2 3 preparaciones para microscopia
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1.-Placas Petri con medio de cultivo sólido. 2.- Tubos de ensayo con medio de cultivo líquido. 3.- Tubos de ensayo con medio de cultivo sólido inclinado. 4.-Matraz para turbidimetria. 5.- Mechero Bunsen. 6.- Pipetas. 7.-Microplacas. 8.- Asas de siembra. 9.- Asa de Digralsky. 10.- Micropipeta automática. 11.- Pipeteador manual. 12.- Puntas de pipeta automática. 13.- Placas Petri. 14.- Jarra de anaerobios. 15.- Placas de contacto Rodac. 16.- Lámina para análisis de superficies. Material general en el Laboratorio de Microbiología. Dra. M. L. Ortiz. Dep. Microbiología y Parasitología Lunes
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1.-Placas Petri con medio
de cultivo sólido. 2.- Tubos
de ensayo con medio de
cultivo líquido. 3.- Tubos de
ensayo con medio de cultivo
sólido inclinado. 4.-Matraz
para turbidimetria. 5.-
Mechero Bunsen. 6.-
Pipetas. 7.-Microplacas. 8.-
Asas de siembra. 9.- Asa de
Digralsky. 10.- Micropipeta
automática. 11.- Pipeteador
manual. 12.- Puntas de
pipeta automática. 13.-
Placas Petri. 14.- Jarra de
anaerobios. 15.- Placas de
contacto Rodac. 16.-
Lámina para análisis de
superficies.
Material general en el Laboratorio de Microbiología.
Dra. M. L. Ortiz. Dep. Microbiología y Parasitología Lunes
Dra. M. L. Ortiz. Dep. Microbiología y Parasitología
L-1.- Preparación y esterilización de material y medios de cultivo. Los métodos de esterilización más utilizados son:
- Flameado: Se emplea para esterilizar agujas, asas de siembra, pipetas, cuellos de tubos y
matraces, etc. Consiste en someter directamente a la acción de la llama de un mechero los
utensilios que se vayan a esterilizar.
Asa y Aguja de siembra Esterilización del asa de siembra
Se esteriliza en horno Pasteur, a 180oC durante 2 horas.
-Calor seco: Se usa para esterilizar material de vidrio debidamente preparado. Las placas Petri
de vidrio se envuelven juntas en papel manila.Tubos de ensayo, probetas y matraces
Erlenmeyer se taponan con algodón graso. Las pipetas se envuelven en papel manila después
de colocar en la boquilla un trocito de algodón, que actúa como filtro impidiendo la
contaminación del material absorbido con los microorganismos del operador y, a la vez, actúa
como protector de éste, evitando la llegada del líquido a la boca.
Diferentes tipos de Horno Pasteur
Lunes
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-Calor húmedo: Autoclave. Se emplea para la esterilización de medios de cultivo.
Se pone agua en el fondo hasta cubrir las resistencias. Se introduce el material y se cierra la tapa apretando los tornillos. Se enciende el autoclave y se espera hasta que desprende un chorro de vapor, lo que indica que todo el aire que contenía el autoclave ha sido eliminado. Se cierra la espita y se sigue calentando hasta que el manómetro señale 1 atmósfera, manteniendo esta presión durante 20 minutos.
Pasado este tiempo, se apaga y se deja descender la temperatura hasta que el manómetro marque cero. Se abre la espita y la no salida de vapor indica que la presión interna ha cesado. A continuación se abre el autoclave.
- Filtración: Se emplea para esterilizar sustancias sensibles al calor
Medio a esterilizar
Pinza de sujección
Medio estéril
Vacio
Embudo
Filtro de celulosa
Plataforma de vidrio
Lunes
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Microscopio óptico: partes principales. A) Base. B)
Fuente de iluminación. C) Diafragma. D) Brazo. E)
Platina. F) Macro y Micrométrico. G) Condensador. H)
Objetivos. I) Ocular
Lunes
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L-3.- Observación de microorganismos.
La observación de los microorganismos se raliza con el microscopio óptico.
L-3.1.- Observación en fresco
1.- Depositar una gota de agua en un porta y con el asa de siembra esteril tomar una muestra
del tubo con el microorganismo.
2.- Mezclar las bacterias con el agua sin extender la muestra. Colocar un cubreobjetos encima
de la suspensión bacteriana y observar al microscopio, anotando la forma de la bacteria y si
presenta movilidad
L.3.2.- Observación con tinciones
- Tinción simple: se emplea un solo colorante.
- Tinción diferencial: se emplea más de un colorante y se ve el comportamiento de las bacterias
frente a ellos.
- Tinción negativa: Lo que se colorea es el medio que rodea a la bacteria permaneciendo ésta
sin teñir.
Lunes
L-3.2.1.- Tinción simple de azul de metileno.
Frotis y fijación
Tinción
1.- Poner una gota de
agua en un porta
2.- Tomar la muestra con el
asa de siembra
3.-Extender sobre el
agua y fijar a la llama del
mechero
1.- Cubrir la preparación
con Azul de Metileno 5’
2.- Lavar con agua, dejar
secar y observar al
microscopio
Micrococcus luteus
Dra. M. L. Ortiz. Dep. Microbiología y Parasitología Lunes
Dra. M. L. Ortiz. Dep. Microbiología y Parasitología
1.- Colocar una gota de
Nigrosina en un porta
2.- Tomar muestra del
microorganismo con el asa,
flamear el tubo y tapar
3.- Mezclar con la
Nigrosina y extender por
todo el porta. Secar al aire
y observar
L-3.2.2.- Tinción negativa.
Lunes
Dra. M. L. Ortiz. Dep. Microbiología y Parasitología
Frotis y fijación
1.- Poner una gota de
agua en un porta
2.- Tomar la muestra con
el asa de siembra
3.- Extender sobre el
agua y fijar a la llama
del mechero
Tinción
1.- Cubrir la
preparación con
Cristal Violeta 2’
2.- Añadir Lugol
(mordiente) durante 1’
3.- Decolorar con
Alcohol 96º hasta que no
suelte colorante
4.- Lavar con agua 5.- Teñir con Safranina 1’ 6.- Lavar con agua,
dejar secar y observar
al microscopio
L-3.2.3.- Tinción de Gram
Lunes
Dra. M. L. Ortiz. Dep. Microbiología y Parasitología
Cocos Gram - Bacilos Gram -
L-3.2.- Tinción de Gram
Lunes
Cocos Gram + Bacilos Gram +
Dra. M. L. Ortiz. Dep. Microbiología y Parasitología
L-3.2.- Tinción de Gram
Lunes
Dra. M. L. Ortiz. Dep. Microbiología y Parasitología
X-3.1.- Tinción de esporas.
Frotis y fijación
1.-Poner una gota de
agua en un porta
2.-Tomar la muestra de
un cultivo de Bacillus
3.-Extender sobre el
agua y fijar a la llama
del mechero
1.-Cubrir la
preparación con Verde
Malaquita
2.-Calentar, con un
hisopo de algodón
empapado en alcohol y
prendido con la llama
del mechero, hasta la
emisión de vapores.
Mantener caliente
durante 5 minutos.
3.-Lavar con agua 4.-Teñir con Safranina 1’ 5.-Lavar con agua,
dejar secar y observar
al microscopio
Tinción
Bacterias
Esporas
Miercoles
Frotis y fijación
1.-Poner una gota de agua en
un porta
2.- Tomar la muestra de un
cultivo de Mycobacterium
3.-Extender sobre el agua y
fijar a la llama del mechero
1.-Cubrir la preparación con
Fuchina fenicada
2.-Calentar con un hisopo de
algodón empapado en alcohol y
prendido con la llama del
mechero hasta la emisión de
vapores. Mantener durante 5
minutos.
3.-Lavar con agua y
decolorar con alcohol
ácido
4.-Teñir con Azul de
Metileno 1’
5.-Lavar con agua, dejar
secar y observar al
microscopio
Dra. M. L. Ortiz. Dep. Microbiología y Parasitología Miercoles
Tinción
X-3.2.- Tinción de ácido-alcohol-resistente.
M.4.1.- Tinción de corpúsculos metacromáticos:
El género Lactobacillus, forma gránulos con características tintoriales diferentes a las del resto del
citoplasma que se denominan corpúsculos metacromáticos.
2.- Cubrir la preparación con
Azul de Metileno 5’
3.- Lavar con agua, dejar secar y
observar al microscopio
1.- Hacer un frotis con Yogurt
Corpúsculos metacromáticos
Dra. M. L. Ortiz. Dep. Microbiología y Parasitología Martes
