de la avermectina B (Hsu, 2008; Maddison; 2008,

San Andrés, 2007).

Figura 11. Estructura química de la Ivermectina (San Andrés, 2007).



26

La ivermectina es un polvo blanquecino-amarillento. Es altamente lipofílica, con escasa

solubilidad en agua (4 mg/ml), lo que favorece su deposición en el sitio de aplicación subcutánea,

lo cual actúa como un depósito que retarda su absorción y favorece una mayor permanencia en el

organismo. Es fotolábil en solución por lo que se debe proteger de la luz (Plumb, 2006; San Andrés,

2007).

3.7.2 Acción Farmacológica

La ivermectina está clasificada como endectocida, que actúa contra nematodos y artrópodos

como agonista de los canales de cloro inhibitorios específicos de invertebrado alterando el control

de la alimentación y en la motilidad general del parásito (Hsu, 2008; San Andrés, 2007).

3.7.3 Farmacodinamia

La ivermectina actúa como agonista de canales de cloro inhibitorios específicos de

invertebrados que son activados por el ácido glutámico y están relacionados filogenéticamente a

los canales de cloro asociados al ácido gamma amino butírico (GABA). Se une de manera

irreversible con los canales de cloruro (Cl-) relacionados con el glutamato, aumentando la

permeabilidad de la membrana de la célula muscular. Esta unión abre el canal, posibilitando el

flujo de Cl- y creando un desequilibrio iónico que finalmente es letal (fig. 12). La misma acción se

aprecia sobre los canales de Cl- relacionados al GABA, pero es reversible y tiene 100 veces menos

avidez. Mientras el efecto selectivo de la ivermectina puede ser explicado por esta acción en los

canales asociados al glutamato únicos de los invertebrados, altas concentraciones de ivermectina

pueden también potenciar los canales de cloruro asociados al GABA de los vertebrados (Aparicio,

2003; Edwards, 2003; Prescott, 2002; San Andrés, 2007).

En los nematodos los canales/receptores inhibitorios de cloruros regulados por glutamato

se presentan principalmente en la musculatura faríngea y en los músculos de la pared corporal los

cuales juegan un papel clave en el control de la alimentación y en la motilidad general del parásito.

Como parte del resultado de la inhibición de la neurotransmisión, el músculo faríngeo de los

nematodos se paraliza, lo que interfiere con la ingestión de nutrientes siendo el mecanismo de



27

acción primario de la Ivermectina contra el parásito; el movimiento corporal y los niveles de ATP

son inhibidos posteriormente y con concentraciones mayores del fármaco, además de la producción

de huevos que también se ve afectada (Geary, et al., 1993; Hsu, 2008, San Andrés, 2007).

En conclusión se puede señalar que el efecto selectivo de la ivermectina se explica por su

acción sobre distintos canales de glutamato-cloruro que son específicos para los invertebrados y

que están ausentes en los vertebrados. Sin embargo, es importante destacar que en concentraciones

altas la ivermectina no solo interactúa con el canal Glutamato-Cloro del nematodo, sino que

también puede potenciar los canales de cloruro activados por GABA, lo cual indica que estos

fármacos pueden ser tóxicos para los vertebrados que poseen una deficiencia en su barrera

hematoencefálica (San Andrés, 2007).

Las limitaciones de la ivermectina contra tremátodos, céstodos y protozoarios, está ligada

a la ausencia en estos organismos de requerimientos del GABA para las funciones metabólicas y a

la ausencia de receptores para su interacción con los canales de cloruro (Cl-) (Prescott, 2002;

Sumano, 1997).

Figura 12. Modo de acción de las avermectinas en las terminaciones nerviosas presinápticas. (Omura, 2010)



28

3.7.4 Farmacocinética

3.7.4.1 Absorción

El fármaco es muy liposoluble y poco hidrosoluble, por lo que se puede aplicar por todas

las vías, siendo las más recomendadas, la subcutánea, la intramuscular y por derrame dorsal. Los

procesos de absorción manifiestan diferencias según las vías de aplicación, la formulación

específica usada y las especies tratadas. Alcanza un valor máximo en plasma en un lapso promedio

de cuatro a diez horas y vida media de 36 horas en promedio, la concentración máxima se

incrementa directamente en proporción a la dosis. A un nivel de dosis de 0.2 mg/kg se alcanza una

concentración máxima media de 30.43 ng/ml a un tiempo máximo medio de 131 horas y la vida

media en plasma es de 142.39 horas (Mendoza; 2010). Después de la administración oral,

aproximadamente un 95% de la ivermectina es absorbido en animales monogástricos. Si se

administra por vía intravenosa, la vida media es de 30 horas en promedio. Si bien hay una alta

biodisponiblilidad después de su aplicación subcutánea la absorción parenteral es más rápida que

la subcutánea. (Hsu, 2008; Maddison, 2008; Plumb, 2006; Sumano, 1997).

3.7.4.2 Distribución

Cuando se administra en animales, presenta un elevado grado de unión a las proteínas

plasmáticas principalmente albúmina y se distribuye a través del torrente sanguíneo hacia todo el

organismo. Presenta un volumen aparente de distribución alto y se dispersa extensamente en

diferentes tejidos, con una afinidad preferencial por el tejido adiposo que actúa como depósito del

fármaco, además altas concentraciones de ivermectina se encuentran en bilis e hígado y muy bajas

se encuentran en el cerebro. Se concentra en grandes cantidades en el moco y el contenido

estomacal. Por ello es factible recuperar gran cantidad por las heces, sin importar su vía de

administración. Asimismo, el volumen de distribución tan amplio indica que una gran cantidad se

localizará en los diferentes tejidos, incluyendo la piel, lo que es un dato de importancia por el efecto

benéfico residual del fármaco que en muchos casos puede ser de 10 a 12 semanas, considerando

ideal para el control de ectoparásitos como pulgas, garrapatas, moscas, etc. (Hsu, 2008; San Andrés,

2007; Sumano, 1997).



29

3.7.4.3 Biotransformación

Es metabolizada por procesos de hidroxilación a partir incluso de estómago o intestino, pero

principalmente en el hígado donde se convierte de polar a no polar y en la grasa a ácidos grasos

ésteres. En todas las especies, la molécula original ha sido el principal componente de los residuos

presentes en hígado, lo que indica que las moléculas tienen un bajo grado de metabolización y solo

representan entre el 5 al 8% de los metabolitos plasmáticos (Hsu, 2008; San Andrés, 2007; Sumano,

1997).

3.7.4.4 Excreción

La Ivermectina permanece en los tejidos por largo tiempo; una dosis usualmente es efectiva

por 2-4 semanas. Independientemente de la vía de administración, el medicamento se elimina por

bilis (Fig. 13), por lo que se detectarán grandes cantidades en heces (aproximadamente un 98%)

aunque también se excreta por orina y leche. Una posible repercusión en salud pública se debe a la

persistencia del compuesto en productos de origen animal (Hsu, 2008; San Andrés, 2007; Sumano,

1997).

Figura 13. Destino metabólico de la Ivermectina. (San Andrés, 2007).



30

3.7.5 Posología y usos terapéuticos

La dosis validada por innumerable cantidad de estudios es de 200 μg/kg. La ivermectina es

activa contra dos grandes grupos de parásitos: nematodos y artrópodos. Es efectiva contra Toxocara

canis, Ancylostoma caninum, Trichuris vulpis, Dirofilaria immitis, Sarcoptes scabiei, Otodectes

cynotis, Demodex canis, Uncinaria stenocephala, Angyostrongylus casorum, Physaloptera

preputalis, Dipetalonema reconditum y Filaroides osleri y para casi todo tipo de ectoparásitos y

es usada especialmente para el control de ácaros. Es altamente eficaz contra estados adultos, larvas

en desarrollo y estados inhibidos de todos los nematodos parásitos de las diferentes especies

domésticas. Tiene también efecto ovicida, debido a la supresión de los procesos reproductivos de

los parásitos. Después de su aplicación no se debe ingerir ningún alimento hasta al menos 12 horas

después de su administración (Aparicio, 2003; Hsu, 2008; Maddison, 2008; San Andrés, 2007).

3.7.6 Reacciones adversas.

El fármaco se puede considerar para la mayoría de las especies altamente seguro, en general

se tolera bien, pero ocasionalmente puede producir leve irritación ocular y cambios

electrocardiográficos menores y puede provocar irritación local después de la aplicación

subcutánea. La mayoría de las reacciones adversas en humanos han sido asociadas al tratamiento

de las filariosis que podrían ser relacionadas a una reacción inmunológica debida a la muerte de

los parásitos. (Aparicio, 2003; Hsu, 2008).

A dosis de 6 g/kg en el perro de la raza Collie y el gato, se pueden presentar luego de la

administración un síndrome tóxico agudo, caracterizado por depresión del sistema nervioso central,

que puede incluir ligera somnolencia, midriasis, depresión, comportamiento anormal, temblores,

salivación, letargia, ataxia, coma, convulsiones, vómito, hipertermia, e incluso la muerte, que

ocurre por hipoxia y bradicardia en menos de 2% de los animales con datos de toxicidad.

La toxicidad de la ivermectina se relaciona con su unión al receptor de GABA en el sistema

nervioso central del hospedero mamífero. La toxicidad selectiva se basa en la afinidad del receptor

y la impermeabilidad de la barrera hematoencefálica en los mamíferos, porque las neuronas

GABAérgicas se restringen al SNC, por lo que, la susceptibilidad a la acción tóxica de la

ivermectina está estrechamente asociada con la mayor penetración del fármaco en el SNC. Por ser



31

una molécula altamente liposoluble, se absorbe fácilmente luego de la administración oral o

parenteral. Su gran tamaño molecular y el alto grado de unión a proteínas plasmáticas limitan su

paso al SNC a través de la barrera hematoencefálica. Esta distribución limitada al SNC parece ser

el factor de diferenciación más importante entre la toxicidad selectiva hacia los invertebrados y el

amplio margen de seguridad para el hospedero mamífero. La toxicidad idiosincrática en una

subpoblación de Collies se puede relacionar con una barrera hematoencefálica insuficiente con

tendencia racial (Prescott, 2002; San Andrés, 2007).

Los organismos altamente susceptibles a la ivermectina, tienen una mutación de la

glicoproteína-P particularmente en las células endoteliales de la barrera hematoencefálica. La

glicoproteína-P se encuentra en la membrana apical de las células endoteliales, que se encarga de

unirse y transportar al ATP y otros compuestos y es la responsable de la salida de substancias

producidas por el cerebro con actividad biológica. La mutación de la glicoproteína-P causa

retención de medicamentos, particularmente lactonas macrocíclicas en el cerebro de estos

individuos. La ivermectina es un potente substrato e inhibidor de la glicoproteína-P en perros (Hsu,

2008).

En el tratamiento de la intoxicación por ivermectinas se ha intentado el uso de carbón

activado por vía oral, fisostigmina a razón de 1 mg/animal por vía intravenosa y a veces

glicolpirrolato a dosis de 0.01 mg/kg por vía intravenosa (Sumano, 1997).

La administración de ivermectinas ya sea por inyección subcutánea, en forma tópica pour-

on, o por vía oral, determina que una fracción significativa de la dosis administrada, que en la

mayoría de los casos es de más del 90%, sea eliminada a través de la materia fecal. Las

concentraciones logradas en heces son suficientes para ejercer un efecto dañino sobre el medio

ambiente, ya que tienen la capacidad de eliminar interrumpir el desarrollo de una amplia variedad

de insectos principalmente dípteros y coleópteros, que crecen y viven en el excremento de los

animales tratados y que juegan un papel importante como depredadores, polinizadores,

degradadores de materia orgánica y constituyen la dieta principal de otros animales, además de ser

los responsables del proceso de descomposición y dispersión de las heces, por lo cual resulta de



32

importancia un manejo racional de los fármacos formulados a base de ivermectina en especial

cuando se trata de grandes poblaciones animales (San Andrés, 2007).

3.7.7 Contraindicaciones

En pacientes con desordenes en el sistema nervioso central, meningitis o tripanosomiasis,

se deben de tomar precauciones especiales por riesgo de efectos secundarios o franca toxicidad.

Un efecto colateral al uso de la ivermectina incluye la inmunoestimulación específica en

los linfocitos T, lo cual puede incrementar el beneficio del producto (Sumano, 1997).



33

4. OBJETIVOS

4.1 Objetivo general.

Contribuir al estudio de la actividad antiparasitaria de ivermectina a través del uso de un

fármaco comercial con tecnología de liberación controlada para su utilización en la prevención y

el control de Toxocara canis uno de los nematodos intestinales más comunes en el perro.

4.2 Objetivos específicos.

1. Determinar la actividad de un fármaco comercial con tecnología de liberación

controlada, a base de ivermectina, para inhibir el desarrollo de una infección inducida

por larvas de T. canis en ratones de laboratorio.

2. Determinar la eficacia de un fármaco comercial diseñado para liberarse de forma

controlada formulado a base de ivermectina para eliminar larvas enquistadas de T. canis

en ratones de laboratorio con infección inducida previamente.



34

5. MATERIALES Y MÉTODOS.

5.1 Material y equipo de laboratorio

Cajas de Petri de vidrio.

Agujas de disección.

Microscopio óptico.

Microscopio estereoscópico.

Bisturí.

Cajas de plástico.

Piseta.

Tubos de vidrio para centrífuga.

Pipetas Pasteur.

Cubreobjetos.

Portaobjetos.

Sonda gástrica.

Tijeras para disección.

Pinzas de disección.

Pipeta semiautomática.

Contador de piano o manual.

Gasas de 8 x 8 cm.

Charolas de disección.

Estufa bacteriológica.

Balanza granataria.

Centrífuga.

Jeringas para insulina.

Jeringas de 5 ml.

5.2 Reactivos y soluciones

Solución salina formolada al 2.5%

Pepsina

Ácido clorhídrico concentrado.



35

Agua destilada

Ivermectina (Ivergen Platinum® 3.15 %)

Propilenglicol

Glicerinformal

Formol al 10%

5.3 Material biológico.

Parásitos hembra adultos de Toxocara canis que se obtuvieron a partir de cadáveres de

cachorros con infestación natural de entre uno y tres meses de edad procedentes del Centro de

Control Canino del Municipio de Cuautitlán Izcalli, México.

5.4 Animales para experimentación.

80 Ratones blancos machos de la cepa CD-1 de aproximadamente 4 meses de edad,

divididos en 8 grupos de 10 animales que se alojaron en cajas de policarbonato en el laboratorio de

Parasitología de la Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán (fig. 14), manteniéndolos con agua

y alimento ad limitum en un ambiente favorable de acuerdo con la norma 062 (NOM-062-ZOO-

1999) referente al cuidado y uso de animales de laboratorio.

Figura 14. Cajas para mantenimiento de los animales de experimentación. (Ramírez 2013)



36

5.5 Inóculo.

Las formas infestantes para inoculación (huevos larvados de T. canis), se obtuvieron en su

forma inmadura por disección de úteros de hembras adultas, fueron incubados a 27º C en cajas

Petri con solución salina fisiológica formolada al 2.5 % y observados por un periodo de tres

semanas manteniéndolos en esa condición hasta su utilización, una vez verificada la viabilidad de

las fases infestantes.

5.6 Material farmacológico.

Ivermectina (Bagomectina) formulada para liberación controlada con tecnología de

microesferas (Ivergen Platinum® de laboratorios Biogenesis Bago producto inyectable a una

concentración del 3.15 %), que fue diluido para su administración con seis partes de propilenglicol

y cuatro partes de glicerinformal.

5.7 Determinación de viabilidad.

La viabilidad se estableció por observación al microscopio de los huevos para evaluar la

movilidad de los organismos larvarios en el interior de estos, realizando diez conteos con el

objetivo 40x para diferenciar formas en las que sí hubo desarrollo de las fases en las que no lo

hubo, determinando el promedio de huevos larvados después de realizar este procedimiento por

diez ocasiones.

Los animales fueron inoculados con 500 huevos larvados viables utilizando una sonda gástrica para

alimentación de lactantes.

5.8 Grupos experimentales.

1. Grupo tratado previamente e inoculado para determinar la inhibición de la migración

de larvas de Toxocara canis. A cada uno de diez animales de un lote se le suministró una dosis del

producto de 200 μg/kg de peso por vía subcutánea y tres días después fueron inoculados con 500



37

huevos larvados del nematodo, treinta días después fueron sacrificados por dislocación cervical

para retirar de su cuerpo el hígado, pulmones, riñones, cerebro, corazón y porciones de la

musculatura esquelética (1 g. de este), estos fueron fragmentados finamente, se envolvieron en gasa

de algodón y se sometieron al proceso de digestión artificial en tubos individuales, usando jugo

gástrico (6 mililitros de ácido clorhídrico concentrado y 3 g de pepsina en 1 L de agua destilada) e

incubando en una primera etapa por 24 horas, se agitó el contenido de los tubos y se sometieron a

una segunda incubación por otras 24 horas, posterior a esto se retiraron las gasas con los restos de

tejidos y los tubos se centrifugaron durante 1 minuto, se decantó el sobrenadante para eliminar el

jugo gástrico el cual fue sustituido por formol al 10% que fue empleado como preservador

mezclándolo con el sedimento retenido en los tubos. El sedimento recuperado de cada uno de los

tejidos se revisó en el microscopio con la finalidad de contabilizar las larvas que sobrevivieron a

la actividad del producto antiparasitario. En el caso del músculo esquelético, ya que sólo se procesó

un gramo de muestra, se procedió a determinar el peso promedio de la carcasa (el peso del cuerpo del

ratón sin vísceras y piel), y el valor obtenido de larvas en un gramo de muestra se multiplicó por el peso

promedio de los diferentes lotes en los diferentes tratamientos.

2. Grupo inoculado y no tratado (control positivo). Un grupo de diez animales fue

inoculado con 500 huevos larvados del nematodo y treinta días después fueron sacrificados y

sometidos al mismo procedimiento que el grupo tratado previamente con la finalidad de verificar

el comportamiento migratorio normal de los organismos parasitarios demostrando su presencia en

ausencia de tratamiento.

3. Grupo no inoculado y no tratado (control negativo). Un grupo de diez animales se

mantuvo sin inocular y treinta días después se sacrificó, se sometieron al mismo procedimiento que

el grupo tratado previamente con la finalidad de verificar que los animales estaban libres del

parásito antes de iniciar el experimento.

4. Cinco grupos de diez animales fueron inoculados con 500 huevos larvados de T.

canis y mantenidos bajo observación por 30 días después de los cuales se sometieron a tratamiento

con el producto a evaluar que fue suministrado en dosis de 200 μg/kg de peso por vía subcutánea.



38

Uno de esos grupos (grupo 1) fue sacrificado por dislocación cervical 30 días después de

haber sido tratado y sometido a la misma secuencia descrita para el grupo tratado previamente.

Un segundo grupo (grupo 2) fue sacrificado 60 días después de haber sido tratado y

sometido a la misma secuencia descrita para el grupo tratado previamente.

Un tercer grupo (grupo 3) fue sacrificado 90 días después de haber sido tratado y sometido

a la misma secuencia descrita para el grupo tratado previamente.

El cuarto (grupo 4) y quinto grupo (grupo 5) se trataron con el mismo principio y dosis 90

días posteriores al primer tratamiento y fueron sacrificados a los 30 y 60 días del segundo

tratamiento y se sometieron a la misma secuencia descrita para el grupo tratado previamente.

Los datos obtenidos de todos los grupos de animales se integraron en cuadros para su mejor

comprensión y fueron sometidos a un análisis estadístico por medio de la técnica de Análisis de

Varianza y la Prueba de Tukey con el fin de establecer las diferencias entre los diversos grupos; en

ambas pruebas se utilizó un α=0.05 Por otra parte, se calculó el porcentaje de eficacia (%ξ) de

cada grupo, con base en la disminución del conteo larvario, por medio de la ecuación de Wescot.

Ecuación de Wescot:

% E = Y – Z X 100

Y

Dónde: % E = % eficacia.

Y= Total de larvas detectadas en los animales antes del tratamiento.

Z = Total de larvas detectadas en los animales después del tratamiento (Soulsby,

1986).



39

6. RESULTADOS

Inóculo.- El material de inoculación se obtuvo de un cultivo con 86% de viabilidad ajustando

la cantidad con el volumen (ver tabla 1).

Para determinar el volumen de inoculo se realizó el siguiente cálculo:

0.05 ml (50 μL) ------ 178 huevos viables.

X ------ 500 huevos viables.

X=0.140 mL.

Tabla 1. Número total de huevos de Toxocara canis en volúmenes de 50 μL utilizados para el inóculo.

No. de conteo Huevos viables en

50 μL

Huevos no viables en

50 μL

1 129 18

2 375 67

3 201 31

4 100 19

5 333 41

6 40 7

7 83 10

8 149 28

9 151 20

10 220 30 Total

PROMEDIO 178.1 ≈ 178 27.1 ≈ 27 205

PORCENTAJE 86 % 14% 100 %

En la presente experimentación los primeros grupos procesados fueron el control positivo

(inoculado y no tratado), el control negativo (no inoculado y no tratado) y el tratado previamente e

inoculado 3 días después. El control negativo no presentó larvas y sirvió para corroborar que los

animales utilizados en la experimentación estaban libres de larvas de T. canis.

En total se procesaron 396 muestras que correspondieron a 6 zonas anatómicas de 66 ratones

de los 80 que se tenían originalmente.



40

Se tuvo una mortalidad del 17.5 %, teniendo como posibles causas la disminución repentina

de la temperatura del medio ambiente. La administración subcutánea, en algunos casos, generó

lesiones las cuales pudieron despertar el instinto caníbal natural de los roedores, por lo que en

algunos casos se presentaron ataques por parte de otros sujetos del grupo causando lesiones severas

que los inducían a la muerte.

Partiendo de los resultados encontrados en el grupo control positivo (inoculados y no

tratados) se detectó la presencia de larvas de T. canis en todos los ratones mostrando la migración

larvaria en los diferentes órganos estudiados y con un promedio de asentamiento global de 88.8

larvas, se observó el asentamiento de las mismas en 2 tejidos principalmente: cerebro y músculo

(ver Tabla 2).

Tabla 2. Número de larvas de Toxocara canis recuperadas de los diferentes tejidos en el grupo inoculado

y no tratado (Control positivo).

NO. DE LARVAS EN

RATÓN HÍGADO PULMÓN CORAZÓN RIÑÓN CEREBRO MÚSCULO ∑ 1 6 6 9 4 20 138 183

2 7 4 4 6 14 46 81

3 6 3 1 3 32 23 68

4 5 2 1 4 14 46 72

5 4 2 2 2 14 23 47

6 4 2 3 2 3 115 129

7 4 2 1 0 7 92 106

8 3 3 2 0 68 69 145

9 1 0 1 0 9 46 57

10 0

SUMA 40 24 24 21 181 598 888

PROMEDIO 4,4 2,7 2,7 2,3 20,1 66,44 88,8

0

La tendencia migratoria observada en los grupos inoculados durante el resto del experimento

se comportó de la misma manera. Ya que se observa que los 2 tejidos con mayor asentamiento de

larvas fueron: músculo y cerebro, reduciendo significativamente la presencia de larvas en los otros

órganos, comparando los resultados con el grupo control positivo.

Al administrar el tratamiento de ivermectina previamente a la inoculación de las larvas

(grupo tratado previamente), en dosis de 200 μg/kg (vía subcutánea), se observó una gran

disminución larvaria en cada uno de los órganos respecto al grupo control positivo (ver Tabla 3).



41

La presencia promedio de larvas (post tratamiento) en cerebro fue de 3.3 y en músculo de 2.9,

siendo estos los órganos con mayor asentamiento larvario. En pulmón y corazón fue de 0.1,

mientras que en los tejidos restantes no se encontraron larvas. Esto demuestra que al administrar

previamente el fármaco se consigue inhibir la migración normal de las larvas por los diferentes

tejidos estudiados.

El porcentaje de eficacia para inhibir la migración de larvas del fármaco es de:

%25.94100888

51888%

E

Tabla 3. Número de larvas de Toxocara canis recuperadas de los diferentes tejidos en el grupo tratado 3

días antes de la inoculación (Grupo tratado previamente).

Cuando pasaron 30 días después de la primera administración de ivermectina (Grupo 1), se

encontró la misma tendencia de reducción descrita con anterioridad, en donde el músculo y cerebro

presentan mayor asentamiento de larvas. En comparación con el grupo control positivo se observó

un nivel porcentual de disminución de larvas del 64.52%. El promedio de larvas en pulmón,

corazón, riñón e hígado fue menor a 1, en cerebro el promedio fue de 11.3 larvas, reduciéndose un

43.64%, en músculo se obtuvo un promedio de 23 larvas, reduciéndose un 65.38%, con respecto

al control positivo (ver Tabla 4).

NO. DE LARVAS EN


2 0 0 0 0 2 0 2

3 0 0 0 0 6 23 29

4 0 0 0 0 1 0 1

5 0 0 1 0 2 0 3

6 0 0 0 0 3 0 3

7 0 0 0 0 5 0 5

8 0 0 0 0 4 0 4

9 0

10 0

SUMA 0 1 1 0 26 23 51

PROMEDIO 0 0,1 0,1 0,0 3,3 2,9 5,1



42

El porcentaje de eficacia que se obtuvo para el grupo 1 es de:

%52.64100888

315888%

E


(inoculado, tratado y sacrificado 30 días después).

NO. DE LARVAS EN


2 0 0 0 0 13 23 36

3 0 0 1 0 16 0 17

4 0 1 0 0 14 23 38

5 0 0 0 0 10 0 10

6 0 0 0 0 12 0 12

7 0 0 0 0 11 0 11

8 0 0 0 0 4 23 27

9 2 1 1 0 16 138 158

10 0

SUMA 2 2 2 0 102 207 315

PROMEDIO 0,22 0,2 0,2 0,0 11,3 23,0 31,5

Después de 60 días de la administración de la primera dosis de ivermectina (Grupo 2), se

observa la misma tendencia de reducción de larvas comparada con el grupo control positivo, En la

tabla 5 se puede observar que en riñón se encontró un máximo de 5 larvas. En cerebro se obtuvo

un promedio larvario de 9.3 significando un porcentaje de reducción en comparación con el grupo

control positivo del 53.7%, para músculo se obtuvo un promedio de larvas encontradas de 12.8

significando una reducción del 80.73%. En general el porcentaje total de eficacia en la reducción

de larvas para el grupo 2 fue de:

%12.76100888

212888%

E



43



NO. DE LARVAS EN

RATÓN HÍGADO PULMÓN CORAZÓN RIÑÓN CEREBRO MÚSCULO ∑

1 0 0 0 0 7 23 30

2 0 0 0 0 6 0 6

3 0 1 0 0 15 23 39

4 1 0 0 5 17 23 46

5 0 0 0 0 3 23 26

6 0 0 0 1 7 0 8

7 0 2 0 0 7 0 9

8 0 0 0 0 12 23 35

9 0 0 3 0 10 0 13

10 0

SUMA 1 3 3 6 84 115 212

PROMEDIO 0,1 0,3 0,3 0,7 9,3 12,8 21,2

Para el grupo 3 (inoculado, tratado y sacrificado 90 días después) se observó la misma

tendencia de reducción en la cantidad de larvas, sin embargo, en la tabla 6 se puede ver que en

hígado se encuentra un número mayor de larvas con respecto a los dos grupos anteriores y en

músculo se encontró la misma cantidad que el grupo anterior (grupo 2), teniendo en promedio 1.0

larvas en hígado y 16.4 larvas en músculo. Para cerebro se encontró en promedio 5.3 larvas, con

un porcentaje de reducción de este órgano en comparación con el grupo control de 73.6 %.

Pasados los 90 días desde la primera administración que corresponden al período de

persistencia del fármaco el porcentaje de eficacia que se detecta fue:

%64.81100888

163888%

E



44



NO. DE LARVAS EN


1 1 0 0 0 1 46 48

2 0 0 0 1 3 0 4

3 1 1 0 0 6 0 8

4 0 0 1 0 4 46 51

5 2 0 0 0 6 0 8

6 0 0 1 0 11 0 12

7 3 0 0 0 6 23 32

8 0

9 0

10 0

SUMA 7 1 2 1 37 115 163

PROMEDIO 1,0 0,1 0,3 0,1 5,3 16,4 16,3

Se administró un segundo tratamiento 90 días después del primero, en donde la tendencia

de reducción larvaria se comportó de la misma manera que los grupos 1, 2 y 3 observando que en

hígado, pulmón, corazón y riñón no había larvas. Comparando con el grupo control positivo, en

cerebro se detectaron un promedio de 4.7 larvas y en músculo de 6.6 larvas (ver tabla 7), teniendo

un porcentaje de reducción de 76 % y 90.06%, respectivamente, por lo que el porcentaje de eficacia

para este grupo fue:

%10.91100888

79888%

E



45


(inoculado, sometido a dos tratamientos con ivermectina y sacrificado 30 días después de la segunda

administración)

NO. DE LARVAS EN


1 0 0 0 0 8 0 8

2 0 0 0 0 4 0 4

3 0 0 0 0 3 0 3

4 0 0 0 0 3 0 3

5 0 0 0 0 2 0 2

6 0 0 0 0 8 46 54

7 0 0 0 0 5 0 5

8 0

9 0

10 0

SUMA 0 0 0 0 33 46 79

PROMEDIO 0 0 0 0 4,7 6,6 7,9

A los 60 días posteriores del segundo tratamiento se sacrificó el último grupo de ratones, en

donde se observó que para hígado, pulmón, corazón y riñón había un promedio de larvas menor a

1 y la cantidad presente en cerebro disminuyó considerablemente comparándolo con los diferentes

grupos. A esta altura del experimento en el tejido cerebral y muscular se presentó un promedio de

larvas de 1.6 y 6.6, respectivamente, los cuales corresponden al 92% y 90.06% de reducción

larvaria en comparación con el grupo control positivo. El porcentaje de eficacia que presentó la

ivermectina a estas alturas fue el siguiente:

%13.93100888

61888%

E



46


(inoculado, sometido a dos tratamientos con ivermectina y sacrificado 60 días después de la segunda

administración)

NO. DE LARVAS EN


1 0 0 0 1 0 0 1

2 0 1 0 0 0 23 24

3 0 0 1 0 1 0 2

4 1 0 0 0 3 0 4

5 0 0 0 0 3 0 3

6 0 0 0 0 3 23 26

7 0 0 0 0 1 0 1

8 0

9 0

10 0

SUMA 1 1 1 1 11 46 61

PROMEDIO 0,1 0,1 0,1 0,1 1,6 6,6 6,1

En la tabla 9 se agrupan los resultados referentes a los órganos analizados en cada uno de

los grupos experimentales, de esta forma se puede apreciar de mejor manera la tendencia migratoria

y de alojamiento que presentan las larvas, en donde se demuestra que los órganos mayormente

afectados fueron cerebro, hígado y músculo esquelético, además se refleja claramente la reducción

gradual de larvas en los animales experimentales de acuerdo al tiempo trascurrido y a los

tratamientos administrados.

En la gráfica 1, se refleja de manera más objetiva los resultados globales del experimento y

nos es útil para la comparación del porcentaje de eficacia que presenta la ivermectina con

formulación de liberación controlada bajo el esquema utilizado.



47

Tabla 9. Número de larvas de Toxocara canis recuperadas en los diferentes órganos de los animales de

todos los grupos durante la experimentación.

NO. DE LARVAS

GRUPO HÍGADO PULMÓN CORAZÓN RIÑÓN CEREBRO MÚSCULO ∑ Control - 0 0 0 0 0 0 0

Control + 40 24 24 21 181 598 888

Tratado previamente 0 1 1 0 26 23 51

Grupo 1 0 1 1 0 86 207 319

Grupo 2 1 3 3 6 84 115 212

Grupo 3 7 1 2 1 37 115 163

Grupo 4 0 0 0 0 33 46 79

Grupo 5 1 1 1 1 11 46 61

SUMA 51 34 35 29 474 1150 1773

PROMEDIO 6,38 4,25 4,38 3,63 59,25 143,75 221,63

Grafica 1. Gráfica comparativa de las cantidades de larvas de Toxocara canis recuperadas en los tejidos

de los animales en los diferentes grupos experimentales.

En la tabla 10 se muestra los valores promedio de larvas de Toxocara canis halladas en los

grupos que recibieron tratamiento, de igual forma se observa el porcentaje de eficacia que presentó

la ivermectina de liberación controlada para la eliminación e inhibición de larvas en los diferentes

grupos experimentales.



48

Tabla 10. Promedio y porcentaje de reducción de larvas de T. canis en los diferentes grupos que

recibieron tratamiento.

Control

Positivo

Grupo

Tratado

previamente

Grupo 1 Grupo 2

Grupo 3

Grupo 4

Grupo 5

PROMEDIO DE

LARVAS 88,80 5,1 31,5 21,2 16,3 7,9 6,1

PORCENTAJE

DE

REDUCCIÓN

0% 94.25% 64.52% 76.12% 81.64% 91.10% 93.13%

En la gráfica 2 se puede vislumbrar de mejor manera como el porcentaje de eficacia que

presenta el fármaco utilizado durante el experimento, aumenta en forma gradual conforme pasa el

tiempo que el fármaco permanece en el organismo de los animales de experimentación.

Grafica 2. Gráfica comparativa del porcentaje de eficacia para la eliminación de las larvas de Toxocara

canis en los diferentes grupos experimentales.

En la tabla 11 se muestran las cantidades totales de larvas de T. canis encontradas por ratón

en cada uno de los grupos experimentales, en base a esta tabla se realizó el análisis de varianza



49

(ANOVA) con la ayuda del programa Microsoft Office Excel (ver tabla 12). Para la realización de

este análisis se definieron las siguientes hipótesis:

H0, en la cual los tratamientos no influyen en la eliminación de las larvas enquistadas de T.

canis, y H1, en la cual los tratamientos de estos si influyen en la eliminación de las larvas

enquistadas.

H0: µ1 = µ2 = µ3 = µ4

Los tratamientos no influyen en la eliminación de las larvas enquistadas.

H1: µ1 ≠ µ2 ≠ µ3 ≠ µ4

Los tratamientos si influyen en la eliminación de las larvas enquistadas.

En los resultados que se muestran en la tabla de ANOVA (tabla 12) en los que Fc = 11.74

> Fα, 0.05 = 2.13, se rechaza H0. Estos valores indican que los tratamientos de aplicación del

producto si influyen en la eliminación de las larvas de T. canis enquistadas en los diferentes tejidos

de los ratones

Tabla 11. Cantidades totales de larvas encontradas en cada ratón de los diferentes grupos utilizados durante el experimento.

RATÓN Control

Negativo Control

Positivo Tratado

previamente Grupo

1 Grupo

2 Grupo

3 Grupo

4 Grupo

5 ∑

1 0 183 4 6 30 48 8 1 280

2 0 81 2 36 6 4 4 24 157

3 0 68 29 17 39 8 3 2 166

4 0 72 1 38 46 51 3 4 215

5 0 47 3 10 26 8 2 3 99

6 0 129 3 12 8 12 54 26 244

7 0 106 5 11 9 32 5 1 169

8 0 145 4 27 35 211

9 0 57 158 13 228

10 0 0

SUMA 0 888 51 315 212 163 79 61 1769

PROMEDIO 0 88,8 5,1 31,5 21,2 16,3 7,9 6,1 176,9



50

Tabla 12. Tabla de ANOVA para larvas encontradas en cada ratón de los diferentes grupos experimentales.

Origen de

las

variaciones

Suma de

cuadrados

Grados de

libertad

Promedio

de los

cuadrados

Fc Probabilidad Fα, 0.05

Entre

grupos 59487.5875 7 8498.22679 11.7455207 7.153 E-10 2,13965552

Dentro de

los grupos 52094.1 72 723.529167

Total 111581.688 79

Teniendo estos resultados se procedió a aplicar la prueba de Tukey con ayuda del software

minitab 16, para determinar la diferencia entre las medias de cada uno de los lotes, obteniendo que

las medias de cada grupo son significativamente diferentes con respecto al grupo control positivo.

A continuación se muestran estos resultados:

Agrupar información utilizando el método de Tukey

N Media Agrupación

INOCULADO NO TRATADO Control (+ 10 88.80 A

grupo 1 10 31.50 B

grupo 2 10 21.20 B

grupo 3 10 16.30 B

grupo 5 10 6.10 B

tratado previamente 10 5.10 B

grupo 4 10 3.50 B

control negativo 10 0.00 B

Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.

Intervalos de confianza simultáneos de Tukey del 95%

Todas las comparaciones en parejas

Nivel de confianza individual = 99.74%

Se restó control negativo a:

Inferior Centro Superior

INOCULADO NO TRATADO Con 51.20 88.80 126.40

tratado previamente -32.50 5.10 42.70

grupo 1 -6.10 31.50 69.10

grupo 2 -16.40 21.20 58.80

grupo 3 -21.30 16.30 53.90

grupo 4 -34.10 3.50 41.10

grupo 5 -31.50 6.10 43.70

--------+---------+---------+---------+-

INOCULADO NO TRATADO Con (-----*----)

tratado previamente (-----*----)

grupo 1 (-----*----)

grupo 2 (----*----)

grupo 3 (----*-----)



51

grupo 4 (-----*----)

grupo 5 (----*----)

--------+---------+---------+---------+-

-70 0 70 140

Se restó INOCULADO NO TRATADO Control (+ a:

Inferior Centro Superior

tratado previamente -121.30 -83.70 -46.10

grupo 1 -94.90 -57.30 -19.70

grupo 2 -105.20 -67.60 -30.00

grupo 3 -110.10 -72.50 -34.90

grupo 4 -122.90 -85.30 -47.70

grupo 5 -120.30 -82.70 -45.10

--------+---------+---------+---------+-

tratado previamente (----*----)

grupo 1 (-----*----)

grupo 2 (----*-----)

grupo 3 (-----*----)

grupo 4 (-----*----)

grupo 5 (----*-----)

--------+---------+---------+---------+-

-70 0 70 140

Se restó tratado previamente a:

Inferior Centro Superior --------+---------+---------+---------+-

grupo 1 -11.20 26.40 64.00 (-----*----)

grupo 2 -21.50 16.10 53.70 (----*-----)

grupo 3 -26.40 11.20 48.80 (-----*----)

grupo 4 -39.20 -1.60 36.00 (-----*----)

grupo 5 -36.60 1.00 38.60 (----*-----)

--------+---------+---------+---------+-

-70 0 70 140

Se restó grupo 1 a:


grupo 2 -47.90 -10.30 27.30 (-----*----)

grupo 3 -52.80 -15.20 22.40 (-----*----)

grupo 4 -65.60 -28.00 9.60 (----*----)

grupo 5 -63.00 -25.40 12.20 (----*-----)

--------+---------+---------+---------+-

-70 0 70 140



grupo 3 -42.50 -4.90 32.70 (----*-----)

grupo 4 -55.30 -17.70 19.90 (----*-----)

grupo 5 -52.70 -15.10 22.50 (-----*----)

--------+---------+---------+---------+-

-70 0 70 140





52

grupo 4 -50.40 -12.80 24.80 (----*-----)

grupo 5 -47.80 -10.20 27.40 (-----*----)

--------+---------+---------+---------+-

-70 0 70 140



grupo 5 -35.00 2.60 40.20 (----*-----)

--------+---------+---------+---------+-

-70 0 70 140



53

7. ANALISIS DE RESULTADOS Y DISCUSIÓN.

Toxocara canis es un parásito del perro capaz de infectar accidentalmente al hombre

produciéndole enfermedad. En los últimos años se ha ido acentuando la interacción entre los

humanos y sus mascotas, con una mayor integración a su núcleo familiar, esto a un punto de que

los animales son considerados parte de los grupos familiares, y el descuido en el manejo de sus

enfermedades incrementa el riesgo de contraerlas, es por esto que resulta de gran interés buscar

opciones que permitan el control de las diferentes zoonosis existentes especialmente el caso de la

toxocariasis.

Entre varias familias de antiparasitarios empleados, individualmente o en combinaciones,

en la última década se desarrollaron especialmente para los rumiantes fármacos a base de

Ivermectina con tecnología de liberación controlada, que facilitan el control de una amplia gama

de parásitos, lo cual permite desarrollar programas preventivos y de control de los nematodos que

afectan a estas especies con un buen nivel de eficacia mejorando la eficiencia productiva de los

animales. El traslado de esa tecnología con un enfoque al control de los problemas parasitarios de

las mascotas ha permitido manejar productos enfocados inicialmente al control de la dirofilariasis,

basados también en lactonas macrocíclicas que se emplean en programas preventivos estableciendo

tratamientos con intervalos de 180 a 360 días con resultados bastante satisfactorios. Esto ha llevado

a considerar estrategias para optimizar la terapia antihelmíntica contra T. canis, prevenir el

desarrollo de fases adultas al evitar la transmisión lactogénica y transplacentaria asociada a las

perras, para que al final se reduzca la contaminación del entorno (parques, patios y calles)

reduciendo el riesgo para la población humana.

Este trabajo entonces se enfocó a estudiar el efecto inhibitorio y la remoción de larvas de T.

canis empleando una de las variantes de ivermectina formulada para su liberación gradual,

empleando un modelo murino considerando intervalos de hasta 90 días con una sola aplicación,

generando una opción nueva en el control y la prevención de este parásito tan importante.

Partiendo del modelo murino empleado, la distribución anatómica observada en los estados

larvarios en los animales correspondió con el comportamiento de migración que coincide con el



54

descrito en la literatura, con mayor afinidad para su asentamiento definitivo en el tejido cerebral y

músculo esquelético (Dolinsky, 1985. López y Mejía, 2003). En el tejido cerebral se puede explicar

este asentamiento en base al comportamiento que sigue la respuesta inmune local, ya que el sistema

nervioso central, en particular el cerebro, presentan únicamente células microgliales y carece de

las clásicas células presentadoras de antígeno, como las dendríticas; el SNC carece además de la

expresión constitutiva de moléculas de presentación antigénica MHC de clase I y de clase II y los

vasos linfáticos no se encuentran presentes en el cerebro, lo cual limita la participación del sistema

inmune en la eliminación de larvas de T. canis de este. (Vergara, 2011)

Para determinar la inhibición migratoria fue administrado primeramente el fármaco vía

subcutánea a la dosis terapéutica recomendada de 200 μg/kg, 3 días después fueron inoculados con

huevos larvados y se sacrificaron 30 días después a esta inoculación , observando que el fármaco

presentó una eficacia de eliminación de fases larvarias del 94.25%, el valor detectado indica que

para prevenir posibles infecciones con T. canis es altamente recomendable la utilización de

ivermectina con formulación de liberación controlada, obteniendo periodos de acción de hasta 90

días, facilitando el tratamiento preventivo, con un costo más reducido que con otros esquemas

evaluados, ya que no se requieren tratamientos repetitivos mensuales debido al largo tiempo de

prevalencia que presenta la ivermectina, con esta tecnología, en el organismo de los afectados por

el parásito.

Se encontró que el porcentaje de eficacia que presenta el fármaco para eliminar L-2 de T.

canis aumentaba proporcionalmente al tiempo que el fármaco permanecía en el organismo de los

ratones y al número de tratamientos administrados, es decir, que a los 30 días post inoculación

(grupo 1) el porcentaje de eficacia fue de 64.52%, a los 60 días (grupo 2) fue de 76.12% y a los 90

días (grupo 3) de 81.64%. Al realizar un segundo tratamiento en cual los animales se sacrificaron

a los 30 y 60 días posteriores a esta segunda administración (grupos 4y 5) se observó un porcentaje

de eficacia del 91.10% y del 91.13 %, respectivamente.

Para el grupo 1 el número promedio de larvas presentes en el cerebro (órgano con alta

concentración de larvas) fue de 11.3, mientras que para el grupo 2 de 9.3, lo cual nos indica que



55

las larvas se han desplazado del cerebro a los otros órganos al ser afectadas las que ocupaban

originalmente a estos tejidos.

Los resultados obtenidos después del análisis de varianza mostraron que los tiempos de

exposición y tratamientos con ivermectina a los que se sometieron los diferentes grupos

experimentales, influyen en la eliminación y la inhibición migratoria de las larvas de T. canis, ya

que la Fc = 10.97 > Fα, 0.05 = 2.13. Al realizar la comparación de las medias por la prueba de

Tukey se determinó una diferencia significativa de las medias de cada grupo en comparación con

el grupo control positivo.

Al someter a un segundo tratamiento con ivermectina formulada para su liberación

controlada a los ratones infestados con larvas, la eficacia que se genera fue progresivamente mayor,

por lo que se puede considerar que si se aplicara un tratamiento más, el porcentaje de reducción de

larvas sería mayor y muy probablemente se alcanzaría la eliminación total, por lo que se podría

plantear un nuevo trabajo experimental. Es importante considerar que en este trabajo se usó

únicamente 2 tratamientos suministrados con un intervalo de 90 días a diferencia de otros trabajos

con dosis únicas, con intervalos mensuales y otros esquemas con ivermectina asociada a otros

antiparasitarios.

Una variable que pudo afectar en los resultados que se obtuvieron, está asociada a que los

individuos experimentales tenían una edad mayor a 3 meses. Abo-sehada y Hebert en 1989 (citado

por Bardón, 1992) investigaron la influencia de la cepa, el sexo y la edad en ratones con infestación

inducida, en donde encontraron que existe un mejor asentamiento de parásitos en ratones de la cepa

CD-1 y en cuanto a la edad, cuando utilizan ratones de más de tres meses, encuentran

significativamente menos larvas en cerebro y más larvas en hígado y músculo esquelético sobre

todo en ratones machos. Otros factores no menos importantes fueron el tamaño del inóculo y la

dosis de fármaco administrado, ya que al tratarse de cantidades muy pequeñas estas pudieron o no

ser homogéneas para cada ratón que fue utilizado en el experimento.

Las lactonas macrocíclicas son un grupo de fármacos que surgieron en los años 80’s como

antiparasitarios de uso veterinario, presentan una estructura química muy semejante entre las



56

distintas moléculas y poseen propiedades similares en lo referente a su espectro de actividad

considerados como candidatos para eliminar larvas de nematodos, entre ellos T. canis, con

resultados superiores a los encontrados con otros fármacos conocidos.

Desde 1984 se han realizado experimentaciones con Ivermectina a dosis de 4 – 1000 μg/kg

arrojando diversos resultados, es importante citarlos ya que esto brinda un panorama acerca de

cómo se ha comportado este fármaco durante todo este tiempo.

De estas experimentaciones e investigaciones sobre la eficacia de la ivermectina como

tratamiento contra larvas de T. canis, podemos citar el estudio de Abo-Shehada y Hebert (1984)

quienes encontraron diferentes porcentajes de reducción del número de larvas aplicando

ivermectina (a dosis de 200 μg/kg vía oral o subcutánea), levamisol (100 mg/kg y 150 mg/kg

subcutáneo), fenbendazol (100 mg/kg vía oral) y albendazol (100 mg/kg vía oral). Al día 35

describieron una disminución del 70 % del parasitismo total con levamisol oral, mientras que con

el mismo fármaco pero con un tratamiento subcutáneo se alcanzó una reducción del 65 %. En el

caso de la Ivermectina hubo una reducción del 80% tanto de la formulación oral como la

subcutánea. Para el caso del fenbendazol y albendazol la reducción del parasitismo total con

respecto al control fue del 20 % y 38% respectivamente.

Martínez et al en 1993 (citado por Acosta, 2005), detectan que el producto más eficaz en

dosis única contra larvas enquistadas de T. canis en ratón, fue la ivermectina (0.2 mg/kg vía

subcutánea) con un 91 % de efectividad, para el 2002 González y Morales encuentran que esa

misma dosis sólo es capaz de eliminar el 50.13% de larvas usando el producto por vía subcutánea.

Comparando esa actividad contra moxidectina y doramectina, a las mismas dosis y vía de

administración, encontraron una eliminación de 25.7% con doramectina y del 19.72% con

moxidectina. López y Mejía en el 2002 manejando un esquema repetitivo de ivermectina a dosis

de 200 μg/kg, suministrados en intervalos de 5 tratamientos mensuales, obtuvieron una eficacia del

88.58%, mientras que con un solo tratamiento obtuvieron una eficacia del 58.1% de eliminación.

Contrastando estas investigaciones con el presente trabajo, se encuentra que al utilizar ivermectina

con tecnología de liberación controlada, la eficacia en cuanto a la eliminación de larvas de T. canis

está por encima de lo que hallaron López y Mejía en el 2002, es importante mencionar que estos



57

resultados se obtuvieron con únicamente 2 tratamientos a intervalos trimestrales, logrando al final

de la experimentación un porcentaje total de eliminación del 93.13%.

Acosta en 2005 evalúo la actividad de diferentes niveles de dosificación de Ivermectina

contra larvas enquistadas contra larvas de T. canis en ratones, aumentando 80 veces la dosis

convencional, teniendo como resultado que la eficacia con dosis de 4 y 50 µg/Kg origina

porcentajes de 11.83 % y 20.34 %, respectivamente (muy bajos), y con dosis de mayor

concentración como las de 400, 800 y 1000 µg/Kg obtuvo 51.34 %, 61 % y 68.74 % de eficacia

respectivamente. Retomando el experimento desarrollado en el presente trabajo, al utilizar un

tratamiento durante un periodo de 90 días, a la dosis recomendada de 200 µg/Kg, se obtuvo un

porcentaje de eliminación larvaria mucho mayor (81.64%) a las cifras encontradas por Acosta en

el 2004. Es importante resaltar que al utilizar ivermectina con esta tecnología, el efecto deseado

permanece por largo tiempo en el organismo, debido a que se mantienen valores plasmáticos del

fármaco eficientes para la destrucción de larvas, lo cual nos ayuda a explicar la diferencia tan

marcada en comparación con lo hallado por Acosta en el 2005. Como se describió con anterioridad,

las larvas de T. canis presentan una migración característica a cerebro y posteriormente después de

un tiempo (indefinido) regresan a sangre, terminando por enquistarse en musculo esquelético, esta

migración característica desfavorece la acción de la ivermectina al no poder cruzar la barrera

hematoencefalica, sin embargo al utilizar el fármaco en su formulación de liberación controlada,

al momento de que las larvas reingresan a sangre o a otros órganos, el efecto larvicida permanece

y se logra eliminar un mayor número de larvas que si utilizamos el fármaco convencional que

presenta una vida media de 36 horas.

Fernández y Ortiz (2004) evaluaron el uso de la asociación de Ivermectina (200 µg/Kg)

albendazol (5 mg/Kg) utilizando cuatro tratamientos mensuales, en donde encontraron que la

remoción obtenida con el uso de la asociación Ivermectina-albendazol a una sola dosis fue del 3.9

%, para la segunda dosis de 53.51 %, para una tercera dosis del 55.03 % y para una cuarta dosis

del 91.35 % del parasitismo total. Encontraron una reducción del 50 % en cerebro y del 90 % en

músculo esquelético, y observaron que el mejor efecto se presentó con los dos primeros

tratamientos, en éste caso se ha descrito que el albendazol puede atravesar la barrera

hematoencefálica, esta característica puede ser favorable para eliminar un mayor porcentaje de



58

larvas si la dosis de albendazol es incrementada de acuerdo a los datos disponibles. Comparando

estos resultados con el presente modelo, en el cual se utilizó ivermectina con tecnología de

liberación controlada, es importante destacar que usando únicamente dos tratamientos en intervalos

de 90 días, se obtuvo un porcentaje de eficacia final del 93.13% (superando lo obtenido por

Fernández y Ortiz). Este resultado es indicador de buena actividad y conforme a lo mencionado,

se puede sugerir que al utilizar una asociación de albendazol e ivermectina con vehículos diseñados

para liberar estos principios activos de forma controlada, podríamos obtener un mayor porcentaje

de eficacia en la remoción de larvas, y probablemente, en un número menor de días y tratamientos,

aunado a esto es posible que se logre prevenir la generación parásitos resistentes.

En el 2004 Balbuena y León evidencian una pérdida de potencia de diversas combinaciones

de antiparasitarios frente a este parásito, ellos desarrollaron una prueba crítica empleando 7

productos comerciales elaborados con anticestódicos y antinematódicos que fueron probados para

eliminar fases adultas de T. canis en perros con infestación natural, en donde observaron que

después de la necropsia los animales presentaron parásitos vivos y formas juveniles en cantidades

variables, esto significa que el parasitismo no desapareció, existiendo un riesgo para la salud

pública y aumentando la posibilidad de generar resistencias parasitarias. Hoy en día gracias a la

introducción de fármacos de liberación controlada se pueden optimizar los costos del tratamiento

obteniendo mejores resultados por un mayor tiempo, logrando una constante eliminación de

parásitos con un menor número de administraciones a intervalos de hasta 3 meses, además con esta

tecnología se busca también disminuir la aparición de parásitos resistentes. Sin embargo en los

últimos años se han realizado numerosas investigaciones referentes a la resistencia de diferentes

parásitos a la ivermectina, esta resistencia se ha ocasionado por el uso desmedido en parte debido

al fácil acceso que se tiene a los productos, pero también se ha encontrado que los parásitos tienen

comúnmente algunas características genéticas que los hacen menos susceptibles a los

antihelmínticos. (Márquez 2007)

Estas resistencias se generan debidamente a que los fármacos de corta acción tienden

remover en el hospedador a la mayoría, sino a toda, la población de parásitos, pero, posteriormente

al tratamiento, en un lapso de unas tres semanas (período pre-patente), las nuevas infecciones se

establecerán en el hospedador y se desarrollará la patencia. Durante este período, los parásitos que



59

sobrevivan al tratamiento serán los que contribuyan a la contaminación de las praderas, jardines,

parques, etcétera, a través de la excreción de huevos en las heces, situación que les brinda en este

periodo ventajas reproductivas sobre los genotipos resistentes sobre toda la población de parásitos.

Lo que sucede con los antihelmínticos de liberación controlada, es que debido a que es más largo

el periodo de acción de los fármacos, presentan más ventajas reproductivas los parásitos que

sobreviven al tratamiento que cuando se usan antihelmínticos de corta duración. Así, por ejemplo,

si se usa un antihelmíntico cuya persistencia y protección contra el establecimiento de nuevas

infecciones es de cuatro semanas y, además, si el periodo pre-patente es de tres semanas, entonces

el periodo de ventajas reproductivas para los sobrevivientes al tratamiento será de siete semanas.

Esta situación haría que los únicos parásitos contribuyentes con huevos en los parques, jardines,

pasturas, etc. en ausencia de genotipos susceptibles, serían prácticamente los sobrevivientes,

incrementándose, por lo tanto, la población de parásitos resistentes. Por otro lado, durante este

período no podrán establecerse larvas susceptibles que ingerían los hospederos, lo que si podrán

hacer las resistentes. Por lo tanto, el antihelmíntico no actúa solo contra los parásitos presentes,

sino que continua filtrando toda la población parasitaria mientras persista en el cuerpo, haciendo

que únicamente los parásitos resistentes puedan sobrevivir o desarrollarse, y reproducirse durante

este período sólo con otros parásitos resistentes. Sin embargo, este tema aún requiere más

investigación. (Márquez, 2007)

Podría afirmarse, en general, que los fármacos de liberación controlada, en este caso la

ivermectina, tiene una mayor probabilidad de inducir resistencia que los de corta acción, ya que

durante la fase de eliminación los parásitos se ven expuestos a concentraciones disminuidas del

fármaco, que permiten establecimiento de parásitos resistentes y la eliminación sucesiva de los

susceptibles. Por esto, difundir la cultura del buen uso y dosificación de los fármacos en general, y

sobre todo de los antihelmínticos, es de vital importancia para la prevención y control de

toxocariasis y un sin fin de enfermedades zoonóticas más. Además es ampliamente recomendable

la rotación hacia un principio con diferente modo de acción en tratamientos posteriores al uso de

ivermectina de liberación controlada para que se disminuya la posibilidad de generar parásitos

resistentes. (Márquez, 2007)



60

En función a todo lo anterior deberá considerarse la evaluación de otros esquemas de manejo

como la utilización de más tratamientos, la combinación con otros principios activos como el

albendazol u otro tipo de lactona macrocíclica, con el fin de observar las posibles sinergias

farmacológicas en el tratamiento contra larvas enquistadas de T. canis como contra las formas

adultas del parásito. El uso de un tercer tratamiento bajo el esquema descrito en el presente trabajo

podría suponer la eliminación completa de larvas.



61

8. CONCLUSIONES

Se contribuyó al estudio de la actividad antiparasitaria que genera un fármaco con tecnología

de liberación controlada a base de ivermectina (Ivergen Platinum® 3.15 %), el cual puede ser

ampliamente utilizado tanto en la prevención como en el control de Toxocara canis.

Al administrar, previamente a la infección, ivermectina con tecnología de liberación

controlada a dosis de 200 μg/kg subcutáneamente, se obtuvo un porcentaje de inhibición de

94.25%.

Los resultados obtenidos demuestran que el fármaco a base de ivermectina con tecnología

de liberación controlada (Ivergen Platinum® 3.15 %) administrado subcutáneamente, a dosis de

200 μg/kg, genera un porcentaje de eficacia a los 30 días post inoculación del 64.52%, a los 60 días

post inoculación del 76.12% y a los 90 días post inoculación del 81.64%. Al aplicar un segundo

tratamiento 90 días después del primero, se encontró que a los 30 días posteriores a esta

administración (120 días después del primer tratamiento) el fármaco presenta una eficacia del

91.10% en la reducción total de larvas y a los 60 días (150 días después del primer tratamiento) del

93.13%.



62

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10. ANEXOS

10.1 Diagrama de flujo.

PASO 1: Recolección de parásitos adultos para la obtención de huevos.

PASO 2: Incubar los huevos obtenidos en SSF formolada al 2.5 % a 27°C.


PASO 3: Determinar la viabilidad de los huevos.


¿Buen porcentaje

de viabilidad?

SI

NO

PASO 4: Comenzar a trabajar con los grupos experimentales


CONTROL

POSITIVO

CONTROL

NEGATIVO

Paso 6: Administrar 1er tratamiento

Registrar

PASO 5: Determinar la actividad

inhibitoria del farmaco

Gpo. 1

Gpo. 2

Gpo. 3

Gpo. 5

Gpo. 4

Paso 7: Administrar 2º Tratamiento

INICIO

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