Lap Lengkap Fishiologi Hewan Air

2

LAPORANFISIOLOGI HEWAN AIR

PRAKTIKUM I

OSMOREGULASI

NAMA : KRISYE

NIM : L 111 07 057

KELOMPOK : III (TIGA)

ASISTEN : ANDI HASRIANI

KONSENTRASI KONSERVASI SUMBERDAYA HAYATI LAUT

LABORATORIUM FISIOLOGI HEWAN AIR

JURUSAN ILMU KELAUTAN

FAKULTAS ILMU KELAUTAN DAN PERIKANAN

UNIVERSITAS HASANUDDIN

MAKASSAR

2009

3

I. PENDAHULUAN

A. Latar Belakang

Fisiologi dapat didefenisikan sebagai ilmu yang mempelajari fungsi,

mekanisme dan cara kerja dari organ, serta jaringan dan sel-sel organisme

(Fujaya, 1999).

Osmoregulasi adalah upaya hewan air untuk mengontrol keseimbangan

air dan ion antara tubuh dan lingkungannya, atau suatu proses pengaturan

osmosis. Sedangkan osmosis adalah pergerakan air melalui membran selektif

permeable. Osmosis sebenarnya adalah kasus khusus dari transpor pasif,

dimana molekul air berdifusi melewati membran yang bersifat selektif permeable

dimana dalam sistem osmosis tersebut terdapat larutan hipertonik ialah larutan

yang mempunyai konsentrasi terlarut tinggi atau pengaturan secara aktif

konsentrasi cairan tubuh yang lebih tinggi dari konsentrasi media biasanya pada

patadrom atau ikan air tawar, larutan hipotonik adalh larutan dengan konsentrasi

terlarut rendah atau pengaturan secara aktif konsentrasi cairan tubuh yang lebih

rendah dari konsentrasi media biasanya pada oseandrom atau ikan air laut

(Fujaya, 1999).

Setiap organisme pada saat beraktivitas masing – masing melakukan

adaptasi untuk dapat tetap bertahan hidup dalam lingkungannya. Bentuk

adaptasi yang dilakukan organismepun berbeda, ada beberapa organisme yang

bentuk adaptasinya dapat dilihat secara morfologi dan adapula yang beradaptasi

secara fisiologi. Misalnya saja organisme perairan, organisme yang hidup

diperairan tawar tentu memiliki bentuk adaptasi yang berbeda dan beberapa

organ khusus yang digunakan dnegan berbagai cara. (Burhanuddin, 2008)

Osmoregulasi merupakan hal yang sangat penting bagi kehidupan

organism perairan khususnya laut karena harus terjadi keseimbangan kadar ion

4

di dalam tubuh dengan lingkungannya. Oleh karena itu praktik kali ini ingin

melihat bagaimana tingkah laku ikan yang melakukan osmoregulasi di

lingkungan yang merupakan habitatnya dan yang bukan habitatnya.

B. Tujuan dan Kegunaan

Tujuan dilakukan percobaan osmoregulasi ini, yaitu:

1. Untuk mengetahui pengaruh perlakuan salinitas yang berbeda (0 ppt, 15

ppt, dan 30 ppt) terhadap tingkah laku ikan air tawar, ikan air laut, dan

ikan air payau.

2. Membandingkan adaptasi ikan terhadap perubahan salinitas.

Kegunaan yang dapat diambil dari percobaan ini adalah agar mahasiswa

dapat mengetahui dan membandingkan teori yang didapat dari kuliah dengan

hasil yang diperoleh dari praktikum, mengetahui metodologi atau cara

osmoregulasi yang dilakukan ikan serta memperoleh gambaran mengenai

hubungan faktor biotik dan abiotik terhadap proses osmoregulasi.

5

II. TINJAUAN PUSTAKA

Pengaturan terhadap tekanan osmotik cairan tubuh yang relatif konstan

adalah hal yang dibutuhkan ikan agar proses fisiologi di dalam tubuhnya berjalan

normal. Pengaturan tersebut disebut dengan osmoregulasi. Organ yang

berperan dalam proses osmoregulasi adalah ginjal, insang, kulit, membran mulut

dan beberapa organ khusus yang digunakan dengan berbagai cara

(Burhanuddin, 2008).

Pergerakan air melalui membran selektif permeable disebut osmosis. Itu

terjadi ketika dua larutan mempunyai perbedaan konsentrasi total larutan atau

osmolality. Larutan yang diketahui osmolalitinya diistilahkan isotonik. Osmosis

tidak terjadi pada larutan isotonik. Bagimanapun, ketika osmolaiti pada larutan

yang berbeda salah satu di antaranya harus mempunyai konsentrasi yang

tertinggi (hipertonik), sementara yang lainnya disebut hipotonik. Air mengalir

melalui membran dari larutan hipotonik ke larutan hipertonik (Djawad, 2008).

Hewan yang disebut osmoconformer, memelihara keseimbangan antar

cairan tubuh dengan keadaan lingkungan sekitar, mereka adalah isotonik

sedangkan keadaan lingkungan sekitar encer. Hewan yang tidak isotonik dengan

keadaan lingkungan sekitar disebut osmoregulator. Salah satu dari

osmoregulator adalh mengeluarkan kelebihan air ketika mereka berada di

lingkungan hipertonik. Kebanyakan invertebrata laut adalah osmoconformer,

dimana cairan tubuh mereka isotonik dari keadaan lingkungannya. Meskipun

konsentrasi relatif dari garam dan cairan tubuh mereka berubah-ubah

dibandingkan air laut, dalam kasus ini hewan juga harus mengatur tingkat ion

internal (Djawad, 2008).

Tidak semua ikan menetap pada habitat yang tetap di air tawar atau air

laut. Ikan pada saat-saat tertentu akan masuk ke daerah payau. Lingkungan

6

payau adalah lingkungan akuatik di daerah pantai yang merupakan tempat

pertemuan antara air sungai dengan air laut. Ada juga ikan yang hidup menetap

pada daerah perairan payau yang tentunya memerlukan kemampuan adaptasi

yang baik terhadap perubahan kadar garam yang selalu berubah (Burhanuddin,

2008).

Di daerah tropis banyak ikan laut yang bergerak ke daerah estuaria,

harus mampu mengubah secara mendadak dari menyimpan air menjadi

mengeluarkan sebanyak mungkin air melalui ginjal dan harus mengubah dari

mengekskresi garam yang lebih menjadi menyimpan (Burhanuddin, 2008).

Pada ikan air laut hidup pada lingkungan hipersomatik terhadap jaringan

dan cairan tubuhnya, sehingga ikan laut cenderung kehilangan air melalui kulit

dan insang serta kemasukan garam-garam. Beberapa spesies kehilangan 30-60

persen air yang terambil pada proses osmose. Untuk mengatasi kehilangan air,

ikan “minum” air laut, yang kemudian diserap melalui saluran pencernaan.

Akibatnya adalah meningkatnya kandungan garam dalam cairan tubuh. Padahal

dehidrasi dicegah dengan proses ini (Burhanuddin, 2008).

7

III. METODE PRAKTIK

A. Waktu dan Tempat

Praktikum Fisiologi Hewan Air dilaksanakan pada hari Jumat, tanggal 13

Maret 2008, pukul 09.00-12.00 WITA, bertempat di Laboratorium Fisiologi

Hewan Air, Fakultas Ilmu Kelautan dan Perikanan, Universitas Hasanuddin,

Makassar.

B. Alat dan Bahan

Alat-alat yang digunakan dalam praktikum osmoregulasi adalah toples 9

buah sebagai wadah diletakannya ikan, stopwatch 3 buah sebagai alat pengukur

waktu, salinometer 1 buah sebagai alat pengukur salinitas, dan lap kasar 1 buah

sebagai alat untuk membersihkan alat-alat lain yang telah digunakan.

Sedangkan bahan-bahan yang digunakan dalam praktikum ini, yaitu ikan

mas (Cyprinus carpio) 3 ekor, Ikan Giru (Amphiprion spp.) 3 ekor dan ikan

bandeng (Chanos chanos) 3 ekor sebagai sampel yang diamati, air tawar 0 ppt,

air payau 15 ppt, air laut 30 ppt sebagai medium ikan, serta tissue roll sebagai

bahan pengering alat-alat yang telah dibersihkan.

C. Prosedur Kerja

Prosedur kerja dari praktikum osmoregulasi, yaitu:

1. Menyediakan peralatan dan bahan yang akan digunakan.

2. Menyiapkan medium air dengan konsentrasi 0 ppt dan 30 ppt.

3. Melakukan pengenceran terhadap air laut, sehingga diperoleh air payau

dengan konsentrasi 15 ppt.

4. Menyiapkan 9 wadah atau toples.

8

5. Memasukkan media air pada setiap toples yang berbeda 3 toples untuk

air dengan salinitas 0 ppt (air tawar), 3 toples untuk air dengan salinitas

15 ppt (air payau), dan 3 toples untuk air salinitas 30 ppt (air laut).

6. Memasukkan masing-masing 1 ikan bandeng pada salinitas 0 ppt, 15 ppt,

30 ppt, masing-masing 1 ikan giru juga dimasukkan ke salinitas 0 ppt, 15

ppt, dan 30 ppt , serta masing-masing 1 ikan mas pada toples dengan

salinitas 0 ppt, 15 ppt, dan 30 ppt.

7. Mengamati perubahan tingkah laku selama 3 x 15 menit dan mencatat

setiap perubahan yang terjadi pada lembar praktikum.

D. Analisis Data Pengenceran

Rumus yang dipergunakan dalam percobaan osmoregulasi ialah rumus

pengenceran, dimana:

V1 x M1 = V2 x M2

Keterangan :

V1 = Volume awal

V2 = Volume akhir

M1 = Konsentrasi awal

M2 = Konsentrasi akhir

9

IV. HASIL DAN PEMBAHASAN

Berdasarkan hasil praktikum fisiologi hewan air tentang pengujian

osmoregulasi ikan, didapatkan data sebagai berikut :

A. Ikan air tawar (Ikan mas)

Salinitas

(ppt)

Waktu

pengamatan

Tingkah laku

0 15 menit (1) Aktif dan mengeluarkan sedikit feses

15 menit (2) Aktif dan mengeluarkan sedikit feses

15 menit (3) Aktif jumlah feses tidak bertambah, media jernih

15 15 menit (1) Gelisah

15 menit (2) Tidak aktif dan mengeluarkan feses

15 menit (3) Gelisah, media keruh dan mengeluarkan feses

30 15 menit (1) Gelisah

15 menit (2) Kondisi kritis, jumlah feses terus bertambah dan

media keruh

15 menit (3) Mati

Ikan mas pada salinitas 0 ppt mulai dari menit ke-15 samapai pada menit

ke-45 tingkah lakunya masih cenderung sama, dimana ikan tetap aktif dan sedikit

mengeluarkan feses, dan air tetap jernih hingga akhir pengamatan. Hal ini

disebabkan ikan masih bisa beradaptasi dengan lingkungan perairan yang

salinitasnya 0 ppt, dimana pada kondisi tersbut ikan mas masih mampu megatur

tekanan osmotik didalam tubuhnya dan berada pada kisaran salinitas habitatnya

yaitu air tawar, berbeda dengan ikan mas yang berada pada salinitas 15 ppt,

pada ikan mas komet, berdasarkan hasil pengamatan menunjukkan bahwa ikan

tersebut juga termasuk ikan stenohalin, yang toleran pada kisaran salinitas yang

sempit. Pada menit ke-15 tampak gelisah (stress), menit ke-30 sudah tidak aktif

dan mengeluarkan feses hingga pada menit ke 45 ikan ini tampak gelisah dan

mediumnya tampak keruh. Sama halnya dengan ikan mas yang berada pada

10

salinitas 30 ppt, pada menit ke-15 tampak gelisah, menit ke-30 kondisinya kritis

jumlah feses terus bertambah dan media semakin keruh, serta pada menit ke-45

ikan ini sudah mati. Hal ini sesuai dengan pendapat Djawad (2008), bahwa ikan

mas termasuk ke dalam jenis ikan stenohaline yang tidak mampu bertahan hidup

pada kondisi yang mengalami perubahan salinitas yang tinggi.

B. Ikan air payau (Ikan Bandeng)

Salinitas

(ppt)

Waktu

pengamatan

Tingkah laku

0 15 menit (1) Aktif dan sedikit mengeluarkan feses

15 menit (2) Aktif dan sedikit mengeluarkan feses


15 15 menit (1) Diam dan mengeluarkan feses

15 menit (2) Diam dan mengeluarkan feses

15 menit (3) Diam dan mengeluarkan feses

30 15 menit (1) Sedikit bergerak, mengeluarkan feses

15 menit (2) Banyak bergerak di dasar dan banyak membuka

mulut

15 menit (3) Banyak membuka mulut dan tetap di dasar serta

mengeluarkan feses

Pada ikan bandeng, sebagaimana dengan yang berada pada salinitas 0 ppt

dimana pada menit ke-15 hingga menit ke-45 kondisinya cenderung sama yaitu

aktif dan sedikit mengeluarkan feses. Begitupun dengan yang berada dalam

salinitas 15 ppt mulai dari menit ke-15 sampai akhir pengamatan kondisinya juga

tetap sama yakni diam dan mengeluarkan feses. Namun kondisinya sedikit

berbeda dengan yang berada dalam salinitas 30 ppt, dimana pada menit ke-15

ikan bandeng sedikit bergerak dan mengeluarkan feses, pada menit ke-30

banyak bergerak di dasar dan banyak membuka mulut, dan pada menit ke-45

banyak membuka mulut dan tetap di dasar serta mengeluarkan feses. Hal ini

sesuai dengan pendapat Djawad (2008), bahwa ikan bandeng termasuk ke

11

dalam jenis ikan eurihalin mampu bertahan hidup pada kondisi kadar garam yang

selalu berubah seperti di daerah payau.

C. Ikan Air Laut (Ikan Giru)

Salinitas

(ppt)

Waktu

pengamatan

Tingkah laku

0 15 menit (1) Ikan bergerak bebas

15 menit (2) Ikan lebih banyak bergerak di dasar

15 menit (3) Mulai beradaptasi dengan berenang mundur

15 15 menit (1) Ikan mulai lambat bergerak

15 menit (2) Stress dan banyak mengeluarkan feses

15 menit (3) gelisah.

30 15 menit (1) Aktif dan sedikit mengeluarkan feses



Berdasarkan hasil pengamatan yang dilakukan pada ikan giru dengan

salinitas 0 ppt pada 15 menit pertama ikan masih bergerak bebas di dasar

namun kadang-kadang ke permukaan, menit 15 kedua ikannya bergerak di dasar

media namun sesekali naik ke permukaan dan pergerakan mulai melambat dan

menit terakhir ikannya mulai beradaptasi dengan berenang mundur dan

mengeluarkan agak banyak feses. Hal ini kemungkinan dapat terjadi karena ikan

giru yang digunakan telah dipakai oleh kelompok lain untuk praktikum

osmoregulasi juga, sehingga kemampuan untuk mengatur osmoregulasi ikan

yang digunakan menjadi berkurang. Dan apabila ikan tidak mampu mengontrol

proses osmosis yang terjadi, bisa jadi ikan akan mati karena terjadi

ketidakseimbangan konsentrasi larutan tubuh yang akan berada di luar batas

toleransinya.

Hasil pengamatan ikan giru pada salinitas 15 ppt didapatkan bahwa

akhirnya pergerakan ikan menjadi lambat dibanding ketika pertama kali

diturunkan namun masih aktif untuk naik dan turun secara perlahan naik turun

12

dari permukaan air. Hal ini disebabkan ikan tersebut memerlukan banyak energi

untuk metabolisme yang cenderung lebih banyak yang nantinya akan digunakan

untuk adaptasi dengan lingkungannya atau untuk menyeimbangkan tekanan

dalam tubuh dengan lingkungan. Hal ini sesuai dengan pendapat Djawad (2008)

bahwa ikan giru yang merupakan ikan laut merupakan ikan yang tidak dapat

mentolerir kadar salinitas dengan range besar.

Sedangkan hasil pengamatan yang dilakukan pada ikan dengan salinitas

medium 30 ppt dari 15 menit pertama hingga terakhir ikan masih tetap saja aktif

bergerak dan tidak terjadi perubahan tubuh terhadap lingkungan. Menurut

Djawad (2008) hal ini dikarenakan ikan giru hidup pada salinitas yang tinggi di

atas >17 permil dan salinitas ini ada pada medium yang ia temukan pada

praktikum ini. Sehingga ikan giru tidak mengalami perubahan tingkah laku yang

signifikan karena ikan tersebut bisa menyeimbangkan tekanan ion atau cairan

yang ada dalam tubuhnya dengan tekanan ion atau cairan yang ada dalam

lingkungannya

13

V. KESIMPULAN DAN SARAN

A. Kesimpulan

Adapun kesimpulan yang dapat ditarik dari praktikum osmoregulasi ini,

yaitu:

1. Ikan mas (Cyprinus carpio) merupakan ikan air tawar yang tidak dapat

mentolerir kadar garam yang tinggi sehingga ia termasuk dalam

stenohaline karena ikan mas hidup pada kisaran salinitas rendah. Adapun

salinitas yang dapat ditolerir hanyaa sebatas 0-0,5 permil untuk itu ikan

tersebut membutuhkan energi yang besar untuk dapat mentolerir kondisi

salinitas yang sangat berbeda dari habitat biasanya.

2. Ikan bandeng (Chanos chanos) merupakan ikan yang hidup pada

estuaria sehingga ia termasuk dalam euryhaline karena kemampuannya

untuk mentolerir kisaran salinitas yang luas karena tubuhnya termasuk

osmoregulator.

3. Ikan air giru (Amphiprion spp.) merupakan ikan air laut yang dapat

hanyaa dapat hidup pada salinitas >17 permil, oleh karena itu ia termasuk

dalam stenohaline yang dapat mentolerir kisaran salinitas yang sempit.

B. Saran

Saya sangat mengaharapkan pada saat praktikum berikutnya jadwal

praktikum tidak digabung lagi dan laporan pada praktikum yang dilaksanakan

dapat di ACC paling lambat 2 minggu setelah praktikum sehingga asisten dan

praktikan tidak kewalahan.

14

DAFTAR PUSTAKA

Burhanuddin, Iqbal. 2008. Ikhtiologi. PT. Yayasan Citra Emulsi. Makassar.

Djawad. 2008. Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan air. Universitas Hasanuddin.

Makassar.

Fujaya, Yushinta. 1999. Fisiologi Ikan. Universitas Hasanuddin. Makassar.

15

LAMPIRAN

Perhitungan pengenceran yang dilakukan untuk mendapatkan salinitas

air payau (15 ppt) dari salinitas air laut (30 ppt)

Jika diketahui: M1V1 = M2V2

Jawab:

Dik:

salinitas = 30 ppt 15 ppt

Volume enceran = 2000 ml/ 2 ltr air

Dit:

V1 ?

Penye:

M1V1 = M2V2

30 ppt X V1 = 15 ppt X 2 ltr

30 V1 = 30 ltr

V1 = 1 ltr volume air laut

V air tawar = volume akhir – volume air laut

= 2 liter – 1 liter

= 1 liter

17


PRAKTIKUM II

KONSUMSI OKSIGEN

NAMA : KRISYE

NIM : L 111 07 057


ASISTEN : ANDI HASRIANI


LABORATORIUM EKOTOKSIKOLOGI DAN FISIOLOGI HEWAN AIR




MAKASSAR

2009

18

I. PENDAHULUAN

A. Latar Belakang

Respirasi atau pernapasan adalah proses pengikatan oksigen dan

pengeluaran karbon dioksida oleh garam melalui permukaan alat pernapasan.

Proses pengikatan oksigen tersebut, selain dipengaruhi struktur alat pernpasan

juga dipengaruhi perbedaan tekanan persial O2 antara perairan dengan darat.

Perbedaan tekanan tersebut menyebabkan gas-gas berdifungsi ke dalam darah

atau keluar melalui alat pernapasan (Fujaya, 2004).

Sistem respirasi memiliki fungsi utama untuk memasok oksigen ke dalam

tubuh serta membuang CO2 dari dalam tubuh. Penyelenggaraan respirasi harus

didukung oleh alat pernafasan yang sesuai, yaitu alat yang dapat digunakan oleh

hewan untuk melakukan pertukaran gas dengan lingkungannya (Isnaeni, 2006).

Pertukaran gas antara hewan dan lingkungannya dapat terjadi dengan

cara difusi sederhana. Pada beberapa hewan, terutama hewan akuatik

berukuran kecil, pertukaran gas dapat terjadi melalui seluruh permukaan

tubuhnya. Cara tersebut sudah dapat memenuhi seluruh kebutuhan hewan untuk

mengambil oksigen dan membuang karbon dioksida (Isnaeni, 2006).

Makhluk hidup di dunia ini sangat membutuhkan oksigen. Oksigen

dipakai oleh makhluk hidup untuk metabolisme. Bernapas merupakan cara untuk

mengambil oksigen. Tumbuhan merupakan makhluk yang menghasilkan oksigen

dan manusia serta hewan yang mengkonsumsi oksigen. Ikan bernapas dengan

cara mengambil oksigen yang terlarut dalam air dengan menggunakan

insangnya ataupun lewat permukaan tubuhnya. Oleh karena itu praktikum ini

dilakukan sehingga kami dapat memahami kebutuhan konsumsi oksigen dari

ikan tersebut .

19


Tujuan diadakannya praktikum Fisiologi Hewan Air mengenai konsumsi

oksigen yaitu :

1. Untuk Mengetahui jumlah oksigen yang dibutuhkan oleh ikan Giru

(Amphiprion sp.) berdasarkan ukuran/ berat badan ikan.

2. Mengetahui perbandingan antara konsumsi oksigen antara botol kontrol

dengan konsumsi oksigen botol yang berisi ikan.

3. Mengetahui faktor biotik dan faktor abiotik yang mempengaruhi proses

metabolisme.

Kegunaan dari praktikum ini adalah dapat digunakan sebagai dasar

pengetahuan dalam mengelola kualitas air media pemeliharaan, terutama kadar

oksigen terlarut yang optimal bagi organisme yang dibudidayakan dan upaya

untuk meningkatkan kelarutannya dalam media, serta sebagai pembanding

antara teori dengan praktik.

20


Oksigen dibutuhkan oleh organisme untuk membantu proses

metabolisme yang berlangsung di dalam tubuh.oksigen yang masuk melalui

proses respirasi insang atau dengan cara difusi pada permukaan tubuh (khusus

untuk crustacea berukuran kecil). Dimana kapasitas oksigen yang dibawah oleh

darah yang berisi Hcy (crustacea) dan Hb (ikan) dipengaruhi oleh beberapa

faktor seperti tekanan oksigen dan suhu (Djawad, 2008).

Jumlah oksigen yang dibutuhkan organisme dipengaruhi oleh laju

metabolisme, dimana bila laju metabolisme capat menunjukkan bahwa

organisme membutuhkan oksigen yang lebih banyak, dibandingkan jika laju

metabolismenya lambat (Djawad, 2008).

Ketika asam-asam amino dikatabolisasi, kelompok amino dibebaskan

atau dipindahkan ke molekul-molekul yang lain untuk dipindahkan autau untuk

digunakan kembali. Tidak seperti atom-atom dari skeleton karbon dari sebuah

asam amino, yang dapat dioksidasi menjadi karbondioksida dan air, kelompok

amino salah satunya harus diselamatkan untuk resintesis asam amino atau

dieksktesi untuk menghilangkan kelebihan kadar racun di dalam konsentrasi

buangan-buangan nitrogen. Hal ini sangat berkaitan erat dengan fungsi-fungsi

osmoregulasi dan proses untuk eliminasi dari kelebihan nitrogen. Buangan-

buangan kelompok amino diekskresi dalam satu bentuk dari ketiga bentuk,

seperti amoniak, urea, dan asam uric (Djawad, 2008).

Laju metabolisme organisme dipengaruhi oleh faktor biotik dan abiotik.

Yang termasuk faktor biotik adalah aktifitas, ukuran (berat), umur dan jenis

kelamin. Sedangkan yang termasuk faktor abiotik adalah temperatur, salinitas,

oksigen, karbon dioksida, pasang surut, siklus pergerakan air dan musim

(Djawad, 2008).

21

Menurut Burhanuddin (2008), tingkat konsumsi oksigen sangat

dipengaruhi oleh beberapa faktor yaitu faktor luar (tekanan oksigen, suhu, dan

lain-lain). Meningkatnya tekanan CO2 yang melebihi tekanan yang setara 10

mmHg, atau turunnya pH, dalam beberapa hal dapat meningkatkan laju respirasi.

Selain tekanan parsial oksigen, suhu, salinitas, CO2 dalam air jika sampai pada

batas tertentu akan diikuti oleh peningkatan laju metabolisme.

Dalam proses pernapasan, CO2 yang merupakan sisa metabolisme

dibuang melalui insang. CO2 dianggap lebih mudah larut dalam air dibanding O2,

sebagaimana diperlihatkan pada kenyataan bahwa suhu 15 derajat, satu liter

CO2 dapat larut dalam satu liter air. Jadi sejumlah kecil CO2 bebas dalam perairan

menunjang pembuangan sisa gas dari insang melalui difusi. Pada proses difusi,

yang berperan dalam pertukaran gas adalah bagian lamella. Ujung lamella ini

sangat tipis, ditutupi oleh epitalium yang memiliki jaringan kapiler darah dan

disokong oleh sel pilar (Burhanuddin, 2008).

Menurut Djawad (2008), laju metabolisme organisme dipengaruhi oleh

faktor biotik dan abiotik.

1. Faktor biotik.

a. Aktifitas

Organisme aktif memiliki laju metabolisme tinggi dibandingkan

dengan organisme yang lambat (pasif).

b. Ukuran (berat)

Organisme yang berukuran kecil mempunyai laju metabolime

lebih tinggi/unit berat/waktu dibandingkan dengan yang berukuran

besar karena tempat respirasi insangnya lebih besar keseluruh

tubuhnya. Namun sebaliknya semakin besar suatu organisme maka

mengonsumsi oksigen semakin besar pula karena semua anggota

22

tubuhnya bergerak memerlukan energi yang berasal dari oksigen dan

makanan.

c. Umur

Semakin tua suatu organisme maka semakin lambat laju

metabolismenya tetapi konsumsi oksigen /unit berat/waktu lebih besar

karena ukuran tubuhnya lebih besar. Sedangkan organisme yang

muda metabolismenya cepat karena digunakan untuk tumbuh dan

untuk pembentukan jaringan.

d. Jenis kelamin

Organisme jantan lebih aktif sehingga laju metabolismenya lebih

tinggi dibandingkan dengan yang betina.

2. Faktor abiotik

a. Temperatur

Bila temperatur tinggi maka laju metabolisme tinggi sehingga

konsumsi oksigen juga tinggi.

b. Salinitas

Pada salinitas rendah, organisme mempunyai toleransi yang tinggi

maka konsumsi oksigen tinggi oleh karena itu jika terjadi peningkatan

salinitas maka laju metabolisme akan menurun.

c. Oksigen

Bila konsentrasi oksigen dalam air tinggi maka laju metabolism

akan tinggi sehingga konsumsi oksigen juga akan semakin tinggi.

d. Karbondioksida

Bila karbondioksida dalam dalam air tinggi maka laju metabolism

akan rendah.

23

e. Pasang surut

Pengambilan oksigen lebih besar pada waktu pasang dari pada

waktu surut sehingga laju metabolisme lebih tinggi pada waktu

pasang.

f. Siklus pergerakan air

Organisme yang hidup di perairan tenang mengonsumsi oksigen

lebih kecil daripada yang hidup di air deras, oleh karena itu oksigen

yang dibutuhkan untuk energi bagi organisme yang hidup di air deras

agar tidak terbawa arus.

g. Musim

Untuk daerah tropis seperti Indonesia, perbedaan suhu tidak

terlalu besar. Sedangkan pada daerah lintang tinggi, konsumsi

oksigen lebih tinggi pada musim dingin dari pada musim panas

karena energi digunakan untuk adaptasi terhadap lingkungan.

24

III. METODE PRAKTIKUM

A. Waktu dan Tempat

Praktikum konsumsi oksigen ini dilakasanakan pada hari Jumat, tanggal 13

Maret 2009, bertempat di Laboratorium Fisiologi Hewan Air, Fakultas Ilmu

Kelautan dan Perikanan, Universitas Hasanuddin, Makassar.

B. Alat dan Bahan

Alat-alat yang digunakan dalam praktik konsumsi oksigen, yaitu ember 1

buah sebagai wadah air tawar/ DO awal, botol respirasi 3 buah sebagai wadah

ikan/ DO akhir, selang 3 buah sebagai saluran aliran air, timbangan elektrik 1

buah untuk menimbang berat badan ikan, botol BOD 3 buah sebagai wadah air

yang akan diukur kadar oksigennya, stopwatch 3 buah untuk mengukur waktu,

dan DO meter 1 buah sebagai alat untuk mengukur kadar oksigen.

Sedangkan, bahan-bahan yang digunakan yaitu tissue roll 1 buah

sebagai bahan pembersih alat yang telah digunakan, ikan giru (Amphiprion spp.)

3 ekor sebagai sampel yang akan diamati, air laut sebagai media sampel.

C. Prosedur Kerja

Prosedur kerja yang dilakukan terhadap praktikum fisiologi hewan air

mengenai konsumsi oksigen, yaitu:

1. Mempersiapkan alat dan bahan yang akan digunakan

2. Mengisi ember dengan air laut sebagai DO awal.

3. Memasukkan air dari wadah ke dalam tiga buah botol respirasi, satu botol

untuk ikan besar, satu botol untuk ikan kecil dan satu botolnya lagi untuk

botol tanpa ikan.

4. Mengukur kadar oksigen terlarutnya dengan menggunakan DO meter,

sebagai DO awal.

25

5. Memasukkan dua ikan ke dalam tiap dua botol respirasi secara perlahan-

lahan sedangkan botol satunya dibiarkan kosong tanpa ikan.

6. Menutup botol respirasi dengan rapat agar tidak ada oksigen yang dapat

berdifusi ke dalam air.

7. Melakukan proses aklimatisasi selama 5 menit.

8. Mendiamkan botol respirasi selama 15 menit.

9. Mengukur kembali oksigen terlarut dalam air dengan menggunakan DO

meter serta berat ikan dengan menggunakan timbangan elektrik.

10. Mencatat hasil pengukuran yang diperoleh.

D. Analisis Data

1. Untuk menghitung konsumsi oksigen pada botol kontrol :

y = (DO awal – DO akhir ) x V / 1000 : t / 60

2. Untuk menghitung konsumsi oksigen pada ikan besar (x) dan ikan kecil (z) :

X = (DO awal – DO akhir) x V / 1000 : t / 60

Z = (DO awal – DO akhir) x V / 1000 : t / 60

3. Untuk menghitung total konsumsi oksigen ikan besar dan ikan kecil :

Ikan besar (A) = X - Y

Ikan kecil (B) = Z - Y

4. Untuk menghitung konsumsi O2/ berat badan (mgO2 / L / BB / jam).

Ikan besar =

ABerat total Ikan Ikan kecil =

BBerat total Ikan

5. Untuk menghitung konsumsi O2/ ekor (mgO2/ L/ ekor/ jam)

Ikan besar =

AJumlah Ikan Ikan kecil =

BJumlah Ikan

26


A. Hasil

Berdasarkan hasil pengamatan dan perhitungan yang telah dilakukan

mengenai konsumsi oksigen pada ikan Giru (Amphiprion spp.), maka diperoleh

hasil yang disajikan dalam tabel sebagai berikut:

X Y Z A D MgO2/L/BB/Jam MgO2/L/Ekor/Jam

12,024

mg/L

2,568

mg/L

4,632

mg/L

9,192

mg/L

1,8

mg/L

Ikan Besar: 0,364

Ikan Kecil: 0,284

Ikan Besar: 3,064

Ikan Kecil: 0,6

Tabel 1. Hasil Konsumsi Oksigen Ikan Giru

5 10 15 20 25-7.21644966006352E-16

0.0499999999999994

0.0999999999999995

0.15

0.2

0.25

0.3

0.35

Ikan Kecil

Ikan Besar

Berat Ikan (gr)

Kon

sum

si O

ksig

en(m

g O

2/L/

BB

/jam

)

Grafik 1. Perbandingan Berat Ikan Dengan Konsumsi Oksigen

B. Pembahasan

Dari data yang didapat, konsumsi oksigen dari ikan besar lebih banyak

dan berbanding lurus dengan berat badan bila dibandingkan dengan ikan kecil

dimana disini didapatkan hasil konsumsi oksigen ikan kecil seberat 6,33 gram

27

sebesar 0,284 mgO2/L/BB/jam sedangkan ikan besar seberat 25,21 gram senilai

0,364 mgO2/L/BB/jam. Sehingga asumsi dapat diberikan bahwa berat tubuh ikan

akan berpengaruh terhadap jumlah konsumsi oksigen, dimana bila ukuran tubuh

lebih besar, maka konsumsi oksigennya pun akan semakin meningkat dan ikan

dengan ukuran tubuh yang lebih besar membutuhkan energi dan oksigen yang

lebih banyak dan harus dibagi-bagi karena organ-organ dalam tubuhnya lebih

besar dibanding dengan ikan bertubuh kecil. Hal ini sesuai dengan pendapat

Djawad (2008), bahwa semakin besar suatu organisme maka mengkonsumsi

oksigen semakin besar pula, karena semua anggota tubuhnya yang bergerak

memerlukan energi yang berasal dari oksigen dan makanan. Hal ini pula

didukung dengan pendapat Fujaya (2004), bahwa bahwa organ-organ pada

tubuh membutuhkan energi untuk difungsikan sehingga konsumsi oksigen yang

dibuthkanpun harus sesuai dengan ukuran tubuh.

Dari praktikum yang dilakukan didapati perbedaan nilai DO dari ketiga

botol yang diukur. Nilai DO awal dari air sebesar 7,42 mg/L, botol I di isi ikan giru

besar dialiri air laut sesuai dengan prosedur kerja setelah 15 menit diukur

kandungan DO diperoleh hasil 2,41 ppm, botol II diisi ikan giru kecil diberi

perlakuan sama dengan botol I diperoleh nilai DO sebesar 5,49 ppm dan botol III

tidak isi ikan diperoleh hasil kandungan DO sebesar 6,24 ppm. Dari hasil

perhitungan tersebut diperoleh jumlah DO pada setiap botol mengalami

pengurangan dibandingkan dengan DO awal. Hal tersebut disebabkan oleh botol

DO yang berisi ikan menggunakan oksigen yang terdapat dalam botol tersebut

untuk melakukan respirasinya dibandingkan dengan botol kontrol.

Aklimatisasi perlu dilakukan dalam percobaan konsumsi oksigen ini yang

digunakan sebagai perlakuan terhadap botol DO baik yang berisi ikan maupun

tidak, karena dengan aklimatisasi ikan dapat melakukan adaptasi dalam

mengonsumsi oksigen dan dapat melakukan pengaturan dalam tubuhnya

28

sehingga oksigen yang dikonsumsi dapat disesuaikan dengan jumlah kadar yang

ada di lingkungan dengan jumlah oksigen yang dibutuhkan tubuh sehingga tidak

menyebabkan oksigen berkurang akibat tidak adanya pengaturan oleh tubuh.

Terjadinya pengurangan DO pada botol disebabkan oleh bukan hanya

ukuran tubuh, tetapi menurut Burhanuddin (2008), tingkat konsumsi oksigen

sangat dipengaruhi oleh beberapa faktor yaitu faktor luar (tekanan oksigen, suhu,

dan lain-lain). Meningkatnya tekanan CO2 yang melebihi tekanan yang setara 10

mmHg, atau turunnya pH, dalam beberapa hal dapat meningkatkan laju respirasi.

Selain tekanan parsial oksigen, suhu, salinitas, CO2 dalam air jika sampai pada

batas tertentu akan diikuti oleh peningkatan laju metabolisme.

29


A. Kesimpulan

Dari percobaan yang dilakukan, maka dapat disimpulkan bahwa:

1. Konsumsi oksigen oleh ikan giru (Amphiprion spp.) yang berukuran besar

lebih tinggi dari ikan kecil, hal ini sesuai dengan hasil dari praktik yang

diperoleh bahwa konsumsi ikan besar 0,364 mgO2/L/BB/Jam sedangkan

ikan kecil 0,284 mgO2/L/BB/Jam. Hal tersebut dapat terjadi akibat ukuran

dan berat tubuh yang berbeda, dimana bila ukuran dan berat tubuh ikan

lebih besar, maka konsumsi oksigen juga lebih besar, dan sebaliknya.

2. Konsumsi oksigen botol kontrol dengan konsumsi oksigen botol yang berisi

ikan mengalami perbedaan dimana botol yang berisi ikan lebih sedikit kadar

konsumsi oksigennya. Hal ini disebabkan ikan menggunakan sebagian

oksigen yang berada dalam botol dalam proses respirasinya.

3. Faktor-faktor yang mempengaruhi konsumsi oksigen pada ikan yaitu suhu,

ukuran tubuh, aktivitas, musim dan jenis kelamin.

B. Saran

Saya sangat mengharapkan alat-alat yang akan digunakan dalam

praktikum dapat disediakan oleh laboratorium sehingga praktikan tidak perlu

membeli alat-alat praktikum, cukup hanya dengan membeli sampel praktikum.

30

DAFTAR PUSTAKA

Burhanuddin, Iqbal. 2008. Ikhtiologi. PT. Yayasan Citra Emulsi. Makassar.

Djawad, Iqbal. 2008. Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan Air. Universitas Hasanuddin. Makassar.

Fujaya, Yushinta. 2004. Fisiologi Ikan .PT. Rineka Cipta. Jakarta

Isnaeni. 2006. Fisiologi hewan. Penerbit Kanisius. Yogyakarta.

31

LAMPIRAN

Dik : Do Awal = 7,42 mg mg/L Berat total ikan besar = 25,21 g

Do botol ikan Besar = 2,41 mg/L Berat total ikan kecil = 6,33 g

Do botol ikan kecil = 5,49 mg/L Rata-rata BB ikan besar = 8,403 g

Do akhir botol kontrol = 6,24 mg/L Rata-rata BB ikan kecil = 2,11 g

1. Untuk menghitung konsumsi oksigen pada botol kontrol

Y = (Do awal – Do akhir) x

V1000

:t60

= (7,42 – 6,24) x

6001000

:1560

= (1,18 x 0,6) : 0,25 = 2,832

= 2,832 mg/L

2. Untuk menghitung konsumsi oksigen pada ikan besar (X) dan ikan kecil (Z)

X = (Do awal – Do akhir) x

V1000

:t60

= (7,42 – 2,41) x

6001000

:1560

= (5,01 x 0,6) : 0,25 = 12,024

= 12,024 mg/L

Z = (Do awal – Do akhir) x

V1000

:t60

= (7,42 – 5,49) x

6001000

:1560

= (1,93 x 0,6) : 0,25 = 4,632

= 4,632 mg/L

3. Untuk menghitung total konsumsi oksigen pada :

Ikan besar (A) = X – Y

= 12,024 – 2,832 = 9,192 mg/L

32

Ikan kecil (D) = Z – Y

= 4,632 – 2,832 = 1.8 mg/L

4. Untuk menghitung konsumsi oksigen (mgO2/L/BB/jam)

Ikan besar =

ATotal Berat Badan

= 9,192 / 25,21

= 0,364 mgO2/L/BB/jam

Ikan kecil =

DTotal Berat Badan

= 1,8 / 6,33

= 0,284 mgO2/L/BB/jam

5. Untuk menghitung Konsumsi Oksigen (mgO2/L/ekor/jam)

Ikan besar = A / Jumlah Ikan Besar

= 9,192 / 3

= 3,064 mgO2/L/ekor/jam

Ikan kecil = D / Jumlah Ikan Kecil

= 1,8 / 3

= 0,6 mgO2/L/ekor/jam

34


PRAKTIKUM IV

HAEMATOLOGI

NAMA : KRISYE

NIM : L 111 07 057


ASISTEN : FEBE PRISKA






35

MAKASSAR

2009I. PENDAHULUAN

A. Latar Belakang

Darah vertebrata adalah jaringan yang terdiri atas berbagai macam tipe

sel dalam matriks cairan plasma. Bahan-bahan penyusun darah adalah sangat

kompleks tetapi bila kita memikirkan banyak fungsi-fungsi yang dilakukan oleh

lapisan tersebut, hal ini bukanlah suatu hal istimewa. Keragaman muncul

diantara spesies ikan ketika indeks sel darah dibandingkan. Indeks pada

budidaya laut juga berubah-ubah sesuai dengan kualitas air (Djawad, 2008).

Sistem peredaran darah mempunyai banyak fungsi yakni secara umum

sebagai alat transpor antara lain, transport oksigen, karbondioksida, sari-sari

makanan, maupun hasil metabolisme. Darah mengalir dengan membawa

oksigen dari insang ke jaringan, krbondioksida ke kulit dan insang, produk

pencernaan dari usus ke hati. Untuk menunjang kerja fungsi darah yang normal

di atas, maka hal tersebut akan beralangsung dengan sempurna apabila sirkulasi

darah pada organisme ikan berjalan dengan normal dan darahnya sendiri berada

dalam kondisi sehat. (Lephas, 1999).

Untuk mengetahui lebih jelas mengenai sistem peredaran darah pada

ikan, maka diadakan praktikum haematologi. Hal ini penting dalam hal budidaya

sehingga dalam pembibitan dan pemeliharaan organisme seperti ikan, kita bisa

mengetahui bagaimana kondisi kesehatan dari ikan tersebut.


Tujuan dari praktikum ini adalah sebagai berikut :

1. Untuk mengetahui bentuk sel darah merah (eritrosit) dan jumlah sel

darah yang terdapat dalam tubuh Ikan

36

2. Untuk menentukan jumlah persentase gumpalan darah dan plasma darah

yang terdapat dalam tubuh Ikan

3. Untuk mengetahui kondisi fisiologis ikan melalui tes darah.

Kegunaan dari kegiatan praktikum ini yaitu adalah agar mahasiswa atau

praktikan dapat menentukan presentase darah dalam tubuh ikan dan mengetahui

bagaimana melihat sel-sel darah baik sel darah merah, sel darah putih, ataupun

plasma darah, dapat mengetahui pengaruh dari kondisi ikan yang diamati dan

mengetahui kondisi kesehatan ikan serta dapat dijadikan pembanding antara

teori dengan hasil praktikum yang diperoleh.

37


A. Definisi Haematologi

Haematologi merupakan salah satu cabang ilmu yang mempelajari dan

menduga kesehatan suatu organisme dengan menjadikan darah sebagai bahan

uji dan indikasi sehat atau tidaknya suatu organisme (Bevelander, 1979).

Secara umum sistem peredaran darah pada semua vertebrata adalah

sama, namun tetap ada perbedaan-perbedaan diantara setiap kelompok hewan.

Hal tersebut tergantung dari anatomi, fisiologi dan kondisi lingkungan dari

organisme. Sistem peredaran darah melayani banyak fungsi, namun secara

umum berfungsi sebagai alat transpor gas-gas antara jaringan dan insang atau

paru-paru, transpor laktasi dari otot ke insang dan hati serta transpor gula

kembali ke jaringan (Isnaeni, 2006).

Pada prinsipnya tempat-tempat pengambilan darah digunakan oleh

hampir semua tipe pengambilan darah pada ikan. Hal ini memungkinkan

penggunaan tabung kecil atau penggunaan cannula, untuk mengambil darah dari

ikan yang berenang bebas dalam jangka waktu yang cukup panjang. Sebagai

contoh teknik ini dapat dapat digunakan untuk mengikuti perubahan dalam

tingkatan hormon lebih dari beberapa minggu. Bahan-bahan penyusun darah

(plasma darah, sel darah merah, sel darah putih). Di bagian lapisan tersebut

terdapat plasma. Bahan-bahan penyusun darah adalah sangat kompleks tetapi

bila kita memikirkan banyak fungsi-fungsi yang dilakukan oleh lapisan tersebut,

hal ini bukanlah suatu yang istimewa. Keragaman muncul di antara spesies ikan

ketika indeks sel darah merah dibandingkan indeks pada budidaya laut berubah-

ubah sesuai dengan kualitas air. Sebagai contoh pada ikan Salmon, banyaknya

38

volume sel atau haematokrit, berkisar antara 28-35 %, sedangkan pada ikan

bandeng kisarannya berubah antara 23-28 % (Djawad, 2008).

B. Komponen Darah

Darah terdiri dari dua kelompok besar yaitu sel dan plasma, fungsi dari

kedua kelompok tersebut kadang-kadang terpisah, kadang-kadang bergabung.

Contohnya: penggumpalan darah dan produksi antibodi (Djawad, 2008).

Ikan sebagaimana vertebrata lain, memiliki sel darah merah (eritrosit)

berinti dengan bentuk dan ukuran bervariasi antara satu spesies dengan lainnya.

Fungsi utama sel darah merah adalah untuk mengangkut haemoglobin yang

berperan membawa oksigen dari insang atau paru-paru ke jaringan. Pada

beberapa binatang tingkat rendah, haemoglobin beredar sebagai protein bebas

dalam plasma, tidak terbatas pada sel darah merah. Selain mentranspor

haemoglobin, sel darah merah juga mengandung asam karbonat dalam jumlah

besar yang berfungsi mengkatalisis reaksi antara karbondioksida dan air.

Dengan demikian darah dapat bereaksi dengan karbondioksida dan

mentranspornya dari jaringan ke insang (Fujaya, 1999).

Sel-sel darah merah berbentuk oval, tipis berdiameter 7 mikro hingga 66

mikro. Sel darah merah tiap mm3 darah berkisar antara 20.000 – 3 juta.

Pengangkutan oksigen dalam darah bergantung pada komponen Fe pada

haemoglobin (Anonim, 2009).

Dalam darah terdapat plasma darah yang merupakan suatu lapisan untuk

menjaga atau memelihara indeks darah dalam kisaran normal atau kecil/ sempit,

yang hal ini hanya berfungsi bila ikan tersebut dalam keadaan normal. Namun

dalam keadaan apapun indeks ini akan berubah dalam keadaan stress atau

menghadapi suhu yang berkisaran luas (Fujaya, 1999).

39

Kontraksi pembuluh dapat mengurangi aliran darah pada bagian yang

robek. Kontraksi ini dapat diakibatkan oleh refleks saraf pada bagian yang yang

robek. Selama waktu kontraksi, proses penyumbatan trombosit dan pembekuan

darah berlangsung. Pembekuan darah pada ikan mirip dengan vertebrata

lainnya. Ada tiga komponen utama sistem pembekuan darah yaitu: sejumlah

enzim yang berfungsi menghasilkan serabut fibrin dan fibrinogen: sel-sel darah

(keping-keping darah pada manusia, trombosit pada ikan) dapat menjadi perekat

menyumbat permukaan yang rusak dan sistem enzim fibrinolitik melarutkan

bekuan. Sistem tersebut dapat menutupi luka pada pembuluh darah namun

tidak menghalangi aliran darah pada pembuluh darah yang kecil, karena

adanya keseimbangan antara komponen-komponen yang saling bertentangan

(Fujaya, 1999).

Ikan menghadapi dua masalah yang membuat penggumpalan darah

menjadi suatu proses yang lebih sulit dibanding vertebrata darat. Darah pada

permukaan tubuh mengalami kesulitan untuk menggumpal karena enzim yang

diperlukan dan komponen-komponen penggumpalan akan tercuci sebelum

sumbat terbentuk. Sebaliknya pembekuan darah dapat terjadi secara spontan

akibat aliran darah sangat lambat atau berhenti mengalir pada bagian otot putih

karena timbunan laktat. Jumlah laktat pada otot dapat menajdi tinggi bila ikan

melakukan renang darurat atau tekanan kejadian-kejadian lainnya yang

menyebabkan ikan gelisah (Fujaya, 1999).

40

III. METODE PRAKTIK

A. Waktu dan Tempat

Praktikum Fisiologi Hewan Air dilakukan pada hari Sabtu, tanggal 21



Makassar.

B. Alat dan bahan

Alat yang digunakan dalam percobaan haematologi ini yaitu: spoit 4 buah

untuk mengambil darah ikan, objek glass 3 buah untuk menyimpan sampel darah

yang akan diamati di bawah mikroskop, microhaematokrit 1 buah untuk

memisahkan plasma darah dan sel darah, deg glass 3 buah untuk menyimpan

darah sebelum diamati, mistar 1 buah untuk mengukur panjang gumpalan dan

plasma darah, stopwatch 1 buah untuk menghitung waktu, tabung reaksi 1 buah

untuk mensentrifugasi darah, mikroskop 1 buah untuk mengamati sel darah, lap

kasar 1 buah untuk alas peletakan ikan pada talang, talang 1 buah untuk

meletakkan ikan, baskom untuk tempat anastesi ikan , dan haemacytometer

sebagai wadah yang digunakan untuk mengetahui jumlah eritrosit.

Bahan-bahan yang digunakan pada praktikum ini yaitu: Ikan Nila

(Oreochromis niloticus) 1 ekor sebagai sampel dalam praktikum, es batu 5 buah

untuk anastesi atau pembiusan, antikoagulan EDTA untuk mencegah

penggumpalan darah sehingga tidak membeku, alkohol 70 % untuk memfiksasi

41

darah, eosin (stain) untuk mewarnai sitoplasma, parafin untuk menyumbat

microhaematokrit, haematoxylin untuk mewarnai inti sel, tissue sebagai

pembersih alat, aquades sebagai media bagi ikan, methylen blue sebagai

pewarna darah.

C. Prosedur Kerja

Prosedur kerja praktikum adalah menyediakan bahan-bahan: 1 spoit

yang telah diberi antikoagulen EDTA, 1 tabung mikrohaematokrit, objek glass,

mikroskop dan zat pewarna.

A. Teknik pewarnaan

1. Menyiapkan semua peralatan dan bahan yang akan digunakan

2. Mengambil darah ikan dengan EDTA untuk antikogulan sebanyak 2-3

tetes, meletakkan pada objek glass, menyapu sampai rata dan

mengeringkan selama kurang lebih lima menit.

3. Memfiksasi dengan alkohol 70 % selama 5 menit

4. Mencelupkan pada eocyn (stain) selama 10 menit

5. Mencelupkan pada aquades selama 10 detik

6. Mengeringkan selama 5-10 menit, kemudian diamati di bawah

mikroskop

7. Mencelupkan ke dalam larutan Haematoxylin lalu mencelupkannya

dalam aquades.

8. Mengeringkan objek gelas tersebut kemudian mengamati di bawah

mikroskop dan menggambar hasil pengamatan.

B. Teknik Pemisahan Sel darah dan Plasma darah (Volume kumpulan sel)

1. Mengambil darah dari sampel ikan kemudian memasukkan ke dalam

microhaematokrit dan menyumbat salah satunya dengan menggunakan

parafin

42

2. Meletakkan microhaematokrit pada tabung reaksi/ tabung tes yang

telah disediakan kemudian disentrifugasi selama 5 menit

3. Setelah itu mengukur volume gumpalan darah (%) dan volume plasma

darah (%). Mengambil data beberapa sampel, bila volume gumpalan

darah lebih dari 30 % maka kemungkinan ikan tersebut sakit

4. Memperhatikan “lapisan Buffy” yang terbentuk antara gumpalan-

gumpalan darah mengumpul dibawah karena densitas darah.

C. Teknik menghitung Jumlah Eritrosit (Sel darah merah)

1. Mengambil darah ikan sebanyak 2 ml unit (0,02) kemudian diencerkan

(dilution) dengan menambahkan larutan Natt dan Herricks (metylen

violet) sebanyak 4ml, dikocok lalu tambahkan dengan EDTA agar darah

tidak menggumpal, campurkan larutan ini selama 3 menit.

2. Setelah itu mengambil darah yang telah diencerkan sebanyak 0,2 ml

dan letakkan pada kedua sisi haematocytometer dan dibiarkan selama

5 menit. Setelah 5 menit, diamati di bawah mikroskop dan menghitung

jumlah sel dalam 4 kotak kecil di bagian tengah segi empat besar,

jumlah rata-rata eritrosit dan dikalikan dengan 10.000.

D. Analisis Data

Rumus-rumus yang digunakan pada praktikum kali ini adalah :

% gumpalan darah =

panjang gumpalan darahpanjang total x 100%

Plasma darah = % panjang total - % gumpalan darah

Eritrosit = N x 104 sel/ mL

43


A. Teknik Pewarnaan

Hasil pengamatan dibawah mikroskop setelah penambahan larutan

Haematoxylin:

Keterangan:

a a = Sitoplasma

b b = Nukleus

c c = Membran sel

B. Perhitungan

% Gumpalan darah =

panjang gumpalan darahpanjang total x 100 %

=

26 x 100 %

= 0,33 x 100 %

= 33,33 %

Plasma darah = % panjang total - % gumpalan darah

= 100 % - 33 %

= 66,67 %

Eritrosit = N x 10.000 sel/ ml

= 150 x 10.000

= 150 x 104 sel/ ml

C. Pembahasan

44

Setelah pewarnaan, sel darah ikan berwarna merah kekuningan. Sel

darah pada sampel yang diamati berbentuk bulat, ukurannya sedang yang

menandakan bahwa sel darah ikan tersebut masih muda. Hal ini sesuai dengan

pendapat Fujaya (1999). Bahwa jika ikan memiliki sel darah berbentuk agak

sedikit bulat atau oval maka ikan tersebut masih muda, sedangkan bila

berbentuk lonjong maka sel darah tersebut sudah tua. Jumlah sel darah merah

yang diperoleh pada ikan yang diamati yaitu 150 x 104 sel/ml. Hasil

haematoxylinnya yaitu pada inti sel bersifat basah dan berwarna ungu

sedangkan eritrositnya bersifat asam dan berwarna merah.

Hasil persentase gumpalan darah dalam tubuh ikan yang diamati yaitu

mencapai 33,33 % dimana panjang gumpalan darah 2 dibagikan dengan panjang

darah 6 kali lalu dikalikan dengan 100 %. Hal ini sesuai dengan teori Fujaya

(1999), dimana hasil ini menunjukkan bahwa ikan yang dijadikan sampel berada

dalam kondisi sakit karena jika persen dari gumpalan darah lebih dari 30% maka

diindikasikan ikan yang dijadikan sampel dalam keadaan sakit sehingga proses

metabolisme yang terjadi dalam tubuhnya tidak berjalan dengan baik. Karena

proses metabolisme yang tidak sempurna maka pertumbuhannya pun tidak

berjalan lancar baik dalam hal reproduksi maupun konsumsi oksigen.

Persentase plasma darah yang diperoleh adalah mencapai 66,67 %

dimana 100 % panjang total dikurangi persen gumpalan darah. Menurut

Rahardjo (1980), plasma darah merupakan cairan yang jernih berisikan mineral

terlarut, hasl pencernaan makanan yang diabsorpsi, hasil buangan jaringan:

enzim, antibody, dan gas terlarut.

Menurut Fujaya (1999), penggumpalan darah pada ikan digunakan untuk

menentukan kondisi ikan, darah pada ikan dapat menggumpal sekitar 20-30 %

detik , tetapi apabila darah diambil tanpa menyebabkan luka dan dari ikan yang

45

yang tidak terganggu maka darah tersebut dapat bertahan sampai satu jam pada

glass objek yang bersih tanpa penggumpalan.


A. Kesimpulan

Dari hasil perhitungan dan pembahasan di atas maka dapat ditarik

beberapa kesimpulan yaitu:

1. Bentuk sel darah merah (eritrosit) pada Ikan Nila (Oreochromis niloticus) yang

diamati adalah bulat yang menandakan bahwa sel darah ikan tersebut masih

muda dan jumlah sel darah merah yang terdapat dalam tubuh ikan tersebut

adalah 150 x 104 sel/ml.

2. Jumlah persentase penggumpalan darah yang terdapat dalam tubuh Ikan Nila

(Oreochromis niloticus) adalah 33,33 % sedangkan plasma darahnya 66,67%.

3. Kondisi fisiologis ikan melalui tes darah yaitu ikan yang diamati tersebut

dalam kondisi sakit karena persentase gumpalan darah lebih dari 30%

sehingga laju metabolisme dalam tubuhnya berjalan kurang baik.

B. Saran

Sebaiknya dalam praktikum, praktikan tidak dibagi dalam mengerjakan

pewarnaan dan perhitungan sel darah, sehingga praktikan bisa menguasai

prosedur kerja dan mengetahui hasil kerja yang telah dilakukan tidak hanya

pewarnaan saja atau perhitungan saja dalam praktikum haematologi.

46

DAFTAR PUSTAKA

Bevelander, C. 1979. Dasar-dasar Histologi. Erlangga. Jakarta.

Djawad, Iqbal. 2008. Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan Air. Jurusan ilmu Kelautan, Universitas Hasanuddin. Makassar.

Fujaya, Yushinta. 1999. Fisiologi Ikan. Fakultas Ilmu Kelautan dan Perikanan, Universitas Hasanuddin.

Isnaeni, Wiwi. 2006. Fisiologi Hewan. Yogyakarta.

Lephas, 1999. Fisiologi Ikan. Universitas Hasanuddin Makassar.

Anonim, 2009. www.O-fish.com. Diakses tanggal 25 Maret 2009 jam 17.00 WITA

http://www.O-fish.com/

48


PRAKTIKUM III

ANASTESI

NAMA : KRISYE

NIM : L 111 07 057


ASISTEN : FEBE PRISKA




49



MAKASSAR

2009I. PENDAHULUAN

A. Latar Belakang

Anestesi (pembiusan; berasal dari bahasa Yunani an-"tidak, tanpa" dan

aesthētos, "persepsi, kemampuan untuk merasa"), secara umum berarti suatu

tindakan menghilangkan rasa sakit ketika melakukan pembedahan dan berbagai

prosedur lainnya yang menimbulkan rasa sakit pada tubuh. (Wikipedia, 2009)

Kompleksitas dari sejumlah proses kontrol fisiologi pada telestoi dan

crustacean telah dipelajari menyusul pembedahan dengan pemotongan

beberapa jaringan. Selanjutnya aspek tertentu dari reproduksi budidaya laut

masih tergantung pada manipulasi pembedahan, salah satu contoh sederhana

adalah ablasi dan pemotongan kelenjar hypophysectoning untuk contoh yang

lebih kompleks. (Djawad, 2008)

Metode pembedahan dapat diterapkan pada budidaya teleostei, dengan

perhatian khusus pada gonadectomy. Prosedur telah memberikan pengetahuan

dalam perkembangan mekanisme yang mendasar dan karakteristik sex sekunder

dan tingkah laku pada ikan. Gabungan terapi pengganti, gonadectomy telah

membantu dalam peningkatan pengetahuan pada endokrin khususnya sekitar

reproduksi ikan. Sex sekunder lebih berguna dalam membedakan jantan dengan

betina meskipun kadang kala tidak memberikan hasil yang positif (Djawad,

2008).

Untuk mengetahui secara langsung bagaimana pembedahan dan

anastesi dilakukan maka diadakan praktik ini terhadap organisme diperairan

dalam hal ini ikan mas (Cyprinus carpio).

http://id.wikipedia.org/wiki/Bahasa_Yunani

50


Tujuan dilaksanakannya kegiatan praktikum ini, yaitu:

1. Untuk mengetahui dan membedakan karakteristik seks primer dan

sekunder pada ikan mas (Cyprinus carpio).

2. Untuk mengetahui metode anastesi pada ikan mas (Cyprinus carpio).

3. Untuk mengetahui teknik pembedahan pada ikan mas (Cyprinus

carpio).

Sedangkan kegunaan dari praktikum kali ini adalah mengetahui

metodologi atau cara anastesi dan pembedahan pada ikan, serta dapat dijadikan

bahan perbandingan antara teori dari bahan kuliah dan kenyataan yang terjadi.

51


A. Definisi Anastesi

Istilah anastesi diturunkan dari dua kata Yunani yang secara bersama-

sama berarti “hilangnya rasa atau sensasi”. Istilah ini digunakan para ahli syaraf

dengan maksud untuk menyatakan bawa terjadi kehilangan rasa secara

patologis dan bagian tertentu dari tubuh. Anastesi juga dilakukan oleh John

Elitson dari rumah sakit London Utara untuk melakukan hipnotis untuk

mengendalikan nyeri sewaktu pembedahan pada permulaan abad ke sembilan

belas tepat sebelum dilakukan anastesi umum secara farmakologis. Anastesi

umumnya menunjukkan bahwa penderita telah dibuat tidak sadar dengan obat-

obatan namun dapat disadarkan kembali pada pelaksanaan tindakan

pembedahan yang menyakitkan. Anastesi lokal dilakukan pada sebagian tubuh

saja. Penderita bebas nyeri dalam keadaan sadar, kecuali dilakukan suatu teknik

gabungan anestasi umum dengan anastesi lokal atau digunakan sedasi (Omar,

1999).

Anastesiologi merupakan salah satu cabang ilmu kedokteran yang tidak

berorientasi pada organ atau umur, tetapi pada fungsi. Dengan demikian maka

hubungan dengan cabang-cabang ilmu yang lain cukup banyak, bahkan

seringkali ruang lingkup anastesi merupakan titik temu persilangan cabang ilmu

medik dan bedah (Djawad, 2008).

Menurut Omar (1999), Tujuan anastesi itu sendiri dalam ilmu yaitu :

1. Menghilangkan rasa nyeri dan stres emosi selama pembedahan atau proses

medik lain

52

2. Melakukan pengelolaan tindakan medik umum kepada organisme yang di

bedah, menjaga fungsi organ tubuh dalam batas-batas normal sehingga

keselamatan pasien terjaga.

3. Menciptakan kondisi pembedahan yang sebaik mungkin agar orang yang

membedah dapat melakukan tugas secara mudah dan efektif.

B. Ciri Seks Primer dan Seks Sekunder

Sifat seksual primer pada ikan ditandai dengan adanya organ yang

secara langsung berhubungan dengan proses reproduksi, yaitu ovarium dan

pembuluhnya pada ikan betina, dan pada ikan jantan testis dengan

pembuluhnya. Tanpa melihat tanda-tanda lain pada ikan, kiranya akan sukar

untuk mengethaui organ seksual primernya. Dengan demikian kita tidak dapat

membedakan ikan jantan dengan ikan betina. Satu cara yang terbaik untuk

mengetahui hal tersebut dengan mengadakan anastesi. Namun hasil

pembedahan itu belum tentu positif. Lebih-lebih kalau kita belum mengetahui

bahwa ikan itu mempunyai sifat seksual yang lain. Biasanya pada ikan-ikan

muda sifat seksual primernya sukar ditentukan walaupun ikan itu gonokhortis

berdiferensiasi (Fujaya, 1999).

Sifat seksual sekunder ialah tanda-tanda luar yang dapat dipakai untuk

membedakan jantan dan betina. Apabila salah satu spesies ikan mempunyai

sifat morfologi yang dapat dipakai untuk membedakan jantan dan betina, maka

spesies itu mempunyai seksual dimorfisme. Apabila yang menjadi tanda tadi itu

warna, maka ikan itu mempunyai warna yang lebih cerah dan lebih menarik dari

pada ikan betina (Rahardjo, 1980).

Pada dasarnya sifat seksual sekunder dapat dibagi menjadi dua yaitu

(Effendi, 2002) :

53

a. Sifat seksual sekunder yang bersifat sementara, hanya muncul pada waktu

musim pemijahan saja. Misalnya ‘ovipositor’ pada ikan Bitterling (Rhodeus

amarus), yaitu alat yang dipakai untuk menyalurkan telur ke bilvavia. Pada

ikan Nocomis biguttatus dan Semotilus atromaculatus jantan terdapat

semacam jerawat di atas kepalanya pada waktu musim pemijahan. Selain

dari itu banyaknya jerawat dengan susunannya yang khas pada spesies

tertentu bisa dipakai untuk tanda mentuakan spesies. Jadi penentuan

spesies ikan ini hanya dapat dilakukan pada musim pemijahan saja. Di luar

musim pemijahan tanda-tanda tadi tidak ada.

b. Sifat seksual sekunder yang bersifat permanen atau tetap, yaitu tanda ini

tetap ada sebelum, selama dan sesudah musim pemijahan. Misalnya tanda

bulatan hitam pada ekor ikan Amia calva jantan, gonopodium pada

Gambusia affinis, clasper pada golongan ikan Elasmobranchia, warna yang

lebih menyala pada ikan Lebistes, Beta dan ikan-ikan karang, ikan

Photocornycus spiniceps yang berparasit pada ikan betinanya dan

sebagainya.

54

III. METODE PRAKTIK

A. Waktu dan Tempat

Praktikum Fisiologi Hewan Air dilakukan pada hari Jumat, tanggal 20



Makassar.

B. Alat dan Bahan

Alat yang digunakan dalam percobaan ini adalah baskom 1 buah untuk

tempat menaruh ikan, talang 1 buah untuk meletakkan ikan, pisau bedah 1 buah

untuk membedah ikan, scapel 2 buah sebagai alat bantu dalam pembedahan

ikan, jarum bedah 1 buah untuk menjahit luka pada ikan, stop watch 1 buah

untuk menghitung waktu

Sedangkan bahan-bahan yang digunakan pada praktikum ini adalah Ikan

Mas (Cyprinus carpio) 2 ekor sebagai sampel dalam praktikum, es batu

secukupnya untuk anastesi atau pembiusan, tissue roll untuk membersihkan alat,

alkohol 70 %, benang bedah untuk menjahit ikan, dan metilyen blue untuk

mensterilkan air.

C. Prosedur Kerja

Prosedur kerja yang dilakukan pada praktikum anastesi ini

adalah sebagai berikut :

1. Menyiapkan semua peralatan dan bahah yang akan digunakan.

2. Mengambil baskom yang berisi air lalu masukkan es batu ke dalam

baskom

55

3. Memasukkan ikan ke dalam baskom dan menghitung waktu ikan akan

pingsan dan hitung rentang waktu ikan pingsan.

4. Setelah ikan pingsan letakkan ikan tersebut di talang yang dialasi oleh lap

kasar.

5. Menyeterilkan semua peralatan yang akan digunakan dengan

menggunakan alkohol.

6. Pembedahan mulai dilakukan dengan menggunakan pisau bedah hitung

lamanya pembedahan.

7. Pembedahan dilakukan dengan teknik menghitung sisik ke tiga di atas

sirip perut dan dari bagian tersebut dibedah hingga ke atas bagian sirip

dubur.

8. Setelah ikan dibedah kita melihat seks primer ikan dengan bantuan

scapel. Lalu dimulailah penjahitan ikan.

9. Penjahitan ikan dilakukan dengan menggunakan jarum bedah dan

benang bedah, penjahitan dilakukan dengan hati-hati agar organ dalam

ikan tidak rusak.

10. Setelah penjahitan luka selesai, kemudian ikan dimasukkan ke dalam

aquarium, untuk menghilangkan pengaruh pembiusan. Catat waktu yang

diperlukan agar pengaruh pembiusan pada ikan hilang.

56


A. Hasil

Tabel 1. Hasil pengamatan yang didapatkan dalam praktikum ini.

Ikan Nila

(Oreochormis niloticus)

Lama waktu

Pingsan

Rentang waktu

Pingsan

Lama Pembedahan

Waktu Pulih Keterangan

I 5 menit 5 detik

40 mnt 53 dtk 24 mnt 4 dtk 54 mnt 46 dtk Jantan

II 4 menit 43 detik

10 mnt 39 dtk 16 mnt 16 dtk 26 Jantan

B. Pembahasan

Teknik pembedahan yang dilakukan pada ikan mas, yaitu dimulai dengan

perlakuan pembiusan sehingga ikan tidak akan merasakan sakit ketika organ

tubuhnya dibedah. Sesudah itu dilakukanlah teknik pembedahan dengan

membuat pola bagian tubuh yang akan dibedah, yaitu dilakukan dengan

menghitung tiga jumlah sisik di atas sirip perut dan menyamping agak ke bawah

hingga ke atas bagian sirip dubur, penjahitan ini dilakukan dari bagian atas

menuju ke bagian bawah supaya organ dalam tubuh ikan tidak ikut terjahit ketika

pelaksanaan penjahitan berlangsung.

Kedua ikan mas yang telah dibedah dan setelah diamati diperoleh jenis

kelamin jantan. Hal ini ditandai dari ciri seksual primernya, yaitu organ reproduksi

(gonad) yang diamati berupa testis berbentuk longitudinal yang berwarna putih

kekuningan (putih susu). Hal inipun telah diperkirakan sebelumnya sebelum

dibedah berdasarkan ciri seksual sekundernya dari segi ukuran tubuh dan

warnanya, dimana ukuran tubuhnya kecil atau langsing dan warna yang dimiliki

57

ikan mas tersebut berwarna orange kecerahan yang digunakan sebagai salah

satu penarik terhadap lawan jenisnya yang betina (Fujaya, 1999)

Waktu yang diperlukan ikan untuk pulih untuk ikan mas pertama yaitu 4

menit 46 detik sedangkan ikan mas yang kedua yaitu 26 jam. Ikan pada

kelompok I lebih cepat untuk pulih yang ditandai dengan kemampuan ikan untuk

berenang dengan lurus dibanding ikan yang kedua yang walaupun sudah

pergantian hari masih berenang terbalik. Hal ini dikarenakan oleh faktor

kesalahan yang dilakukan ketika melakukan penjahitan, dimana ikan yang kedua

tidak dapat berenang seperti biasa karena kemungkinan adanya organ-organ

tubuh yang ikut terjahit ketika benang dimasukkan ke dalam tubuh dengan

menggunakan jarum bedah. Selain itu, faktor-faktor yang mempengaruhi, yaitu

waktu yang digunakan ikan untuk anastesi dan untuk pulih dari pingsan

tergantung dari umur ikan, jenis kelamin ikan, ukuran/ berat badan ikan dan

faktor-faktor lingkungan lainnya seperti suhu yang digunakan untuk anastesi.

58


A. Kesimpulan

Dari hasil perhitungan dan pembahasan di atas maka dapat diatarik

beberapa kesimpulan yang di antaranya:

4. Sifat seksual sekunder pada kedua ikan Mas (Cyprinus carpio) yaitu jantan

yang ditandai dengan ciri seksual primer berupa testis yang berwarna putih

susu dan ciri seksual sekunder berupa warna yang cerah.

5. Metode anastesi atau pembiusan yang dilakukan yaitu dengan mengunakan

anastesi umum sehingga keseluruhan tubuh ikan tidak merasakan sakit ketika

pembedahan.

6. Teknik pembedahan yang dilakukan yaitu dengan menggunakan pisau bedah

dengan membuat pola pada tubuh ikan di atas sirip perut dengan patokan tiga

sisik ke atas hingga ke sirip dubur.

B. Saran

Sebaiknya dalam praktikum, alat-alat yang akan digunakan pada

praktikum-praktikum fisiologi hewan air dapat disediakan oleh laboratorium

sehingga dapat menunjang keberhasilan dari praktikum-praktikum yang akan

dilakukan

59

DAFTAR PUSTAKA

Djawad, Iqbal. 2008. Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan Air. Universitas Hasanuddin. Makassar.

Effendi, Yushita. 2002. Biologi Perikanan. Yayasan Pustaka Nusatama. Yogyakarta.

Fujaya, Yushinta. 1999. Fisiologi Ikan. Universitas Hasanuddin. Makassar.

Omar, Syarifuddin. 1999. Modul Ikhtiologi Fungsional. Universitas hasanuddin. Makassar.

Rahardjo. 1980. Ichtyologi . Fakultas Pertanian IPB. Bogor.

Wikipedia. 2009. Anastesi. http://www.id.wikipedia.org/anastesi. Diakses tanggal 30 Maret 2009 jam 17.00 WITA

http://www.id.wikipedia.org/

Lap Lengkap Fishiologi Hewan Air

Documents

Transcript of Lap Lengkap Fishiologi Hewan Air