UJI BAKTERI ESCHERICIA COLI PADA DEPO AIR MINUM ISI ULANG

Organisme koliform merupakan petunjuk adanya polusi kotoran

(faeses). Bahaya sehubungan dengan air minum adalah bila air tersebut

telah tercemar oleh bahan buangan atau kotoran manusia atau hewan

berdarah panas. Bila pengotoran semacam itu terjadi, maka air tersebut

mengandung bibit-bibit penyakit yang masih hidup. Meminum air

semacam itu dapat berakibat timbulnya penyakit demam usus atau

disentri.

Organisme yang paling umum digunakan sebagai mikroorganisme

indikator adalah E. Coli dan kelompok koliform secara keseluruhan.

Mikroorganisme indikator merupakan kelompok bakteri yang

keberadaannya di makanan di atas batasan jumlah tertentu, yang dapat

menjadi indikator suatu kondisi yang terekspos dan dapat mengintroduksi

organisme hazardous (berbahaya) sehingga menyebabkan proliferasi

spesies patogen ataupun toksigen.

Koliform sebagai suatu kelompok dicirikan sebagai bakteri

berbentuk batang, gram negatif, tidak membentuk spora, aerobik dan

anaerobik fakultatif yang memfermentasi laktosa dengan menghasilkan

asam dan gas dalam waktu 48 jam pada suhu 35 oC. Adanya bakteri

koliform di dalam makanan/ minuman menunjukkan kemungkinan adanya

mikroba yang bersifat enteropatogenik dan atau toksigenik yang

berbahaya bagi kesehatan. Bakteri koliform dapat dibedakan menjadi 2

grup yaitu : (1) koliform fekal misalnya Escherichia coli dan ( 2 )

koliform nonfekal misalnya Enterobacter aerogenes. Escherichia coli

merupakan bakteri yang berasal dari kotoran hewan atau manusia,

sedangkan Enterobacter aerogenes biasanya ditemukan pada hewan atau

tanam-tanaman yang telah mati. Jadi, adanya Escherichia coli dalam air

minum menunjukkan bahwa air minum itu pernah terkontaminasi feses

manusia dan mungkin dapat mengandung patogen usus. Oleh karena

itu, standar air minum mensyaratkan Escherichia coli harus nol dalam

100 ml.

Secara garis besar Escherichia coli memiliki sifat-sifat bentuk

batang, gram negatif, tidak berkapsul, umumnya mempunyai fimbria dan

bersifat motile. Kehadiran bakteri coli besar pengaruhnya terhadap

kehidupan manusia, terbukti dengan kualitas air minum, secara

bakteriologis tingkatannya ditentukan oleh kehadiran bakteri tersebut

yang disajikan pada tabel dibawah ini.

Tabel 1. Batas maksimum cemaran mikroba dalam air mineral

Jenis Makanan Jenis Pengujian Batas Maksimum per gram/per ml

Air mineral Angka lempeng total MPN coliform Escherichia coli* Clostridium perfringens Salmonella

102 <3 0 0 negatif

Sumber : Lampiran Surat keputusan Dirjen POM Nomor : 037267/B/SK/VII/89Catatan :* 100 ml untuk jenis makanan bentuk cair

Cara kerja dalam menguji kualitas air minum dari sumber mata air

dapat dibagi menjadi tiga bagian, yaitu sampling, pemilihan metode

analisis dan membandingkan data yang didapat dengan spesifikasi acuan

atau standar. Tiga langkah ini saling melengkapi dan berhubungan,

karena :

Heterogenitas distribusi dari mikroorganisme dalam sebagian besar

sampel berarti bahwa rencana sampling harus mampu memberikan

hasil secara statistik dalam hal standar.

Kekurangtepatan dalam kebanyakan teknik mikrobiologis kuantitatif

berarti bahwa standar/ acuan harus dihubungkan dengan data yang

diperoleh dengan metode khusus, dan

Jumlah sampel yang diperlukan dalam metode tes harus disertakan

dalam laporan saat memilih jumlah dari tiap-tiap sampel.

A. PENGAMBILAN SAMPLING

1. SurveyTahap pertama dalam perencanaan sistem pemantauan air adalah

pengumpulan data mengenai keadaan lingkungan serta karakteristik dan

pemanfaatan sumber air. Berdasarkan data tersebut dapat direncanakan

lokasi pengambilan contoh yang tepat sesuai dengan keperluannya.

Survey diperlukan untuk menetapkan kecepatan terhadap

pergantian gambaran mikrobiologis. Mengambil dan memeriksa sampel

sebanyak mungkin dalam satu shift, sehari atau bahkan satu minggu

(harus tepat), akan menunjukkan apakah pertambahan organisme dapat

muncul, apakah itu cepat atau bertahap dan kapan waktu yang tepat

untuk mengambil sampel agar dapat mendeteksinya. Di sisi lain, survey

dapat mengindikasikan fluktuasi cepat dan tinggi dalam hitungan

mikrobial. Dalam kasus seperti itu, akan diperlukan untuk mengambil

sampel sesering mungkin sampai penyebab fluktuasi dapat diidentifikasi

dan dikoreksi.

Faktor-faktor yang mempengaruhi dalam menentukan tempat lokasi

sampling, dalam hal ini isi ulang air minum pada depo adalah :

a) Kualitas fisik yang meliputi kekeruhan, temperatur, warna, bau

dan rasa. Kekeruhan air dapat ditimbulkan oleh adanya bahan-

bahan organik dan anorganik yang terkandung di dalam air

seperti lumpur dan bahan-bahan yang berasal dari buangan. Dari

segi estetika, kekeruhan di dalam air dihubungkan dengan

kemungkinan pencemaran oleh air buangan.

b) Kualitas kimia yang berhubungan dengan ion-ion senyawa

ataupun logam yang membahayakan, di samping residu dari

senyawa lainnya yang bersifat racun, seperti antara lain residu

pestisida. Dengan adanya senyawa-senyawa ini kemungkinan

besar bau, rasa dan warna air akan berubah, seperti yang umum

disebabkan oleh adanya perubahan pH air. Pada saat ini

kelompok logam berat seperti Hg, Ag, Pb, Cu, Zn, tidak diharapkan

kehadirannya di dalam air.

c) Kualitas biologis, berhubungan dengan kehadiran mikroba

patogen (penyebab penyakit, terutama penyakit perut), pencemar

(terutama bakteri coli) dan penghasil toksin.

2. Frekuensi Pengambilan SamplingPerubahan kualitas air yang terus menerus perlu dipertimbangkan

dalam penentuan waktu pengambilan sampel pada sumber air. Sampel

perlu diambil pada waktu tertentu dan periode yang tetap sehingga data

dapat digunakan untuk mengevaluasi perubahan kualitas air.

Kadar dari zat-zat tertentu di dalam air dipengaruhi oleh debit air

sungai atau volume sumber air. Selama debit aliran yang kecil dimusim

kemarau, frekuensi pengambilan contoh perlu ditingkatkan terutama pada

sungai yang menampung limbah industri, domestik dan pertanian.

Pengukuran debit air diperlukan pula untuk menghitung jumlah beban

pencemaran dan diperlukan pula untuk membandingkan kualitas air pada

debit rendah dan debit besar selama periode pemantauan.

Berdasarkan informasi yang telah dikumpulkan, dapat diketahui

parameter-parameter yang melebihi batas kriteria yang berlaku serta

frekuensi terjadinya. Dengan demikian dapat ditetapkan frekuensi

pengambilan contoh yang diperlukan dan pengambilan contoh secara

rutin dapat dilaksanakan.

3. SamplingTeknik sampling dipergunakan untuk memperoleh efisiensi dan

efektivitas dalam pelaksanaan pemeriksaan, agar hasil pemeriksaannya

dapat dipertanggungjawabkan dari segi mutu pelaksanaan tugas

pemeriksaan.

Sasaran dari sampling adalah untuk mengambil sampel tanpa

mengkontaminasinya dan untuk membawanya ke laboratorium dengan

perubahan yang minimum dalam status mikrobialnya. Dalam kondisi

penyimpanannya, sebaiknya juga meminimalisasi pertumbuhan atau

kematian dari mikroorganisme yang ada. Hal-hal yang perlu diperhatikan

dalam pengambilan sampling adalah berapa sampel yang diperlukan dan

darimana diambilnya Jawabannya akan sangat dipengaruhi oleh sejarah

mikrobiologis dari produk itu sendiri.

Sampel yang diambil dari lapang adalah sampel lapang.

Sedangkan yang digunakan untuk analisis adalah unit sampel. Dua

sampel ini mempunyai ukuran yang sama, tapi sebaiknya sampel lapang

harus lebih besar untuk mengantisipasi jika terjadi kecelakaan atau testing

ulang. Sampel lapang akan sering berada dalam wadah tertutup dengan

jumlah yang lebih besar daripada yang dibutuhkan untuk unit sampel. Tiap

unit sampel memberikan hanya satu hasil untuk tiap tes yang dilakukan.

Sebelum menentukan jumlah sampel atau unit sampel yang akan

diambil, sebaiknya diambil tindakan untuk mengerti signifikansi hasil yang

didapatkan jika mengambil lebih dari satu sampel. Semakin kecil

jumlahnya, semakin besar kemungkinan bahwa unit-unit yang tak dapat

diterima, tidak dapat ditemukan.

Sampling mengacu pada proses memilih suatu sampel/ contoh

bagian/ kelompok suatu total populasi. Dua hal yang harus diperhatikan

dalam pengambilan sampling adalah :

a. Probabilitas

b. Sampling Plan

a. ProbabilitasDengan sampling probabilitas, tiap-tiap unsur populasi

mempunyai probabilitas yang telah diketahui dan telah termasuk

dalam sampel. Sebaliknya, dengan sampling non probabilitas, kita

tidak bisa menetapkan probabilitas masing-masing unsur yang

masing-masing unsur akan tercakup di dalam sampel.

Masing-masing pendekatan mempunyai keuntungan dan

kerugian. Keuntungan utama dari non probabilitas adalah

kenyamanan dan biaya. Kelemahannya adalah tidak bisa membuat

pernyataan tentang probabilitas statistik sampel yang ada. Sebagai

contoh, kita tidak bisa menghitung suatu interval kepercayaan

untuk masalah estimasi atau range penerimaan tes hipotesa.

Sampling probabilitas memungkinkan untuk menyatakan

probabilitas statistik sampel. Kita dapat mengestimasi tingkatan

statistik sampel yang mungkin berbeda dengan parameter populasi.

Nilai probabilitas mempunyai rentang dari 0 sampai 1. Pada

konteks ini, probabilitas nol (0) berarti tidak ada kemungkinan/

peluang terjadi tes positif (organisme tidak ada sampel).

Probabilitas 1 berarti terdapat banyak organisme sehingga setiap

tes pasti akan positif.

Prinsip dari probabilitas adalah semakin banyak unit yang

diuji maka akan semakin besar kemungkinan bahwa organisme

yang akan terisolasi. Sebaliknya, semakin sedikit unit yang diuji,

semakin kecil peluang untuk mendeteksi adanya kontaminasi. Oleh

karena itu, pengambilan sampling harus memilih dengan hati-hati

jumlah sampel yang diambil karena hasil akan menggambarkan

kondisi riil dari sampel. Pertimbangan utama adalah menghindari

bias dalam prosedur sampling dan sampling plan.

b. Sampling PlanProsedur sampling dan kriteria penentuan sampel

merupakan sampling plan. Sampel harus diambil dengan metode

yang tepat. Prosedur pengambilan dan penanganan sampel harus

diperhatikan sehingga tidak merubah mikro yang diuji. Dari sini hal-

al yang harus diperhatikan adalah:

Faktor-faktor yang berhubungan dengan sampling plan Prosedur sampling yang diambil pada penelitian di jurnal

adalah :

a. Pengambilan sampel pada tiga depo yaitu depo Elita, Tirta

Alam dan Sinta.

b. Penentuan kualitas koliform dengan uji penduga

(Presumtive test) dilakukan dengan 9 tabung (seri 3-3-3).

Medium yang digunakan adalah kaldu laktosa masing-

masing tabung berisi 9 ml kaldu laktosa dilengkapi

dengan tabung Durcham dalam posisi terbalik. Untuk

pengujian yang menggunakan 9 tabung, pada 3 seri tabung

pertama diisi 10 ml sampel air, 3 seri tabung kedua diisi

dengan 1 ml sampel air, dan 3 seri tabung ketiga diisi

dengan 0,1 ml sampel air. Semua tabung reaksi kemudian

diinkubasi pada inkubator pada suhu 37oC. Setelah masa

inkubasi 1-2 x 24 jam diamati terbentuknya gas

(gelembung udara pada tabung Durcham) dan asam

(media menjadi keruh). Analisis dilakukan dengan metode

MPN (Most Probable Number) atau JPT (Jumlah

Perkiraan Terdekat) dengan menggunakan seri 3-3-3.

c. Wawancara dengan pengelola depo air minum isi ulang

tentang sumber air baku yang digunakan dan prosedur

pemrosesan air minum isi ulang.

d. Pengumpulan dokumen

Menentukan tempat dan media untuk petumbuhan mikroorganismePemeriksaan kehadiran bakteri coli dari air dilakukan

berdasarkan penggunaan medium kaldu laktosa yang

ditempatkan di dalam tabung reaksi berisi tabung durham

(tabung kecil yang letaknya terbalik, digunakan untuk

menangkap gas yang terjadi akibat fermentasi laktosa

menjadi asam dan gas). Tergantung kepada kepentingan,

ada yang menggunakan sistem 3-3-3 (3 tabung untuk 10 ml, 3

tabung untuk 1,0 ml, 3 tabung untuk 0,1 ml) atau 5-5-5 .

Ada tiga hal yang perlu dipertimbangkan dalam pemilihan

tempat wadah sampel, yaitu:

a) penyerapan zat-zat kimia dari bahan wadah oleh contoh,

misalnya bahan organik dari plastik, natrium, boron dan

silika dari gelas;

b) penyerapan zat-zat kimia dari contoh oleh wadah, misalnya

penyerapan logam-logam oleh gelas atau bahan-bahan

organik oleh plastik;

c) terjadinya reaksi langsung antara contoh dengan wadah,

misalnya fluorida dengan gelas.

Pemilihan wadah sampel adalah tabung reaksi berisi

tabung durham. Keuntungan pemakaian wadah gelas antara

lain mudah mencucinya, mengecek keadaannya serta

mensterilisasikannya. Sedang kekurangannya adalah mudah

pecah selama pengangkutan.

Menentukan ukuran sampel yang diambilBerdasarkan informasi dari prosedur sampling bahwa

pengambilan sampling berdasarkan metode pengambilan

contoh secara manual yang mudah diatur waktu dan tempatnya,

serta dapat menggunakan bermacam-macam alat sesuai

dengan keperluannya. Apabila diperlukan volume contoh yang

lebih banyak, contoh dapat diambil lagi dengan mudah. Selain

itu biaya pemeliharaan alat dengan cara ini tidak besar bila

dibandingkan dengan cara otomatis. Akan tetapi keberhasilan

pengambilan contoh secara manual sangat tergantung pada

keterampilan petugas yang melaksanakannya. Pengambilan

contoh secara manual yang berulang-ulang dapat

menyebabkan perbedaan perlakuan yang dapat mengakibatkan

perbedaan hasil pemeriksaan kualitas air. Pengambilan contoh

secara manual sesuai untuk diterapkan pada pengambilan

contoh sesaat pada titik tertentu dan untuk jumlah contoh yang

sedikit. Sedangkan untuk pengambilan contoh yang rutin dan

berulang-ulang dalam periode waktu yang lama cara manual

memerlukan biaya dan tenaga kerja yang besar.

Penentuan ukuran sampel dalam jurnal ini dilakukan dengan

9 tabung (seri 3-3-3). Medium yang digunakan adalah kaldu

laktosa masing-masing tabung berisi 9 ml kaldu laktosa

dilengkapi dengan tabung Durcham dalam posisi terbalik.

Untuk pengujian yang menggunakan 9 tabung, pada 3 seri

tabung pertama diisi 10 ml sampel air, 3 seri tabung kedua

diisi dengan 1 ml sampel air, dan 3 seri tabung ketiga diisi

dengan 0,1 ml sampel air.

Menjaga kestabilan mikro yang diambil dari sampelSebelum dianalisis dalam laboratorium, sampel harus dijaga

kemurniaannya agar representatif dan tidak terjadi

rekontaminasi. Semua tabung reaksi kemudian diinkubasi

pada inkubator pada suhu 37oC. Setelah masa inkubasi 1-2

x 24 jam diamati terbentuknya gas (gelembung udara pada

tabung Durcham) dan asam (media menjadi keruh). Analisis

dilakukan dengan metode MPN (Most Probable Number) atau

JPT (Jumlah Perkiraan Terdekat) dengan menggunakan seri

3-3-3.

4. Distribusi SamplingSebelum dianalisa dalam laboratorium, sampel harus dalam

keadaan murni dari sumber pengambilan sampel. Jika sampel terlalu

besar untuk dibawa ke laboratorium, pindahkan sampel yang representatif

ke dalam wadah steril. Bersihkan area sekitar dari wadah dengan diseka

oleh alkohol 70%. Gunakan peralatan steril untuk membuka wadah dan

jangan digunakan sebelum di re-sterilisasi karena akan dibawa ke

laboratorium sebagai sampel lapang.

Peralatan yang tepat untuk mangambil sampel air, yaitu sebelum

mengambil sampel (biasanya dengan pipet) sebaiknya diaduk agar larutan

atau suspensi menjadi homogen. Berikan label pada tiap-tiap wadah

setelah sampel diambil. Catat dalam angka dan buat catatan di lain

tentang detail sampelnya. Bawa sampel ke laboratorium sesegera

mungkin karena dalam kondisi lingkungan yang ideal satu sel bakteri

setiap 20 menit akan membelah menjadi dua, sehingga dalam waktu tujuh

jam satu sel bakteri tersebut sudah akan membiak menjadi 2.097.152 juta

sel bakteri.

Sterilisasi-ulang peralatan di lapangan mungkin dibutuhkan. Jika

autoclave kecil, steamer atau oven uap panas tidak tersedia, masukkan

dalam 70% v/v etil alkohol lalu bakar atau dimasukkan selama 30 detik

dalam sanitizer baketrial yang sama dengan 100 ppm klorin tersedia,

dicuci dalam air steril dan dikeringkan dengan kain steril. Perlakuan

pembakaran dan alkohol jangan dilakukan jika terdapat resiko kebakaran

atau meledak, atau jika panas dapat merusak peralatan. Perlakuan

alkohol tidak membasmi spora bakterial.

B. METODE ANALISISMetode analisis digunakan untuk menganalisa sampel yang diambil

dari tempat pengambilan sampel. Sebelum melakukan isolasi, beberapa

hal yang harus diperhatikan, yaitu:

1. Preparasi SampelPreparasi sampel diperlukan untuk mengantisipasi terjadinya

rekontaminasi dalam laboratorium. Caranya adalah dengan melakukan

tekik transfer aseptis. Teknik transfer aseptis adalah suatu metode atau

teknik di dalam memindahkan atau mentransfer kultur bakteria dari satu

tempat ke tempat lain secara aseptis agar tidak terjadi kontaminasi oleh

mikroba lain ke dalam kultur. Teknik transfer aseptis ini sangat esensial

dan kunci keberhasilan prosedur mikrobial yang harus diketahui oleh

seorang yang hendak melakukan analisis mikrobiologi.

Ada beberapa aturan yang harus diketahui dan dipenuhi di dalam

teknik transfer aseptis ini, yaitu :

Sebelum Pelaksanaan :

Singkirkan semua barang yang tidak diperlukan dari meja dan

ruang kerja

Kenakan pakaian atau jas laboratorium yang bersih dan higinis

sebelum masuk ke dalam laboratorium

Dianjurkan untuk mengenakan masker yang bersih dan higienis

Kenakan penutup rambut yang bersih dan higinis

Jangan sekali-kali meletakkan tabung dan peralatan laboratorium

lainnya di luar laboratorium

Sebelum dan Setelah Pelaksanaan :

Cuci tangan anda dengan bersih dan gunakan antiseptis

Sanitasi dan desinfeksi ruang kerja (laboratorium dan sekitarnya)

dengan desinfektan yang memadai, termasuk Laminar Air Flow dan

Inkubator

Sterilisasi semua alat dan bahan sebelum digunakan

Ketika Pelaksanaan Kultur :

Jangan berbicara

Bekerjalah di dekat api (pembakar bunsen) dan di dalam Laminar

Air Flow

Bukalah tabung atau cawan di atas api dan jauhkan dari hidung

dan mulut anda

Usahakan jangan meletakkan tutup (kapas penutup) tabung reaksi

di atas lantai/alas meja atau laminar

Miringkan tutup cawan petri yang akan dibuka sebagai penghalang

antara kultur dengan mulut dan hidung anda

Jangan buka tutup cawan petri terlalu lebar dan terlalu lama

Bekerjalah dengan cepat

Setelah Pelaksanaan :

Segera tutup semua tabung atau cawan yang masih terbuka

Singkirkan segera semua peralatan atau bahan sisa yang sudah

tidak digunakan lagi

Bersihkan dan keringkan segera tumpahan-tumpahan media yang

ada

Sanitasi dan desinfeksi ulang ruang kerja (laboratorium anda)

Lepas pakaian kerja dan jas laboratorium anda sebelum

meninggalkan ruang kerja anda

2. Penyiapan MediaMedia alamiah, misalnya susu skim, tidak begitu sulit di dalam

penyiapannya sebagai media pertumbuhan mikroba, karena hanya cukup

dengan dituang ke dalam wadah yang telah disterilkan. Media dalam

bentuk kaldu nutrien atau yang mengandung agar, disiapkan dengan cara

melarutkan masing-masing bahan yang dibutuhkan atau lebih mudah lagi

dengan cara menambahkan air pada suatu produk komersial berbentuk

medium bubuk yang sudah mengandung semua nutrien yang dibutuhkan.

Pada jurnal ini, media yang dibutuhkan adalah PCA (Plate Count

Agar) dan NA (Nutrient Agar). Penyiapan media komersial ini pada

umumnya mengikuti langkah-langkah sebagai berikut :

1. Setiap komponen atau medium terhidrasi (bubuk) dilarutkan

ke dalam aquades atau air suling pada volume yang tepat dan

sesuai.

2. pH media ditentukan dan disesuaikan dengan nilai optimum

pertumbuhan mikroba sebagaimana tertera pada kemasan

media komersial.

3. Dituang ke dalam media yang sesuai, seperti erlenmeyer atau

tabung labu dan disumbat dengan penutup yang kuat.

4. Disterilisasi dengan suhu dan waktu yang adequate

(memadai) sesuai dengan yang tertera pada kemasan.

(Umumnya pada suhu 121oC selama 15 menit).

PLATE COUNT AGAR (Merck)Formula : Casein-Peptone Glucose Yeast Extract Agar

Penyimpanan :

- Simpan di tempat yang kering dan tertutup rapat.

- Simpan pada suhu 15oC – 25oC.

- Jaga dari cahaya.

Preparasi :

- Larutkan 22,5 gram ke dalam 1 liter air distilasi (aquades) atau air

deionisasi.

- Panaskan dengan air mendidih atau aliran uap hingga homogen.

- Sterilisasi ke dalam autoklaf selama 15 menit pada suhu 121oC.

- pH akhir = 7,0 pada 25oC.

MEDIA KALDUTeknik turbiditas menggunakan media broth (kaldu) dan yang diamati

adalah karakteristik kekeruhannya. Tiap mikroorganisme memiliki

karakteristik turbiditas (kekeruhan) yang berbeda-beda. Ada diantara

mikroorganisme yang membentuk partikel melayang (flocculent) di dalam

media broth. Ada yang tersedimentasi, melayang di permukaan saja

(pellicle) dan ada pula yang melayang di permukaan berbentuk seperti

cincing (ring).

Cara Kerja :

a) Tuang media broth ke dalam tabung reaksi secara aseptis.

b) Ambil dengan cara menstreak biakan mikroba dari kultur.

c) Transfer dengan cara menstreak ke dalam tabung reaksi yang berisi

broth tadi.

d) Inkubasi ke dalam inkubator dan amati bentuk koloni yang tumbuh.

3. Teknik Biakan Murnia. Teknik Pour Plate (Teknik Agar Tuang)

Teknik pour plate (lempeng tuang) adalah suatu teknik di dalam

menumbuhkan mikroorganisme di dalam media agar dengan cara

mencampurkan media agar yang masih cair dengan stok kultur bakteri.

Teknik ini biasa digunakan pada uji TPC (Total Plate Count). Kelebihan

teknik ini adalah mikroorganisme yang tumbuh dapat tersebar merata

pada media agar.

Cara Kerja :

a) Pipet beberapa ml kultur bakteri campurkan ke dalam beberapa ml

aquades sesuai dengan dilusi yang dikehendaki.

b) Aduk hingga merata dengan cara memutar tabung reaksi dengan

telapak tangan selama beberapa kali.

c) Pipet larutan dilusi tadi sebanyak + 1 ml ke dalam cawan petri.

d) Tuang media agar yang masih cair (suhu ± 50oC) ke dalam cawan

petri tadi.

e) Putar cawan petri secara perlahan-lahan di atas meja horizontal

untuk mengaduk campuran media agar dengan dilusi kultur

mikroba.

f) Inkubasi dan amati pertumbuhan koloni bakteri selama 36-48 jam

pada suhu 37oC.

b. Teknik Spread Plate (Teknik Agar sebar)Teknik spread plate (lempeng sebar) adalah suatu teknik di dalam

menumbuhkan mikroorganisme di dalam media agar dengan cara

menuangkan stok kultur bakteri atau mengapuskannya di atas media agar

yang telah memadat. Bedanya dengan pour plate adalah, pencampuran

stok kultur bakteri dilakukan setelah media agar memadat sedangkan pour

plate kultur dicampurkan ketika media masih cair (belum memadat).

Kelebihan teknik ini adalah mikroorganisme yang tumbuh dapat tersebar

merata pada bagian permukaan media agar.

Cara Kerja 1 : (dengan pipetting)

a) Tuang media agar cair ke dalam cawan petri, lalu biarkan hingga

mengeras.

b) Pipet beberapa ml kultur bakteri campurkan ke dalam beberapa ml

aquades sesuai dengan dilusi yang dikehendaki.

c) Aduk hingga merata dengan cara memutar tabung reaksi dengan

telapak tangan selama beberapa kali.

d) Pipet larutan dilusi tadi sebanyak ± 1 ml ke dalam cawan petri.

e) Putar cawan petri secara perlahan-lahan di atas meja untuk

meratakan larutan dilusi tadi di atas permukaan media agar.

f) Inkubasi dan amati pertumbuhan koloni bakteri selama 36-48 jam

pada suhu 37oC.

Cara Kerja 2 : (dengan swab/apus)

a) Tuang media agar cair ke dalam cawan petri, lalu biarkan hingga

mengeras.

b) Pipet beberapa ml kultur bakteri campurkan ke dalam beberapa ml

aquades sesuai dengan dilusi yang dikehendaki.

c) Aduk hingga merata dengan cara memutar tabung reaksi dengan

telapak tangan selama beberapa kali.

d) Masukkan swab stick (tangkai apus) steril ke dalam tabung reaksi

hingga bagian kapasnya tenggelam di dalam larutan dilusi.

Usahkan memasukkan tangkai apus jangan sampai menyentuh

dinding tabung reaksi.

e) Apus ke atas permukaan agar dengan perlahan-lahan secara

merata. Ingat, usahakan jangan sampai agar hancur atau tergores.

f) Inkubasi dan amati pertumbuhan koloni bakteri selama 36-48 jam

pada suhu 37oC.

c. Teknik Streak Plate (Teknik Penggoresan Agar)Teknik streak plate (lempeng gores) adalah suatu teknik di dalam

menumbuhkan mikroorganisme di dalam media agar dengan cara

menstreak (menggores) permukaan agar dengan jarum ose yang telah

diinokulasikan dengan kultur bakteri. Dengan teknik ini mikroorganisme

yang tumbuh akan tampak dalam goresan-goresan inokulum bekas dari

streak jarum ose.

Cara Kerja :

a) Tuang media agar cair ke dalam cawan petri, lalu biarkan hingga

mengeras.

b) Bakar jarum ose dari bagian pangkal dalam terus hingga ke bagian

lup (ujung) sampai berpijar merah.

c) Bakar bibir tabung reaksi yang berisi kultur bakteri dengan cara

memutar tabung sehingga semua bagian bibir tabung terkena api.

d) Segera masukkan jarum ose ke dalam tabung reaksi, lalu segera

keluarkan. Usahakan ketika memasukkan jarum ose jangan sampai

menyentuh dinding tabung dan lakukan di dekat pembakar bunsen.

e) Bagi tiga bidang permukaan atas cawan petri yang akan distreak

dengan spidol atau lainnya.

f) Streak ke atas permukaan agar dengan perlahan-lahan. Ingat,

usahakan jangan sampai agar hancur atau tergores.

g) Arah streak pada permukaan agar menurut pembagian bidang tadi.

Kemudian inkubasi selama 36-48 jam pada suhu 37oC dan amati

koloninya. Berikut gambar hasil dengan penggorean.

d. Pemindahan BiakanDi dalam teknik transfer aseptis ada beberapa teknik yang perlu

difahami, yaitu :

a. Inoculating (inokulasi) dengan jarum ose

b. Pipetting (mentransfer dengan pipet)

c. Alcohol Flamming (mentransfer dengan forsep yang dibakar

dengan alkohol)

a. Inoculating dengan jarum ose1. Bakar jarum ose dari bagian pangkal dalam terus hingga ke

bagian lup (ujung) sampai berpijar merah.

2. Biarkan selama beberapa detik sampai pijar menghilang,

kemudian segera ambil tabung reaksi yang berisi kultur bakteri,

buka penutupnya dengan ketiga jari tengah, manis dan

kelingking sedangkan jari telunjuk dan ibu jari memegang  jarum

ose.

3. Bakar bibir tabung reaksi dengan cara memutar tabung

sehingga semua bagian bibir tabung terkena api.

4. Segera masukkan jarum ose ke dalam tabung reaksi, lalu

segera keluarkan. Usahakan ketika memasukkan jarum ose

jangan sampai menyentuh dinding tabung dan lakukan di dekat

pembakar bunsen.

5. Bakar kembali bibir tabung reaksi dan segera tutup. Ingat, jarum

ose jangan dibakar kembali karena akan membunuh bakteri

yang akan diinokulasikan.

6. Ambil tabung reaksi lainnya yang akan diinokulasi, buka

tutupnya dengan cara yang sama dengan cara kedua dan bakar

bibirnya dengan cara yang sama dengan cara ketiga diatas.

7. Segera masukkan jarum ose ke dalam tabung tadi

sebagaimana cara keempat.

8. Bakar bibir tabung reaksi dan tutup sebagaimana cara ketiga.

9. Bakar kembali jarum ose sebagaimana cara kesatu.

10.Lakukan kembali dengan cara yang sama apabila diperlukan

dilusi atau pengenceran.

b. Pipetting1. Ambil pipet yang telah steril, buka pembungkusnya dan pasang

katup karetnya.

2. Bakar ujungnya dibakar atas bunsen selama beberapa detik.

Jangan terlalu lama karena dapat merusak ujung pipet.

3. Ambil tabung reaksi yang berisi kultur bakteri, buka penutupnya

dengan kedua jari manis dan kelingking sedangkan jari telunjuk,

jari tengah dan ibu jari memegang pipet.

4. Segera masukkan pipet ke dalam tabung reaksi, tekan katup

karet penghisap tombol [S] (lihat gambar di bawah) lalu segera

keluarkan. Usahakan ketika memasukkan pipet jangan sampai

menyentuh dinding tabung dan lakukan di dekat pembakar

bunsen.

5. Bakar kembali bibir tabung reaksi dan segera tutup.

6. Ambil tabung reaksi lainnya yang akan diinokulasi, buka

tutupnya dengan cara yang sama dengan cara kedua dan bakar

bibirnya dengan cara yang sama dengan cara ketiga.

7. Segera masukkan pipet ke dalam tabung tadi, kemudian

keluarkan cairan yang telah diinokulasi dari pipet dengan

menekan tombol [E].

8. Bakar bibir tabung reaksi dan tutup sebagaimana cara ketiga.

9. Pindahkan pipet dan ganti dengan pipet baru apabila akan

melakukan pipeting kembali.

10.Lakukan kembali dengan cara yang sama apabila diperlukan

dilusi atau pengenceran.

c. Alcohol FlammingBiasanya digunakan untuk meletakkan kertas cakram atau

instrumen lain ke dalam cawan petri yang berisi media.

1. Ambil forsep, celupkan ujungnya ke dalam alkohol, lalu segera

bakar ujungnya di atas bunsen selama beberapa detik secara

mendatar. Ingat, jangan miring sebagaimana gambar di

bawah.

2. Ambil kertas cakram steril atau instrumen lainnya dengan

forsep tadi.

3. Ambil tabung reaksi yang berisi zat antimikrobial, celupkan

kertas cakram tadi ke dalam cairan di dalam tabung reaksi.

4. Ambil cawan petri yang telah berisi biakan bakteri di dalam

agar, buka penutupnya dengan cara memiringkan beberapa

derajat hingga hanya pada satu sisi bagian saja yang terbuka.

Ingat jangan terlalu lebar membukanya atau me mbuka

seluruh tutupnya dari cawan.

5. Segera masukkan kertas cakram steril atau instrumen lainnya

dengan forsep secara hati-hati agar tidak merusak permukaan

agar. Lakukan di dekat pembakar bunsen.

6. Segera tutup dan bakar kembali bibir cawan.

7. Lakukan kembali dengan cara yang sama apabila diperlukan.

4. Penghitungan Jumlah BakteriPenghitungan jumlah mikroorganisme dengan cara viable count

atau disebut juga sebagai standard plate count (SPC) didasarkan pada

asumsi bahwa setiap sel mikroorganisme hidup dalam suspensi akan

tumbuh menjadi satu koloni setelah diinkubasi dalam media biakan dan

lingkungan yang sesuai. Setelah masa inkubasi, jumlah koloni yang

tumbuh dihitung dan merupakan perkiraan atau dugaan dari jumlah

mikroorganisme dalam suspensi tersebut. Berdasarkan hal tersebut

seringkali digunakan istilah colony forming units (CFU/ ml) untuk

penghitungan jumlah mikroorganisme hidup.

Penghitungan jumlah mikroorganisme hidup (viable count) adalah

jumlah minimum mikroorganisme. Hal ini disebabkan koloni yang tumbuh

pada lempengan agar merupakan gambaran mikroorganisme yang dapat

tumbuh dan berbiak dalam media dan suhu inkubasi tertentu seperi pada

gambar dibawah ini.

Dalam penghitungan mikroorganisme seringkali dilakukan

pengenceran. Penelitian ini menggunakan tabung reaksi untuk melakukan

pengenceran sehingga hanya memerlukan bahan yang sedikit.

TEKNIK DILUSI (PENGENCERAN)Teknik dilusi sangat penting di dalam analisa mikrobiologi. Karena

hampir semua metode perhitungan jumlah sel mikroba mempergunakan

teknik ini, seperti TPC (Total Plate Count). TPC bertujuan untuk

menghitung dan menganalisis tingkat higinitas produk dari tingkat

kontaminasi mikrobial.

Bahan :

1. Produk (Pasta, Hand Soap, dll)

2. PCA (Plate Count Agar)

3. BPW (Buffer Pepton Water)

4. Aquades Steril

5. Alkohol 70 %

Peralatan :

1. Petri Dish 7. Autoclave

2. Tabung Reaksi 8. Inkubator

3. Erlenmeyer 9. Timbangan Analitis/Balance

4. Gelas Piala/ erlenmeyer 10. Pipet Ukur

5. Mixer 11. Bunsen Burner

6. Laminar Air Flow

Cara Kerja :

- Dari larutan kultur kita ambil 1 ml dan kita masukkan ke dalam 9 ml

aquades atau larutan buffer pepton untuk memperoleh dilusi 1/10

bagian.

- Dari larutan dilusi 1/10 kita ambil 1 ml dan kita masukkan ke dalam

9 ml aquades atau larutan buffer pepton untuk memperoleh dilusi

1/100 bagian.

- Dari larutan dilusi 1/100 kita ambil 1 ml dan kita masukkan ke

dalam 9 ml aquades atau larutan buffer pepton untuk memperoleh

dilusi 1/1000 bagian.

- Dari larutan dilusi 1/1000 kita ambil 1 ml dan kita masukkan ke

dalam 9 ml aquades atau larutan buffer pepton untuk memperoleh

dilusi 1/10.000 bagian dan seterusnya.

Maksud dari 1/10, 1/100, 1/1000, 1/10.000 dst adalah suatu rasio dilusi

yang apabila pada tiap dilusi ditumbuhkan ke dalam suatu media dan

koloninya yang tumbuh dapat dihitung, maka jumlah sel mikroba dapat

diketahui dengan cara :

Jumlah koloni x 1Pengenceran

Misal :

Apabila pada dilusi 1/100 tumbuh sebanyak 20 koloni, maka dapat

diketahui jumlah sel adalah :

20 koloni x 1 = 2000 sel1/100

Apabila pada dilusi 1/1000 tumbuh sebanyak 3 koloni, maka dapat

diketahui jumlah sel adalah :

2 koloni  x 1 = 3000 sel1/1000

Oleh karena itu, dengan metode dilusi kita dapat memperkirakan jumlah

sel mikroba pada suatu benda atau produk.

Ada beberapa syarat yang harus dipenuhi di dalam perhitungan

plate count ini, yaitu :

a. Koloni yang dihitung dari contoh tiap cawan harus mengandung koloni

yang jumlahnya antara 30-300 koloni. Jika tidak ada yang memenuhi

syarat ini, maka pilih sample yang jumlahnya mendekati 300.

Misal 1 :

Dilusi 10-3 Petri I : 200 koloni

Dilusi 10-3 Petri II : 204 koloni

Dilusi 10-4 Petri I : 15 koloni

Dilusi 10-4 Petri II : 18 koloni

Dikarenakan dilusi 10-4 pada sample jumlah koloni kurang dari 30,

maka yang dihitung hanyalah dilusi 10-3, yaitu : (200+204)/ 2 x 1/10-3 =

202 x 103 sel.

Misal 2 :

Dilusi 10-3 Petri I : 340 koloni

Dilusi 10-3 Petri II : 260 koloni

Dilusi 10-4 Petri I : 23 koloni

Dilusi 10-4 Petri II : 26 koloni

Dikarenakan yang mengandung koloni pada kisaran 30-300

adalah hanya Dilusi 10-3 Petri II, maka jumlah sel adalah 260 x 103 sel.

b. Koloni yang tumbuh di dalam lapisan-lapisan air pada permukaan agar

atau di antara permukaan agar dan bagian bawah petri dish dikenal

dengan (Spreader). Spreader ini bentuknya besar dan seringkali

menutupi koloni-koloni lainnya sehingga petri menjadi susah dihitung

(uncountable). Penyebab spreader ini seringkali adalah

kontaminasi dan lapisan air yang tersisa pada petri. Apabila spreader

yang muncul ukurannya kecil dan terpisah dari koloni lainnya maka

dihitung sebagai satu koloni.

c. Bila jumlah bakteri yang diperoleh dari hasil pengenceran berturut-

turut kurang lebih sama atau hasil perbandingan jumlah bakteri yang

lebih banyak dibagi dengan jumlah bakteri yang lebih sedikit adalah

lebih kecil dari dua, maka hasil pengenceran tersebut dirata-ratakan.

Misal 1 :

Dilusi 10-3 Petri I : 250 koloni

Dilusi 10-3 Petri II : 200 koloni

Dilusi 10-4 Petri I : 34 koloni

Dilusi 10-4 Petri II : 40 koloni

Dikarenakan hasil perhitungan masuk pada kisaran 30-300, maka

dapat dihitung semua tingkat pengenceran sebagai berikut :

Dilusi 10-3 : (250+240)/ 2 x 103 = 245 x 103.

Dilusi 10-4 : (34+40)/ 2 x 104 = 37 x 104 = 370 x 103.

Perbandingan jumlah pengenceran tersebut adalah :

370 x 103 : 245 x 103 = 1,51

Dikarenakan hasil perbandingan kurang dari 2, maka hasil dari dua

pengenceran tersebut dapat dirata-ratakan :

(245 + 370)/ 2 x 103 = 307,5 x 103 sel.

d. Pada umumnya, jumlah koloni pada pengenceran pertama lebih besar

dan lebih banyak daripada pengenceran setelahnya, sehingga

seringkali sukar dihitung. Karena itu penghitungan dimulai dari

pengenceran-pengenceran setelahnya yang dapat dihitung. Apabila

pengenceran pertama menunjukkan tidak ada koloni, namun pada

pengenceran setelahnya menunjukkan ada koloni atau water blanko

(kontrol) menunjukkan adanya pertumbuhan koloni, maka perlakuan

perlu diulang, karena telah terjadi kontaminasi yang menyebabkan

data yang diperoleh tidak valid.

Setelah inkubasi, hitung semua koloni yang terbentuk yang berada

pada kisaran 30-300 koloni dan catat pada tiap dilusi yang berbeda.

Hanya plate dengan jumlah 30-300 yang countable (dapat dihitung). Hal

ini dikarenakan jumlah koloni yang kurang dari 30 dianggap negatif karena

akan memberikan nilai probabilitias 0, sehingga sampel tidak absah

secara statistik untuk digunakan dalam penghitungan. Jumlah koloni yang

lebih dari 300 tidak dapat dihitung karena saling menumpuknya koloni

sehingga perhitungan menjadi tidak akurat.

Dibawah ini disajikan gambar hasil pengenceranDilution Plate 1 Plate 2

10-2

10-3

10-4

10-5

5. Isolasi dan IdentifikasiIsolasi berguna untuk memisahkan satu sel mikroorganisme dari

mikroorganisme lainnya dalam media untuk menghasilkan satu koloni.

Satu koloni mikroorganisme dibuat dari jutaan sel bakteri yang

teridentifikasi, berasal dari satu sel mikroorgansime.

Untuk mengetahui jumlah koliform di dalam sampel digunakan

metode MPN (Most Probable Number). Metode MPN merupakan uji

deretan tabung yang menyburkan pertumbuhan koliform sehingga

diperoleh nilai untuk menduga jumlah koliform dalam sampel yang diuji.

Uji kualitatif koliform secara lengkap terdiri dari 3 tahap yaitu (1)

Uji penduga (presumptive test), (2) Uji penguat (confirmed test) dan

Uji pelengkap (completed test). Uji penduga juga merupakan uji

kuantitatif koliform menggunakan metode MPN.

a. Uji penduga (presumptive test)

Merupakan tes pendahuluan tentang ada tidaknya kehadiran bakteri

koliform berdasarkan terbentuknya asam dan gas disebabkan karena

fermentasi laktosa oleh bakteri golongan koli. Terbentuknya asam

dilihat dari kekeruhan pada media laktosa, dan gas yang dihasilkan

dapat dilihat dalam tabung Durham berupa gelembung udara. Tabung

dinyatakan positif jika terbentuk gas sebanyak 10% atau lebih dari

volume didalam tabung Durham. Berikut disajikan gambar dengan

menggunakan media laktosa yang akan digunakan untuk menghitung

MPN.

Banyaknya kandungan bakteri Escherichia coli dapat dilihat dengan

menghitung tabung yang menunjukkan reaksi positif terbentuk asam

dan gas dan dibandingkan dengan tabel MPN. Metode MPN dilakukan

untuk menghitung jumlah mikroba didalam contoh yang berbentuk cair.

Bila inkubasi 1x24 jam hasilnya negatif, maka dilanjutkan dengan

inkubasi 2x24 jam pada suhu 35oC. Jika dalam waktu 2x24 jam tidak

terbentuk gas dalam tabung Durham, dihitung sebagai hasil negatif.

Jumlah tabung yang positif dihitung pada masing-masing seri. MPN

penduga dapat dihitung dengan melihat tabel MPN dengan metode

tiga tabung.

No of Tubes Positive In

No of Tubes Positive In

first middle last MPN first middle last MPN0 0 0 <0.03 2 0 0 0.0910 0 1 0.03 2 0 1 0.140 0 2 0.06 2 0 2 0.200 0 3 0.09 2 0 3 0.260 1 0 0.03 2 1 0 0.150 1 1 0.061 2 1 1 0.200 1 2 0.092 2 1 2 0.270 1 3 0.12 2 1 3 0.340 2 0 0.062 2 2 0 0.210 2 1 0.093 2 2 1 0.280 2 2 0.12 2 2 2 0.350 2 3 0.16 2 2 3 0.420 3 0 0.094 2 3 0 0.290 3 1 0.13 2 3 1 0.360 3 2 0.16 2 3 2 0.440 3 3 0.19 2 3 3 0.531 0 0 0.036 3 0 0 0.231 0 1 0.072 3 0 1 0.391 0 2 0.11 3 0 2 0.641 0 3 0.15 3 0 3 0.951 1 0 0.073 3 1 0 0.431 1 1 0.11 3 1 1 0.751 1 2 0.15 3 1 2 1.21 1 3 0.19 3 1 3 1.61 2 0 0.11 3 2 0 0.931 2 1 0.15 3 2 1 1.5

1 2 2 0.5 3 2 2 2.11 2 3 0.24 3 2 3 2.9

b. Uji penguat (confirmed test)

Hasil uji dugaan dilanjutkan dengan uji ketetapan. Dari tabung yang

positif terbentuk asam dan gas terutama pada masa inkubasi 1x24 jam

pada suhu 35oC, suspensi ditanamkan pada media Eosin Methylen

Biru Agar (EMBA) secara aseptik dengan menggunakan jarum

inokulasi. Koloni bakteri Escherichia coli tumbuh berwarna merah

kehijauan dengan kilat metalik atau koloni berwarna merah muda

dengan lendir untuk kelompok koliform lainnya. Berikut adalah gambar

isolasi koliform dengan menggunakan media EMBA.

c. Uji pelengkap (completed test)

Pengujian selanjutnya dilanjutkan dengan uji kelengkapan untuk

menentukan bakteri Escherichia coli. Dari koloni yang berwarna pada

uji ketetapan diinokulasikan kedalam medium kaldu laktosa dan

medium agar miring Nutrient Agar (NA), dengan jarum inokulasi secara

aseptik. Diinkubasi pada suhu 37oC selama 1x24 jam. Bila hasilnya

positif terbentuk asam dan gas pada kaldu laktosa, maka sampel

positif mengandung bakteri Escherichia coli. Dari media agar miring

NA dibuat pewarnaan Gram dimana bakteri Escherichia coli

menunjukkan Gram negatif berbentuk batang pendek.

Untuk membedakan bakteri golongan koli dari bakteri golongan

coli fekal (berasal dari tinja hewan berdarah panas), pekerjaan dibuat

Duplo, dimana satu seri diinkubasi pada suhu 37oC (untuk golongan

koli) dan satu seri diinkubasi pada suhu 42oC (untuk golongan koli

fekal). Bakteri golongan koli tidak dapat tumbuh dengan baik pada

suhu 42oC, sedangkan golongan koli fekal dapat tumbuh dengan baik

pada suhu 42oC.

Standar Nasional Indonesia (SNI) mensyaratkan tidak adanya

koliform dalam100 ml air minum. Akan tetapi United States

Enviromental Protection Agency (USEPA) lebih longgar persyaratan uji

koliform-nya mengingat koliform belum tentu menunjukkan adanya

kontaminasi feses manusia, apalagi patogen. USEPA mensyaratkan

presence/ absence test untuk koliform pada air minum, dimana dari 40

sampel air minum yang diambil paling banyak 5% boleh koliform.

Apabila sampel yang diambil lebih kecil dari 40, maka hanya satu

sampel yang boleh positif mengandung koliform. Meskipun demikian,

USEPA mensyaratkan pengujian indikator sanitasi lain seperti

protozoa Giardia lambliadan bakteri Legionella.

Pada air bukan untuk minum umumnya terdapat perbedaan

persyaratan koliform dan Escherichia coli. Air untuk kolam renang

(primary contact water) misalnya mensyaratkan kandungan koliform

<2,4 x 103, tetapi syarat Escherichia coli tentunya lebih ketat, yaitu

< 1 x 103 dalam 100 ml.

d. Uji identifikasi

Untuk membedakan Enterobacter aerognes dan Escherichia coli

dilakukan uji IMViC (Indole, Methyl red, Voges-Proskauer tes,

penggunaan Citrat). Kedua reaksi tersebut akan memberikan hasil

sebagai berikut :

indole methyl red

Voges-Proskauer

citrate

probable identification

+ (-) + - - Escherichia coli

- (+) - (+) + + Enterobacter or Klebsiella

- (+) + - + Citrobacter

Dibawah ini adalah hasil dari uji IMViC :

Reaksi Indole Reaksi Methyl Red Media Sitrat

Metode MPN dapat disimpulkan secara keseluruhan seperti paad gambar

dibawah ini:

C. MEMBANDINGKAN DATA DENGAN STANDAR

Dari hasil pengujian di laboratorium didapatkan pada tiga depo air

minum isi ulang yaitu : Elita, Tirta Alam dan Sinta tidak terbentuk gas

pada tabung Durham. Ini menunjukkan bahwa air tersebut tidak

mengandung bakteri Koliform, dimana nilai MPN seri 3-3-3 adalah 0-0-0

dengan indeks MPN < 3. Berarti MPN Koliform/ 100 cc air minum

contoh = 0.

Data dari penelitian ini pun ditunjang dengan standar atau acuan

dari Lampiran Surat keputusan Dirjen POM Nomor : 037267/B/SK/VII/89

bahwa jensis-jenis pengujian pada air mineral dalam 100 ml, yaitu angka

lempeng total 102, MPN koliform < 3, Escherichia coli = 0, Clostridium

perfingens = 0 dan Salmonella menunjukkan negatif.

Data pada standar dapat dijadikan dasar dapat mengandung atribut

atau variabel. Atribut data adalah keputusan ”ya” atau ”tidak”, contoh: ada

atau tidaknya organisme khusus terdapat dalam sampel pada jumlah yang

melebihi level khusus (bisa nol). Jumlah dari sampel positif mewakili

atribut data, dan keputusan didasarkan pada jumlah sampel positif.

Rencana yang tersebut sebelumnya didasarkan pada data atribut.

DAFTAR PUSTAKA

Badan Standar Nasional. 2004. Tata Cara Pengambilan Contoh dalam Rangka Pemantauan Kualitas Air pada suatu Daerah Pengaliran Sungai.http://www.bsn.or.id/SNI/download/Ed03_04/SNI03-7016-2004.pdf. Diakses tanggal 23 Januari 2007.

Barnet, Margaret. 1997. Microbiology Laboratory Exercises. 2nd Edition. Wm. C. Brown Publisher. London.

Danasaputra, R. 2004. Pedoman Teknis Operasional Alat Pasteurisasi Susu. http://agribisnis.deptan.go.id/web/pustaka/teknologi%20proses/Pedoman%20Teknis%20Operasional%20Alat%20PasteurisasiSusu.pdf. Diakses tanggal 23 Januari 2007.

Fardiaz, S. 1993. Analisis Mikrobiologi Pangan. PAU. IPB.

Lay, B. W. 1994. Analisis Mikroba di Laboratorium. PT. raja Grafindo Persada. Jakarta.

Paustian, T. 2006. Microbiology and Bacteriology; The World of Microbes. http://www.bact.wisc.edu/Microtextbook/index.php?module=Book&func=displayarticle&art_id=273. Diakses tanggal 29 Januari 2007.

Pratama, M. R. 2006. Mengenal Media Pertumbuhan Mikrobial. http://rachdie.blogsome.com/2006/10/18/mengenal-media-pertumbuhan-mikrobial/. Diakses tanggal 23 Januari 2007.

________________. Prosedur Analisa Mikrobial Rutin (Industri Kosmetika). http://rachdie.blogsome.com/2006/10/17/mikrobiologi-pangan/. Diakses tanggal 23 Januari 2007.

________________. Teknik Dasar Analisa Mikrobiologi. http://rachdie.blogsome.com/2006/11/01/teknik-dasar-analisa-mikrobiologi/ . Diakses Tanggal 23 Januari 2007.

________________. Teknik Dasar Analisa Mikrobiologi 2.http://72.14.235.104/search?q=cache:Te_5HLyaY94J:www.bpkp.go.id/unit/hukum/bpkp/1989/410-89.pdf+penentuan+jumlah+sampel+yang+akan+diuji&hl=id&gl=id&ct=clnk&cd=6. Diakses tanggal 23 Januari 2007.

Reynolds, J, and  College, R. 2004. Lab Procedures Manual; Water Analysis. http://www.rlc.dcccd.edu/mathsci/reynolds/micro/lab_manual/TOC.html. Diakses tanggal 17 januari 2007.

Supardi, I. Dan Sukamto. 1999. Mikrobiologi dalam Pengolahan dan Keamanan Pangan. Alumni. Bandung.

Widiyanti, N. L. P. M dan Ristiati, N. P. 2004. Analisis Kualitatif Bakteri Koliform pada Depo Air Minum Isi Ulang Di Kota Singaraja Bali. http://www.ekologi.litbang.depkes.go.id/data/vol%203/Ni%20Putu%20_2.pdf. Diakses tanggal 23 Januari 2007.