BAB II TINJAUAN PUSTAKA 2.1 Biologi Kelapa dan Peran ...repository.ump.ac.id/835/3/BAB II_MEI...

12

BAB II

TINJAUAN PUSTAKA

2.1 Biologi Kelapa dan Peran kelapa bagi Manusia (Cocos nucifera L.)

2.1.1 Deskripsi Kelapa

Kelapa (Cocos nucifera L) merupakan tanaman yang berasal dari famili

Arecaceae dan satu – satunya genus dari Cocos (Harries & Foale, 2011).

Berdasarkan hasil penemuan fosil dan data molekuler, kelapa dipercaya berasal

dari kawasan Asia Tenggara (Chan & Elevitch, 2006 ; Young S. et al., 2010) dan

selanjutnya menyebar ke Amerika Latin, Karibia hingga ke Afrika. Pada saat ini,

kelapa tumbuh dan tersebar di 200 negara di dunia khususnya negara tropis

(Gomes - Copeland et al., 2015).

Tanaman kelapa mempunyai akar serabut yang kaku dan besar seperti

tambang, panjangnya dapat mencapai 6 m dengan diemeter 1 cm serta mayoritas

menembus ke tanah dengan kedalaman sekitar 1,5 m (Ohler & Magat, 2016).

Jumlah akar kelapa dapat mencapai sekitar 2000 – 4000 buah yang dapat ditemui

pada pangkal batang (Chan & Elevitch, 2006).

Seperti halnya tanaman palma yang lain, pohon kelapa umumnya tidak

bercabang, berdaun majemuk sempurna, serta merupakan pohon yang tinggi

besar. Batang pohon kelapa dapat mencapai tinggi lebih dari 30 m dengan

diameter pangkal batang sekitar 40 cm (Ohler & Magat, 2016). Batang pohon

kelapa terbentuk ketika tanaman berumur sekitar 3 - 4 tahun setelah tanam dan

tumbuh bersamaan dengan bertambahnya jumlah daun (Ohler & Magat, 2016).

Batang kelapa berbentuk silindris, tumbuh tegak lurus (erectus) atau dapat

12

Pengaruh Penambahan Sorbitol…, Mei Anitasari, FKIP UMP, 2016

13

melengkung karena faktor lingkungan, berwarna abu-abu terang dan memiliki

bekas-bekas daun yang mati atau luruh. Pada ujung batang terkumpul daun yang

tersusun secara berjejal – jejal seperti sirip pada bagian ujung batang membentuk

roset batang (Ohler & Magat, 2016).

Daun kelapa memiliki panjang mencapai 5 m, dengan panjang tangkai

sekitar 75 – 150 cm (van Steenis et al., 2005). Pada bagian dasar, tangkai daun

menebal sehingga mampu menempel dengan sangat kuat pada batang. Dalam

setiap satu tangkai daun terdapat sekitar 200 – 250 anak daun yang bentuk lanset

dengan panjang dapat mencapai sekitar 50 – 150 cm dan lebar 1 – 1,5 cm serta

memiliki ujung yang keras dan lancip (Ohler & Magat, 2016).

Kelapa memiliki bunga yang terletak di setiap ketiak daun (aksiler) dan

mampu menghasilkan bunga sebanyak 12 -15 buah tandan bunga per tahunnya

(Chan & Elevitch, 2006) Pada waktu masih muda, bunga kelapa dilindungi oleh

seludang bunga (mancung, spatha) yang besar, kuat, dan tebal (Gambar 2.1.A).

Bunga kelapa tergolong bunga majemuk yang memiliki bunga jantan dan bunga

betina terpisah, namun berada pada satu spikelet (tandan,Tjitrosoepomo, 2000;

Ohler & Magat, 2016).. Bunga yang sudah dewasa dapat memiliki panjang

mencapai 2 meter dan bercabang-cabang sekitar 40 spikelet lancip (Ohler &

Magat, 2016).

Pada setiap spikelet, terdapat 1 sampai 3 bunga betina di bagian dasar dan

sekitar 200 sampai 300 bunga jantan di bagian atasnya (Gambar 2.1.A, Ohler &

Magat, 2016). Dengan demikian setiap tandan bunga dapat memiliki sekitar 10 –

50 bunga betina.

Bunga jantan (Gambar 2.1.B) memiliki 3 buah kelopak bunga yang kecil

dan 3 buah mahkota bunga serta memiliki 6 benang sari maupun 3 putik yang


14

rudimentair lancip (Ohler & Magat, 2016). Bunga jantan mekar dimulai dari

bunga yang berada di ujung spikelet dan diikuti oleh bunga ke arah dasar spikelet.

Setiap bunga jantan akan mekar dan masak sekitar 1 hari sebelum rontok.

Keseluruhan bunga jantan akan mekar membutuhkan waktu sekitar 16 sampai 22

hari tergantung kultivar (Santos et al., 1996).

Bunga betina (Gambar 2.1.C) memiliki ukuran yang lebih besar dari

bunga jantan dengan bentuk bulat telur berdiameter 2 sampai 3 cm (van Steenis et

al., 2005). Perhiasan bunga berdaging dan menempel pada bakal buah. Bakal

buah beruang 3, tidak memiliki tangkai putik, serta kepala putik berupa celah

yang tenggelam (van Steenis et al., 2005). Bunga betina mekar beberapa hari

setelah spata membuka dan dapat bertahan hanya dalam jangka 1 – 3 hari (Santos

et al., 1996). Keseluruhan bunga betina dapat bertahan dalam jangka waktu 3 – 5

hari pada kelapa dalam atau 8 – 15 hari pada kelapa genjah (Santos et al, 1996).

Apabila tidak terjadi pembuahan maka bunga betina akan rontok (Thomas &

Josephrajkumar, 2013; Ohler & Magat, 2016 ).

Gambar 2.1 Bunga majemuk pada aksiler (A) bunga jantan (B) bunga betina

(C) (Sisunandar, 2008; Foale & Harries., 2011)

A

B

C


15

Setelah terjadi polinasi dan fertilisasi, buah mulai terbentuk dan menjadi

masak membutuhkan waktu sekitar 12 bulan (van Steenis et al., 2005). Buah

kelapa memiliki bentuk, ukuran, warna, dan komposisi buah yang berbeda beda

tergantung kultivar dan kondisi lingkungan tanaman. Pada umumnya, kelapa

memiliki buah berukuran panjang 20 – 30 cm dengan berat sekitar 850 - 3700

gram (Chan & Elevitch, 2006 ).

Buah kelapa termasuk dalam golongan buah batu karena memiliki 3

lapisan kulit yaitu kulit bagian luar (eksokarp) yang tipis (0,1 mm) yang

mengkilap dan memiliki berwarna tertentu tergantung kultivarnya ketika masih

muda. Buah dewasa akan berubah warna menjadi coklat dan akan berwarna abu

abu saat buah kering. Bagian tengah (mesokarp) memiliki serabut yang tebal (4 –

8 cm), berwarna putih ketika muda dan berubah menjadi coklat ketika sudah

masak. Bagian kulit dalam (endokarp) merupakan bagian yang keras sangat keras

dan berkayu serta cukup tebal (3 – 6 mm) berwarna coklat tua yang biasa disebut

tempurung (Ohler & Magat, 2016). Di dalam tempurung inilah terdapat biji

kelapa.

Biji kelapa memiliki lapisan paling luar (testa) yang tipis dan berwarna

coklat. Biji berbentuk bulat dengan diameter biji kelapa sekitar 12 cm (van

Steenis et al., 2005). di dalam testa terdapat endosperm yang berwarna putih

dengan ketebalan sekitar 1- 2 cm yang banyak mengandung minyak (Ohler &

Magat, 2016). Selain itu, pada bagian dalam biji terdapat rongga yang berisi

endosperm cair (air kelapa) dengan volume sekitar 120 mm (Ohler & Magat,

2016). Pada saat awal pembentukan endosperm rongga ini berisi cairan sekitar

700 ml dan akan berkurang hingga 270 ml setelah endosperm terbentuk penuh

(Foale & Harries, 2009).


16

Pada endosperm yang keras terdapat embrio yang memiliki ukuran

panjang 0,5 cm sampai 1 cm dengan berat sekitar 0,1 g tergantung umur embrio

dan kultivar. Setiap biji memiliki embrio sebanyak satu buah (Foale, 2003; Ohler

& Magat, 2016). Keberadaan embrio di dalam endosperm akan terlihat jika biji

dibelah, ditandai dengan posisi endosperm yang melipat ke dalam pada salah satu

sisi yang terdapat tiga buah mata. Embrio juga dapat ditandai tepat pada salah satu

mata yang lunak dari ketiga mata pada temputung (Ohler & Magat, 2016)

Pada saat terjadi perkecambahan, embrio kelapa akan membesar dengan

bagian apikal akan muncul dari tempurung kelapa melalui mata yang lunak,

sedangkan sisi yang lain tetap berada di dalam tempurung membentuk haustorium

(Ohler & Magat, 2016). Tunas kelapa akan muncul 8 minggu setelah

perkecambahan, dan daun muda baru akan muncul setelah 5 minggu berikutnya

(Ohler & Magat, 2016).

Gambar 2.2 Biji kelapa utuh yang menujukkan adanya tiga buah mata. Salah

satu mata bersifat lunak dan menunjukkan posisi dimana embrio

kelapa dapat diisolasi (tanda panah). Bagian tersebut juga

merupakan tempat keluarnya mata tunas ketika kelapa

berkecambah (A). Di bagian dalam buah kelapa berkembang

haustorium yang akan membesar seiring dengan membersarnya

kecambah kelapa (Sisunandar, 2008).


17

2.1.2 Kultivar

Tanaman kelapa mempunyai keragaman kultivar yang tinggi. Berdasarkan

morfologinya, (Gambar 2.1.2) kelapa digolongkan menjadi dua tipe utama yaitu

kelapa tipe dalam (tall, kadang-kadang diberi nama sebagai varietas typica) dan

tipe genjah (dwarf, kadang-kadang disebut varietas nana) .

Gambar 2.2 Kelapa dalam (tall) (A) kelapa genjah (dwarf) (B) (Chan &

Elevitch, 2006; Santosa, 2014)

Kelapa dalam (Gambar 2.2.A) memiliki usia yang panjang bahkan dapat

mencapai 100 tahun dengan tinggi pohon dapat mencapai lebih dari 30 m

sedangkan pada kelapa genjah (Gambar 2.2.B) dapat mencapai usia sekitar 60

tahun dengan tinggi pohon maksimal hanya mencapai 20 m (Foale & Harries,

2009). Perbedaan kedua tipe kelapa juga dapat diamati dengan mudah seperti pada

kelapa dalam memiliki batang dengan pangkal yang besar membentuk bole,

sedangkan kelapa genjah memiliki batang dengan pangkal tanpa bole (gambar).

Ukuran daun juga menunjukkan perbedaan yang nyata antara kelapa dalam dan

kelapa genjah, dimana kelapa dalam memiliki daun yang lebih besar dan panjang

dibandingkan dengan kelapa genjah.

A B


18

Perbedaan lain yang dapat diamati pada kelapa dalam dan kelapa genjah

adalah dilihat dari ukuran dan jumlah buah yang dihasilkan. Kelapa dalam

memiliki ukuran yang relatif besar namun jumlah yang dihasilkan relatif sedikit.

Sedangkan kelapa genjah memiliki ukuran yang relatif kecil namun jumlah buah

yang dihasilkan pertandan banyak.

Kelapa dalam menghasilkan bunga lebih lama sekitar 8 sampai 10 tahun

dibandingkan dengan kelapa genjah hanya mampu menghasilkan bunga sekitar 3

– 5 tahun setelah tanam (Chan & Elevitch, 2006). Bunga pada kelapa memiliki

sifat protandrous yang berarti bunga jantan kelapa masak lebih dulu setelah itu

baru bunga betina kelapa. Oleh karena itu, sebagian besar pohon kelapa dalam

perlu dilakukan penyerbukan silang. Pada kelapa genjah, bunga betina mulai

masak tidak terlalu lama setelah bunga jantan sehingga sebagian besar kelapa

genjah melakukan penyerbukan sendiri.

Sistem penamaan pada kelapa dilakukan dengan menggunakan dua kata

dengan ketentuan tidak boleh melebihi 30 huruf dan diberi nama dengan

menggunakan bahasa Inggris (Bourdeix, 2012). Kata pertama yang digunakan

dapat berupa ciri morfologi yang dominan, nama tradisional, atau nama lokasi,

wilayah atau negara tempat kultivar tersebut hidup. Pada kelapa genjah digunakan

warna buah karena bersifat homozigot. Kata kedua menunjukan bahwa kelapa

tersebut masuk golongan kelapa dalam atau kelapa genjah. Sebagai contoh

Pangandaran Tall merupakan nama kelapa berdasarkan lokasi kelapa dalam yang

berasal dari Pangandaran, Jawa Barat (Bourdeix, 2012). Tebu Sweet Husk Tall

merupakan kelapa dalam yang mempunyai sabut manis seperti tebu dan banyak

ditemukan di daerah Maluku dan Papua. Contoh pemberian nama kelapa genjah


19

adalah Nias Yellow Dwarf, yaitu kelapa genjah dengan warna buah kuning

berasal dari Nias, Sumatera Utara (Bourdeix, 2012) maupun Kopyor Green Dwarf

merupakan kelapa genjah yang memiliki buah kopyor dan berwarna hijau

(Bourdeix, 2012).

Pada tahun 2012 terdapat 419 kultivar kelapa yang terdiri atas 319 kultivar

kelapa dalam dan 100 kultivar kelapa genjah. Di antara jumlah tersebut Indonesia

memiliki hampir seperempatnya, yaitu 105 kultivar yang terdiri atas 82 kultivar

kelapa dalam dan 23 kultivar kelapa genjah (Bourdeix, 2012). Pada saat ini

diperkirakan masih banyak kultivar di Indonesia yang belum diidentifikasi dan

dipublikasikan. Menurut Novarianto (2008), Indonesia masih memiliki sekitar 400

kultivar baru yang belum teridentifikasi dan masih tumbuh di kebun petani

ataupun di tempat terpecil.

Salah satu wilayah di Indonesia yang berpotensi memiliki kultivar yang

belum dilepas secara resmi oleh pemerintah adalah Kabupaten Banyumas. Pada

saat ini diperkirakan Kabupaten Banyumas memiliki sekitar 1,7 juta pohon kelapa

yang ditanam pada lahan dengan luas sekitar 18 ribu ha (Husein, 2014). Paling

tidak, Kabupaten Banyumas memiliki dua macam kultivar kelapa yang dampai

saat ini belum dilepas secara resmi oleh Pemerintah Indonesia, yaitu Kelapa

Dalam Banyumas (KDB) dan Kelapa Genjah Entog (KGE). KDB banyak

ditemukan di desa Karang gedang, Kemiri, Kecamatan Sumpiuh, sedangkan KGE

banyak ditemukan di kecamatan Cilongok dan Ajibarang (SK Direktur Jenderal

Perkebunan, Nomor : 53/KB.820/SK/DJ.BUN/05-1996). Bahkan, wilayah-

wilayah tersebut telah ditetapkan sebagai kebun blok penghasil tinggi yang

menjadi sumber benih kedua jenis kelapa tersebut. Namun demikian, kedua jenis

kelapa tersebut masih belum dilakukan upaya pelestariannya.


20

2.1.3 Nilai Sosial Ekonomi Kelapa

Tanaman kelapa mempunyai nilai ekonomi yang tinggi dan memiliki peran

yang snagat penting dalam kehidupan sosial, ekonomi maupun budaya rakyak

Indonesia. Pohon kelapa disebut juga pohon kehidupan (tree of life) karena

hampir semua bagian dari pohon tersebut bermanfaat bagi kehidupan masyarakat

mulai dari akar, batang (kayu), daun, dan buah.

Meskipun pada umumnya akar kelapa digunakan sebagai bahan bakar,

namun bagian kelapa tersebut dapat dimanfaatkan sebagai obat anti-piretik,

diuretik dan obat batuk (Ohler & Magat., 2016; Setiawan, 2014). Batang kelapa

mempunyai keistimewaan struktur serat yang unik, awet dan kuat sehingga

banyak dimanfaatkan sebagai bahan bangunan seperti papan, kaso, dan balok

maupun sebagai furniture seperti meja, kursi, kotak dan peralatan rumah tangga

(Gambar 2.3, Foale, 2003).

Gambar 2.3 Furniture meja, kursi, kotak dan peralatan rumah tangga dari

batang kelapa (Foale., 2003; http://www.dinomarket.com/Pasar

Dino/44736338/Jual-Mangkok-Kayu-Kelapa/;

http://sukardinyiuras.blogspot.co.id/ ).


http://www.dinomarket.com/Pasar%20Dino/44736338/Jual-Mangkok-Kayu-Kelapa/

http://www.dinomarket.com/Pasar%20Dino/44736338/Jual-Mangkok-Kayu-Kelapa/

http://sukardinyiuras.blogspot.co.id/

21

Daun kelapa yang telah tua banyak dimanfaatkan sebagai atap bangunan,

tikar, keranjang, tas, dan topi (Foale, 2003). Tulang daun kering dapat

dimafaatkan sebagai sapu lidi sedangkan pelepah daun bagian dasar digunakan

sebagai kayu bakar (Foale, 2003). Daun kelapa yang muda banyak dimanfaatkan

untuk upacara adat dan keagamaan seperti digunakan untuk umbul-umbul,

pembungkus ketupat maupun hiasan pada pesta perkawinan (Ohler & Magat,

2016; Pratiwi., 2013).

Bunga kelapa merupakan bagian yang penting karena dapat disadap untuk

diambil niranya. Nira kelapa merupakan getah yang rasanya manis, mengandung

sekitar 15%, dapat diminum secara langsung sebagai minuman tradisional ataupun

dapat difermentasi menjadi tuak atau minuman anggur beralkohol (Ohler &

Magat, 2016). Mayoritas nira saat ini diolah lebih lanjut menjadi gula merah

ataupun gula kristal (gula semut/brown sugar) yang mempunyai nilai ekspor

tinggi.

Bagian kelapa yang memiliki nilai ekonomi tinggi lainnya adalah buahnya.

Sabut kelapa dapat dimanfaatkan untuk membuat keset, pengisi jok, papan

hardboard, sikat, tali, dan geo textile. Serbuk dari sabut kelapa juga banyak

digunakan untuk medium tanam (cocopeat), bahan bangunan ringan, maupun

isolasi termal, (Ohler & Magat., 2016).Tempurung kelapa banyak digunakan

untuk kerajian tangan seperti alat masak, pot hias maupun kerajinan tangan yang

lain seperti tas. Tempurung kelapa juga banyak digunakan sebagai bahan bakar

(Ramdianti, 2013) atau diolah lebih lanjut menjadi arang aktif yang banyak

digunakan dalam industri farmasi, penjernihan, pertambangan dan juga penyaring

polusi atau bau tidak sedap dalam ruangan (Mahmud & Ferry., 2005).


22

Bagian buah yang paling penting pada tanaman kelapa adalah daging buah

(endosperm). Daging buah kelapa dikeringkan untuk menghasilkan kopra atau

diekstrak untuk menghasilkan minyak goreng, santan (coconut milk), atau dapat

digunakan untuk menghasilkan minyak dengan kualitas tinggi (virgin coconut oil,

VCO). Sisa pengolahan minyak kelapa (bungkil kelapa) juga dapat digunakan

sebagai pakan ternak (Foale, 2003; Ohler & Magat, 2016). Di dalam buah juga

terdapat air kelapa yang mempunyai rasa yang manis serta dapat digunakan untuk

mencegah dehidrasi sebagai minuman segar ataupun diolah lebih lanjut menjadi

nata de coco (Ohler & Magat, 2016).

2.1.4 Budidaya Kelapa dan Permasalahannya

Kelapa (Cocos nucifera L.) merupakan salah satu tanaman perkebunan

penghasil devisa terbesar keempat dari sektor perkebunan di Indonesia setalah

kelapa sawit, karet dan kopi (FAO, 2016). Pada tahun 2014, Indonesia merupakan

negara yang memiliki luas area perkebunan kelapa sekitar 3,08 juta Ha dengan

total produksi mencapai 19,9 juta ton ( FAO, 2016)

Meskipun kelapa merupakan komoditas perkebunan utama di Indonesia,

namun budidaya tanaman tersebut menghadapi salah satu kendala utama berupa

menurunnya luas area perkebunan. Dari tahun ke tahun, luas area perkebunan

kelapa menurun sekitar 0,38 % (Nasir, 2014). Beberapa faktor yang diduga

menjadi penyebab penuruan luas area perkebunan tersebut adalah meningkatnya

serangan hama dan penyakit kelapa, meningkatnya alih fungsi lahan, dan

tingginya persentase perkebunan kelapa yang sudah tua serta adanya bencana

alam.


23

Serangan hama kumbang badak (Oryctes rhinoceros) ataupun belalang

pedang (Sexava nubila) menyebabkan turunnya luas area perkebunan kelapa di di

beberapa tempat di Indonesia. Kumbang badak menyerang pucuk dan pangkal

daun muda yang belum membuka dengan cara menggerek dan memakan helaian

daun sehingga mengakibatkan daun terpotong-potong atau tergunting membentuk

huruf “V” bila telah terbuka. Pada tahun 2005 di Jawa Tengah, serangan O.

Rhinoceros mengakibatkan kerugian mencapai sekitar 10 Miliar rupiah (Mulyono,

2007). Selain itu pada tahun 2014, serangan hama tersebut juga terjadi di

Kabupaten Blitar, Jawa Timur, yang mengakibatkan lebih dari 5000 pohon

kelapa mengalami kematian (Kustantini, 2014). Hama belalang pedang (Sexava

nubila) juga banyak mengakibatkan kerusakan perkebunan kelapa seperti yang

terjadi di Kabupaten Kepulauan Talaud, Provinsi Sulawesi Utara dengan luas area

perkebunan kelapa yang terserang hama tersebut mencapai16 ribu Ha dengan total

keugian mencapai sekitar Rp. 26,3 milyar pada tahun 2012 (Wagiman et al.,

2012). Hama tersebut menyerang daun muda maupun tua serta dapat merusak

bunga dan kulit buah.

Di samping hama, kelapa juga banyak diserang oleh beberapa penyakit

berbahaya seperti layu Kalimantan (Phytoplasma) maupun penyakit busuk pucuk

kelapa (Phytophthora palmivora). Gejala yang timbul dari penyakit layu

Kalimantan ditandai dengan warna daun mengguning serta diikuti pelepah daun

bagian bawah kering layu serta menggantung serta banyak buah yang rontok dan

tidak normal (Lolong & Motulo, 2014). Serangan penyakit layu Kalimantan

terjadi pada tahun 1997 yang menyerang kurang lebih 100 ribu pohon kelapa, di


24

daerah Kalimantan Timur (Lolong & Motulo, 2014). Penyakit busuk pucuk juga

mengakibatkan kematian lebih dari 70 ribu pohon kelapa di Kabupaten Minahasa

Selatan pada tahun 2007 (Lolong, 2010).

Faktor lain yang diduga menjadi penyebab menurunnya luas area

perkebunan kelapa di Indonesia adalah meningkatnya alihfungsi lahan menjadi

lahan perkebunan yang memiliki nilai ekonomis lebih tinggi seperti kelapa sawit

dan kopi, pembangunan jalan, lahan pemukiman maupun pabrik. Salah satu

contoh alih fungsi lahan terjadi di kebun plasma nutfah kelapa di Paniki, Manado,

Sulawesi Utara menjadi lokasi olahraga pacuan kuda (Novarianto, 2008). Alih

fungsi lahan perkebunan kelapa menjadi perumahan dan area industri juga terjadi

setiap tahun dengan persentase luas lahan menurun sekitar 5 sampai 10 %

(http://www.republika.co.id, 2014).

Faktor terakhir yang menjadi penyebab berkurangnya luas area

perkebunan kelapa adalah bencana alam. Sebagai contoh bencana alam tsunami

yang terjadi di Aceh pada tahun 2004 telah mengakibatkan hilangnya perkebunan

kelapa sekitar 10 ribu hektar (9,28 %) (aceh.antarnews.com, 2014).

Salah satu akibat yang muncul dengan menurunnya luas area perkebunan

kelapa serta dialihfungsikannya lahan perkebunan sebagai akibat rendahnya

produktivitas perkebunan kelapa adalah munculnya ancaman akan hilangnya

keanekaragaman hayati kelapa di Indonesia.


http://www.republika.co.id/

25

2.2 Konservasi Kelapa dan Permasalahannya

Indonesia merupakan negara keanekaragaman hayati kelapa paling tinggi di

dunia . Pada tahun 2012, Indonesia memiliki 105 kultivar kelapa yang terdiri atas

82 kultivar kelapa tipe dalam dan 23 kultivar kelapa tipe genjah. Angka tersebut

merupakan 25 % dari total kultivar kelapa yang telah diketahui di dunia (419

kultivar kelapa; Bourdeix, 2012). Diperkirakan, Indonesia masih memiliki sekitar

400 kultivar kelapa yang belum teridentifikasi dan hidup di kebun petani maupun

daerah terpencil (Novarianto, 2008). Oleh karena itu perlu upaya dilakukan untuk

melestarikan plasma nutfah kelapa di Indonesia.

2.2.1 Konservasi In Situ

Salah satu teknik konservasi kelapa paling mudah dan murah untuk

dilakukan serta mampu menyimpan keragaman genetik yang lebih beragam

(Dullo et al., 2005) adalah teknik konservasi secara in situ. Konservasi in situ

dilakukan dengan cara melestarikan plasma nutfah kelapa di habitat asli kelapa

itu hidup (Leunufna, 2007). Salah satu contoh keberhasilan program konservasi

kelapa secara in situ adalah konservasi kelapa kopyor yang dilakukan oleh para

petani kelapa di Kabupaten Pati, Jawa Tengah sejak tahun 1960-an (Maskromo et

al., 2007). Pada saat ini, jumlah pohon kelapa kopyor yang dimiliki oleh para

petani tersebut mencapai sekitar 2000 pohon dan hidup terlindung di kebun

petani (Kompas.com, 2012). Namun demikian, teknik konservasi in situ sangat

rentan terjadinya alihfungsi lahan sehingga plasma nutfah menjadi hilang,

memiliki pendataan yang kurang baik, serta membutuhkan komitmen yang tinggi

dari para petani untuk menjaga kelestariannya dalam jangka yang panjang (Dullo


26

et al., 2005). Oleh karena itu perlu alternatif lain untuk melestarikan plasma

nutfah kelapa di Indonesia.

2.2.2 Konservasi Ex Situ

Salah satu teknik konservasi yang memiliki lebih banyak keunggulan

dibandingkan konservasi secara in situ adalah konservasi secara ex situ. Teknik

tersebut memiliki banyak keunggulan seperti relatif aman dari alih fungsi lahan

karena umumnya dimiliki oleh pemerintah, pengumpulan data jauh lebih rinci

karena terdapat di satu wilayah dengan akses data yang lebih mudah, serta

memiliki perawatan yang lebih intensif (Engelman, 2011).. Konservasi secara ex

situ merupakan upaya melestarikan plasma nutfah kelapa di luar habitat aslinya.

Teknik-teknik konservasi kelapa secara ex situ yang banyak dilakukan antara lain

dalam bentuk kebun plasma nutfah, penyimpanan pollen, maupun penyimpanan

embrio zigotik (Dullo et al., 2005).

2.2.2.1 Kebun Plasma Nutfah

Kebun plasma nutfah merupakan salah satu cara untuk melestarikan plasma

nutfah kelapa yang paling banyak dilakukan. Koleksi kebun plasma nutfah kelapa

pertama kali di bangun di Indonesia pada tahun 1930 di Manado, Sulawesi Utara.

Sebanyak 40 kultivar kelapa dari berbagai daerah di Indonesia berhasil dikoleksi

oleh seorang ilmuwan kelapa dari Belanda bernama Dr Tammes (Novarianto,

2008). Pada saat ini, Indonesia telah memiliki 7 kebun plasma nutfah kelapa yaitu

Pakuwon (Jawa Barat), Bone-bone (Sulawesi Selatan), Sikijang Mati (Riau),

Mapanget, Paniki, Pandu dan Kima Atas (Sulawesi Utara; Novarianto et al., 2005;


27

Tabel 2.1) yang berhasil mengkoleksi kelapa dalam sebanyak 95 aksesi pada

tahun 2007.(Novarianto & Tampeke, 2008).

Bahkan, mulai tahun 1993, Indonesia telah ditetapkan oleh International

Coconut Genetics Network (COGENT) sebagai salah satu lokasi kebun plasma

kelapa nutfah bertaraf Internasional (International coconut genebank/ ICG) di

antara lima lokasi di dunia. Indonesia merupakan lokasi kebun plasma nutfah

untuk seluruh kultivar yang ditemukan di wilayah Asia Tenggara dan Asia Timur

meliputi Indonesia, Malaysia, Myanmar, Philipina, Thaliand, Vietnamdan China

(Novarianto, 2008). Pada awalnya lokasi yang ditentukan sebagai kebun plasma

nutfah adalah di Sikijang Mati, Riau (Novarianto et al., 2005). Namun, karena

adanya okupasi tanah oleh masyarakat sekitar di era reformasi, maka lokasi kebun

plasma nutfah tersebut kemudian dipindahkan ke kebun Pandu dan Paniki,

Sulawesi Utara sejak tahun 2002 (Tulalo, et al., 2007).

Tabel 2.1 Jumlah aksesi Tall dan Dwarf di kebun plasma nutfah di Indonesia

No Kebun plasma nutfah Jumlah aksesi

Referensi Tall Dwarf

1. Pakuwon (Jawa

Barat),

12 8 Novarianto et al, 2005

2 Bone – bone

(Sulawesi Selatan)

Novarianto, 2008

3 Sikijang Mati (Riau) 24 9 Novarianto et al, 2005

4 Mapanget 40 13 Novarianto et al, 2005

5 Paniki 21 10 Novarianto, 2008

6 Pandu 5 5 Tulalo et al, 2007

7 Kima Atas

JUMLAH 102 45

Dengan dibangunnya kebun plasma nutfah kelapa oleh pemerintah,

konservasi kelapa menjadi lebih relatif aman dari alih fungsi lahan, serta memiliki


28

perawatan yang lebih intensif untuk menghindari hama dan penyakit (Engelman,

2011). Namun demikian, perawatan kebun plasma nutfah membutuhkan biaya

yang cukup besar serta belum aman dari ancaman bencana alam (kekeringan),

hama maupun penyakit (Engelman, 2011). Oleh karena itu pengembangan teknik

konservasi alternatif yang dapat digunakan sebagai tempat penyimpanan cadangan

plasma nutfah sangat dibutuhkan untuk menjamin keberadaan plasma nutfah yang

berharga tersebut.

2.2.3 Penyimpanan Pollen Kelapa

Penyimpanan pollen merupakan salah satu upaya konservasi kelapa yang

mudah untuk melindungi dari serangan hama dan penyakit serta bencana alam.

Penyimpanan pollen biasanya digunakan untuk studi biokimia, dasar fisiologi,

kesuburan dan bioteknologi dengan melibatkan ekspresi gen serta transformasi

dan ferlitilisasi secara in vitro. Selain itu penyimpanan pollen juga penting untuk

program pemuliaan tanaman (Panis & Lambardi, 2005; Engelman et al., 2007).

Penyimpanan pollen dapat dilakukan dengan penyimpanan jangka pendek

dan jangka waktu yang panjang. Penyimpanan jangka pendek selama 2 sampai 6

bulan dilakukan dengan cara pollen dikeringkan kemudian dimasukkan kedalam

plastik, divakum dan disimpan di dalam freezer (Dulloo, et al., 2005).

Penyimpanan jangka panjang dilakukan dengan cara menyimpan pollen kering

tersebut di dalam nitrogen cair – 1960C (Panella et al., 2009).

Teknik penyimpanan pollen memiliki kelebihan dibandingkan dengan

teknik konservasi in situ maupun konservasi dengan pembangunan kebun plasma


29

nutfah karena tidak membutuhkan ruang simpan yang besar, mudah untuk

pertukaran plasma dalam jumlah besar, maupun aman dari hama dan penyakit

(COGENT, 2008). Namun demikian, konservasi pollen hanya menyimpan

setengah dari total informasi genetik yang dimiliki oleh kelapa (Engelmann et al.,

2007)

2.2.4 Penyimpanan Embrio Zigotik Kelapa

Teknik konservasi ex situ yang dapat digunakan sebagai cadangan plasma

nutfah yang mampu menyimpan seluruh informasi genetika yang dimiliki oleh

kelapa adalah dengan menggunakan penyimpanan embrio zigotik. Hal tersebut

banyak dilakukan karena kelapa tidak dapat disimpan dalam bentuk biji karena

ukurannya yang sangat besar, sekitar 600 gram hingga 3 kg (Faole, 2003).

Disamping itu, biji kelapa terbukti tidak mempunyai masa dormansi serta tidak

dapat dikeringkan (biji recalcitrant) sehingga tidak dapat disimpan dalam jangka

waktu yang lama (Dullo et al., 2005). Penyimpanan dengan menggunakan embrio

zigotik kelapa memiliki banyak keunggulan seperti ukuran yang jauh lebih kecil

(sekitar 0,1 g; Sisunandar et al., 2014), embrio zigotik dapat ditumbuhkan dalam

medium kultur jaringan untuk membentuk tanaman utuh dan sekaligus dapat

menyimpan informasi genetik secara utuh apabila dibandingkan dengan teknik

penyimpanan pollen (Karun et al., 2005), serta pohon kelapa yang dihasilkan dari

embrio zigotik tidak memiliki perbedaan yang signifikan dengan pohon kelapa

yang berasal dari biji (Sisunandar et al., 2010b).


30

Beberapa teknik telah dikembangkan untuk menyimpan embrio zigotik

kelapa, baik untuk penyimpanan embrio dalam jangka pendek sampai menengah

dan jangka panjang. Teknik penyimpanan embrio kelapa dalam jangka waktu

pendek sampai menengah (short-to-medium term conservation) mampu

menyimpan plasma nutfah embrio kelapa untuk jangka waktu 2 hingga 12 bulan

(Engelmann, 1990) dapat dilakukan dengan penyimpanan secara in vitro maupun

penyimpanan embrio yang dikeringkan dan disimpan di pada suhu rendah.

Penyimpanan embrio zigotik kelapa secara in vitro dapat dilakukan

dengan cara memperpanjang lama waktu subkultur. Beberapa cara telah dilakukan

untuk tujuan tersebut seperti menurunkan temperatur ruang kultur sampai 40C

mampu digunakan untuk menyimpan embrio kelapa selama 3 bulan, menurunkan

konsentrasi medium tanam (Karunaratne, 1988), penambahan senyawa yang

mampu menurunkan penyerapan nutrisi (monitol), zat penghambat pertumbuhan

maupun intensitas cahaya juga berperan menurunkan metabolisme tanaman

(Sukendah & Cedo, 2005; Muhammed, 2013; Ledo et al, 2014).

Teknik penyimpanan embrio kelapa secara in vitro tersebut mampu

menyimpan embrio dalam kondisi steril, mudah dilakukan pertukaran plasma

nutfah serta material yang disimpan dalam kondisi hidup sehingga memudahkan

untuk mendapatkan bibit apabila dibutuhkan. Namun demikian, teknik tersebut

hanya mampu menyimpan embrio dalam waktu yang terbatas, tingginya resiko

kontaminasi selama penyimpanan dan subkultur serta membutuhkan biaya yang

besar karena membutuhkan tindakan subkultur yang berulang – ulang (Sukendah

& Cedo, 2005).


31

Teknik penyimpanan embrio kelapa untuk jangka waktu yang pendek

sampai menengah dapat pula dilakukan dengan cara embrio dikeringkan sampai

kadar air sekitar 29 % dan embrio disimpan pada suhu -200C sampai -80

0C

(Sisunandar et al., 2012). Cara tersebut dapat dilakukan dengan mudah dan

murah. Namun demikian, embrio yang disimpan dengan menggunakan teknik

penyimpanan tersebut hanya mampu bertahan selama 26 minggu, serta memiliki

tingkat keberhasilan untuk mendapatkan tanaman kembali dari embrio yang

disimpan hanya sekitar 12% (Sisunandar et al., 2012). Oleh karena itu, alternatif

penyimpanan embrio kelapa yang mampu digunakan untuk menyimpan embrio

dalam jangka waktu yang lebih panjang dengan tingkat keberhasilan yang lebih

tinggi perlu diupayakan

2.2.5 Kriopreservasi Kelapa dan Permasalahannya

Salah satu alternatif yang dapat digunakan untuk penyimpanan embrio

kelapa dalam jangka waktu yang panjang (long term conservation) adalah dengan

menggunakan teknik kriopreservasi. Teknik kriopreservasi adalah salah satu

teknik yang memungkinkan untuk penyimpanan jangka panjang embrio kelapa

dengan disimpan pada suhu yang sangat rendah (nitrogen cair, – 196 oC). Pada

suhu tersebut, aktifitas metabolisme sel akan berjalan lambat atau bahkan terhenti,

embrio dapat disimpan dalam jangka waktu yang lama bahkan tidak terbatas serta

tidak ada subkultur berulang sehingga terhindar dari resiko kontaminasi

Engelmann, 1990). Contoh tanaman yang telah disimpan dengan menggunakan

teknik kriopreservasi antara lain purwoceng (Pimpinella pruatjan Molk.;Roostika


32

et al., 2013), pisang (Musa spp; Hardaningsih et al., 2012); rosella (Hibiscus

sabdariffa L.;Harahap et al.,2015).

Terdapat empat tahapan yang harus dilakukan dalam teknik kriopreservasi

adalah tahap pengeringan (dehidrasi), pembekuan (freezing), pencairan (thawing),

dan pemulihan kembali (recovery).

2.2.5.1 Dehidrasi

Teknik dehidrasi bertujuan untuk mengurangi kadar air yang terkandung

dalam suatu jaringan yang akan dibekukan. Perlakuan awal tersebut sangat

berpengaruh terhadap keberhasilan kropreservasi karena kadar air di dalam sel

yang tinggi akan mengakibatkan terbentuk kristal es pada saat sel tersebut

dibekukan. Akibatnya, sel tersebut akan mengalami kerusakan bahkan kematian

sehingga tidak dapat disimpan dan tidak dapat disembuhkan (Panis & Lambardi,

2005). Oleh karena itu, semakin rendah kadar air yang tersisa di dalam sel maka

semakin banyak sampel yang mampu hidup setelah pembekuan.

Spesies tanaman yang tergolong ortodoks mampu bertahan terhadap

dehidrasi hingga kadar air rendah sekitar 5% sehingga pada saat pembekuan pada

suhu rendah embrio tidak akan mengalami kerusakan (Sisunandar et al ., 2010),

seperti biji wijen (Sesamum indicum L;Priadi, 2006), kacang buncis (Phaseolus

vulgaris;Pammenter & Berjak, 2000), dan jagung (Zea-mays; Usman, 2010).

Namun demikian, terdapat banyak spesies tanaman yang tergolong rekalsitran

yaitu tanaman yang tidak tahan terhadap dehidrasi dibawah 20 % sehingga tidak

mudah dibekukan pada suhu ultra rendah seperti Kakao (Theobroma cacao L.;

Pancaningtyas, 2013), mangrove (Avicennia marina dan Aesculus hippocastan


33

;Pammenter & Berjak, 2000), melur (Podocarpus neriifolius; Syamsuwida &

Aminah, 2008), maupun kelapa (Cocos nucifera L.; Sisunandar et al ., 2010).

Saat ini, berbagai teknik dehidrasi telah banyak dikembangkan, secara

umum dapat dikelompokkan menjadi tiga yaitu dehidrasi secara fisik dan

dehidrasi secara kimia atau kombinasi dari keduanya. Dehidrasi secara fisik dapat

dilakukan dengan menggunakan laminar air flow (LAF) ataupun silica gel (Panis

& Lambardi, 2005). Teknik dehidrasi dengan menggunakan LAF selama hampir 5

jam berhasil digunakan untuk mendehidrasi embrio zigotik labu siam (Sechium

edule Jacq.Sw) dengan tingkat keberhasilan 30% (Abdelnour- Esquivel &

Engelmann, 2002). Teknik yang sama dilakukan selama 0,5 jam juga berhasil

digunakan pada embrio zigotik kopi robusta ( Coffea canephora) dengan tingkat

keberhasilan 41 % maupun kopi arabika (C. Arabica L) dengan tingkat

keberhasilan mencapai 95,8% (Abdelnour- Esquivel et al., 1992).

Teknik dehidrasi yang lain menggunakan larutan kimia yang disebut

dengan dehidrasi secara kimia. Larutan yang digunakan memiliki konsentrasi

yang tinggi sehingga mampu menurunkan jumlah kadar air didalam sel seperti

sukrosa, glukosa, dan PEG (Engelmann, 1990; Gomes-Copeland et al., 2015).

Tanaman yang berhasil didehidrasi dengan menggunakan sukrosa 0,75 M selama

tiga hari antara lain embrio zigotik hantap (Sterculia cordata) yang memiliki

tingkat keberhasilan 80% setelah disimpan di dalam larutan nitrogen cair

(Nadarajan et al., 2007). Teknik dehidrasi dengan larutan sukrosa juga

diaplikasikan pada ujung pucuk tanaman jeruk ponsil (Poncirus trifoliata) dengan

cara eksplan direndam dalam larutan 0,5 M sukrosa selama 3 hari dan disimpan di


34

dalam larutan nirogen cair terbukti memiliki tingkat keberhasilan mencapai

hampir 50 % (Gonzalez-Arnao et al., 1998).

2.2.5.2 Pembekuan (Freezing)

Salah satu faktor keberhasilan penyimpanan plasma nutfah adalah pada

temperatur penyimpanan. Semakin rendah suhu penyimpanan yang digunakan,

maka waktu penyimpanan sampel dapat bertahan lebih lama (Walter et al., 2004).

Pada biji Lactuca sativa , penyimpanan pada suhu rendah (5 0C) hanya mampu

bertahan selama 13 tahun, sedangkan penyimpnana pada suhu -18 0C biji mampu

menyebabkan biji berhasil disimpan selama 150 tahun, bahkan penyimpanan biji

pada suhu ultra rendah (-196 0C) mampu menyimpan biji lebih dari 3000 tahun

(Walter et al., 2004).

Berdasarkan kecepatannya, teknik pembekuan (freezing) dapat dibagi

menjadi dua yaitu pembekuan lambat (slow freezing) dan cepat (rapid freezing;

Engelmann, 1990). Teknik pembekuan lambat dilakukan dengan menggunakan

mesin pendingin yang dapat diprogram kecepatannya (0,5 - 2 0C per menit)

_sampai suhu sekitar – 40 0C atau – 80

0C dan dilanjutkan pembekuan suhu ultra

rendah (nitrogen cair; -196 0C) (Engelmann, 2004). Namun, teknik pembekuan

lambat tidak banyak digunakan karena membutuhkan alat pendingin yang yang

mahal (Engelmann, 2004). Tanaman yang pernah diujicobakan menggunakan

teknik pembekuan lambat adalah singkong (Manihot esculenta Crantz) dengan

tingkat keberhasilan 55% (Danso, 2011). Teknik pembekuan secara cepat (rapid

freezing) juga telah banyak digunakan seperti pada embrio hantap (Sterculia

cordata) tingkat keberhasilan berkecambah mencapai 80% (Nadarajan et al.,


35

2007), tunas apel (Malus domestica) tingkat keberhasilan mencapai 68% kultivar

Romus dan 62% kultivar rootstock M16 Halmagyi et al., 2010). Teknik tersebut

dapat menghindari terbentuknya kristal es didalam sel yang dilakukan dengan cara

merendam secara langsung biji ke dalam nitrogen cair (-196 0C; Engelmann,

2004).

2.2.5.3 Pencairan (Thawing)

Pencairan (thawing) merupakan proses pengembalian sampel setelah

direndam dalam suhu ultra rendah (nitrogen cair) untuk kembali ke suhu

lingkungan. teknik thawing banyak dilakukan untuk menghindari terjadinya

kerusakan jaringan tanaman yang disimpan sebagai akibat dari memanasnya suhu

dari lingkungan dari suhu beku menjadi suhu ruangan. Selama proses tersebut

dapat terjadi pembentukan kristal sehingga merusak sel tanaman yang disimpan.

Oleh karena itu teknik thawing yang baik adalah teknik thawing yang

tidak menyebabkan timbulnya kristal es sehingga menyebabkan sel yang disimpan

mengalami kerusakan. Berdasarakan kecepatannya, theknik thowing dibedakan

menjadi slow thawing dan rapid thawing. Teknik slow thawing merupakan teknik

yang dapat dilakukan dengan cara membiarkan cryotube dalam suhu ruang

(sekitar 25 0C; Engelmann, 1990). Contoh penerapan teknik slow thawing telah

mencapai keberhasilan 80% pada tanaman quina (Strychnos pseudoquina) dengan

cara sampel dibiarkan di suhu ruangan selama 2 jam (Silva et al., 2012). Pada

tanaman lain seperti Ekebargia capensis mengggunakan suhu ruang selama 30

menit sampel dapat dilelehakan (Peran et al., 2006).

Teknik thawing yang banyak digunakan adalah rapid thawing. Teknik

tersebut dapat dilakukan dengan cara mencelupkan cryotube (tabung


36

kriopreservasi) ke dalam air yang bersuhu 40 0C selama kurang lebih 3 menit

(Engelmann, 1990). Teknik rapid thawing tersebut berhasil diaplikasikan pada pir

(Pyrus serotina; Oka et al., 1991), teh (Camellia sinensis L), nangka, (Artocarpus

heterophyllus L) maupun cokelat (Theobroma cacao L; Chandel et al., 1995).

Teknik rapid thawing tersebut berhasil digunakan pada kotiledon embrio

tanaman teh (Camellia sinensis L) dengan tingkat kebehasilan antara 75-80% bibit

(Kim et al., 2002) maupun pada sumbu embrio nangka (Artocarpus heterophyllus

L dengan tingkat kelangsunghidupan 30% (Chandel et al., 1995).

2.2.5.4 Pemulihan (Recovery)

Dalam meningkatkan keberhasilan kriopreservasi terdapat tahap akhir dari

teknik tersebut yaitu pemulihan kembali (recovery). Pada tahap pemulihan,

sampel akan dikembalikan pada kondisi tempat tumbuh yangg optimal secara in

vitro. Penggunaan medium dan teknik yang tepat akan berpengaruh terhadap

keberhasilan pertumbuhan sampel (Reed, 2007). Medium dasar yang sering

digunakan dalam pemulihan tanaman kryopreservasi antara lain medium MS

(Murasige & Skoog; Assy-bah & Engelman, 1992, 1993; N‟Nan et al., 2012),

HEC (hibrid embrio culture medium; Rillo, 2004) serta Eeuwens Y3 (Gomes-

Copelandet al., 2015).

Selain penggunaan medium pemulihan juga ada yang digunakan untuk

pemulihan sampel yaitu zat pengatur tumbuh (ZPT) yang dimasukkan ke dalam

medium tanam. Seperti yang diaplikasikan pada tanaman stroberry menggunakan

medium dasar MS ditambah dengan 1µM BA dengan tingkat keberhasilan

meristem yang tumbuh kembali mencapai 59,3 % (Caswell & Kartha, 2009),

selain itu medium MS dengan penambahan 0,25 mg dm-3

kinetin pada tumbuhan


37

krisan (Chysanthemum sp) memiliki tingkat keberhasilan pemulihan 40%

(Zalewska & Kulus, 2013).

2.3 Perkembangan Penelitian Kriopreservasi Kelapa

Teknik kriopreservasi kelapa sampai saat ini masih terus dikembangkan.

Terdapat beberapa eksplan tanaman kelapa yang telah dikembangkan

menggunakan kriopreservasi, ada tiga jenis yaitu plumular (Bandupriya et al.,

2007; N‟ann et al., 2014), embrio muda (Bajaj, 1984) maupun embrio matang.

Namun demikian, eksplan tanaman kelapa yang memiliki tingkat keberhasilan

tertinggi dan lebih sering digunakan dalam penelitian kriopreservasi kelapa adalah

embrio matang (Tabel 2.2).

Tabel 2.2 Perkembangan penelitian kultur embrio kelapa dan literatur yang

mendukungnya

Pra-

perlakuan

dan waktu

(jam)

Dehidrasi

dan waktu

(jam)

Pembeku

an

Pencairan

(0C) dan

waktu

(menit)

kelulushi

dupan

(%)

Berkeca

mbah

(%)

Berkecam

bah

normal

(%)

Aklima

tisasi

(%)

Sumber

Glukosa +

Glisero

(11- 20)

LAF (4) Cepat 40

(2)

33-93 NA Na Na Assy-Bah

&

Engelman

n 1992

LAF +

(24)

Cepat 40

(2)

Na 80 70 60 Karun et

al.., 2005

Silika gel

(18)

Cepat Na 90 70 60

Sukrosa

(2M)

Silika gel Cepat 40

(2)

Na 68,8 Na 20,8 Sajini et

al., 2006

Sukrosa

(3M)

Silika gel Cepat 40

(2)

Na 47,9 Na 39

Silika gel

(8)

Cepat 40

(3)

70 61 43 20-40

Sisunandar

et al.,

2010b

Glukosa Silika gel

(80 g) (48 ),

Cepat 40

(2)

Na 74

1

Na Na Alla-

N‟nan et

al., 2012 LAF (MYD,

WAT)

Cepat 40

(2)

Na 82,75 Na Na

Keterangan : Na = Informasi tidak tersedia


38

Penelitian tentang kriopreservasi embrio kelapa telah dilaporkan oleh

Assy-bah & Engelmann (1992) dengan cara embrio kelapa dikeringkan selama 4

jam di dalam LAF (laminar air flow) dan didehidrasi pada medium (MS makro

dan mikro, Vitamin Morel & Wetmore, 41 mg/L, FeEDTA, 100 mg/L natrium

askorbat) dengan penambahan 600 g/L sukrosa dan 15 % gliserol, dengan pH 5,5

selama 20 jam. Setelah dilakukan penyimpanan pada suhu -196 0C dan

dilanjutkan dengan rapid thawing dan recovery, persentase embrio yang mampu

bertahan hidup mencapai 93 %. Namun demikian, persentase kecambah yang

berhasil tumbuh setelah disimpan serta jumlah bibit yang dihasilkan dari embrio

yang telah disimpan belum dilaporkan.

Karun et al. (2005) melaporkan bahwa embrio kelapa yang telah

dikeringkan menggunakan dengan menggunakan silika gel selama 18 jam

kemudian disimpan pada suhu ultra rendah (-1960C) dan dilakukan rapid thawing

maupun recovery, sebanyak 90 % dari embrio yang disimpan berhasil tumbuh dan

sekitar 70 % embrio berhasil berkecambah secara normal, namun hanya dan 60 %

bibit yang dihasilkan berhasil diaklimatisasi. Namun demikian pada penelitian

tersebut persentase bibit siap tanam yang dihasilkan dari embrio yang telah

dikriopreservasi tidak dilaporkan. Pada penelitian tersebut digunakan embrio

kelapa kultivar West Coast Tall.

Embrio kelapa yang dikeringkan dengan teknik yang lebih cepat., yaitu

dengan menggunakan silika gel selama 8 jam sebelum embrio kelapa di simpan

pada suhu ultra rendah (-1960C) menunjukkan bahwa setelah dilakukan rapid

thawing dan recovery,


39

Hampir 70 % embrio mampu bertahan hidup pada suhu ultra rendah, 61 %

embrio mampu berkecambah dengan sekitar 40 % embrio mampu berkecambah

secara normal (Sisunandar et al., 2010). Penelitian tersebut juga melaporkan

bahwa di antara20 kultivar kelapa Indonesia yang disimpan, terdapat 5 kultivar

yang memiliki tingkat keberhasilan tinggi (30 – 40 %) setelah disimpan dalam

suhu ultra rendah, 11 kultivar dengan tingkat keberhasilan sedang (10 – 30 %) dan

4 kultivar dengan tingkat keberhasilan rendah (kurang dari 10 %; Sisunandar et

al., 2010).

Penelitian kriopreservasi embrio kelapa dengan menggunakan teknik

dehidrasi juga telah dilakukan dengan cara embrio direndam dalam medium yang

mengandung sukrosa 2 M yang dikeringkan menggunakan silica gel selama 24

jam. Setelah dilakukan penyimpanan di dalam nitrogen cair dan dilakukan rapid

thawing dan recovery, hampir 70 % embrio yang disimpan berhasil

dikecambahkan dan sekitar 20 % embrio yang berkecambah berhasil

diaklimatisasikan. Namun demikian, persentase bibit yang siap tanam yang

dihasilkan dari embrio yang telah dikriopreservasi belum dilaporkan (Sajini et al.,

2006)

Upaya peningkatan persentase keberhasilan perkecambahan dari embrio

yang telah disimpan dalam nitrogen cair juga telah dilakukan oleh N‟Nan et al.,

(2012) dengan cara embrio didehidrasi dengan larutan 3,2 M glukosa dan

ditempatkan pada laminar air flow (LAF) selama 24 jam sebelum embrio

disimpan pada suhu ultra rendah. Setelah dilakukan rapid thawing dan recovery,

sebanyak lebih dari 80 % embrio berhasil berkecambah. Namun persentase


40

kecambah normal, maupun persentase embrio yang berhasil diaklimatisasikan

belum dilaporkan.

Perkembangan teknik kriopreservasi kelapa sudah banyak dilakukan,

namun masih dipandang perlu untuk dikembangkanlebih lanjut untuk

meningkatkan keberhasilan kriopreservasi maupun diaplikasikan pada kultivar

kelapa yang lain. Salah satu cara yang banyak dilakukan untuk meningkatkan

keberhasilan kriopreservasi tersebut adalah dengan menambahkan zat

krioprotektan ke dalam medium dehidrasi seperti sorbitol.

2.5 Sorbitol

Sorbitol merupakan salah satu gula alkohol hasil reduksi dari glukosa

dimana semua atom oksigennya terdapat dalam bentuk hidroksil (polyhidric

alcohol; Soesilo et al., 2005). Secara kimiawi, sorbitol mempunyai rumus kimia

(C6H14O6) dengan rantai enam karbon dan tidak mempunyai gugus karbonil

(Soesilo et al., 2005; Gambar.2.4)

Gambar 2.4 Struktur kimiawi sorbitol (Karakas, 2001)


41

Sorbitol memiliki sifat tidak dapat menembus membran sel karena

memiliki ukuran yang relatif besar dengan berat molekul 182.17 g/mol sehingga

digolongkan ke dalam non permeating cryoprotectant (Chen et al., 1984). Seperti

diketahui, senyawa krioprotektan digolongkan menjadi dua macam, yaitu

penetrating cryoprotectant dan non-penetrating cryoprotectant. Senyawa

golongan pertama dapat menembus membran sel sehingga dapat menurunkan

pembentukan kristal es di dalam sel serta dapat menurunkan kemungkinan

terjadinya dehidrasi di dalam sel selama proses pembekuan (Wowk, 2007).

Namun demikian, penetrating cryoprotectant tersebut pada umumnya bersifat

racun jika digunakan dalam konsentrasi tinggi sehingga dapat membunuh sel yang

disimpan. Senyawa yang tergolong penetrating cryoprotectant seperti dimethyl

sulfoksida, methanol, ethanol, maupun gliserol.

Hal sebaliknya terjadi pada non-penetrating cryoprotectant seperti glukosa,

silosa (monosakarida), sukrosa, laktosa, maltosa (disakarida), polietilen glikol,

polivinil pirolidon, ataupun senyawa turunan poliaklohol seperti manitol dan

sorbitol (Hubalek, 2003). Salah satu keuntungan penggunaan senyawa

krioprotektan golongan ini adalah kurang bersifat racun terhadap sel, khususnya

jika digunakan dalam konsentrasi yang rendah – sedang. Senyawa krioprotektan

seperti sorbitol tersebut berperan penting dalam melindungi sel selama proses

kriopreservasi dengan cara meningkatkan tekanan osmostik cairan matriks

ekstraselluler (Wowk, 2007). Tingginya tekanan osmotik di luar sel tersebut dapat

mengakibatkan konsentrasi air di dalam sel menurun sehingga mengurangi

kemungkinan terjadinya kristal di dalam sel selama proses freezing. Konsentrasi


42

tinggi cairan krioprotektan di matriks ekstraselluler juga dapat menurunkan

masukknya air ke dalam sel selama proses thawing sehingga hal tersebut juga

dapat menghambat pembentukan kristal selama proses thawing.

Penggunaan senyawa non-penetrating cryoprotectant seperti sorbitol untuk

meningkatkan keberhasilan kriopreservasi telah banyak dilaporkan. Pada Zizania

texana, penambahan sorbitol sebesar 0,8 M ke dalam medium dehidrasi berhasil

meningkatkan keberhasilan kriopreservasi dari 5 % pada medium dehidrasi tanpa

penambahan sorbitol menjadi 75 % pada medium dehidrasi dengan penambahan

sorbitol (Walters et al., 2002).

Penambahan sorbitol ke dalam medium dehidrasi juga dilaporkan mampu

meningkatkan keberhasilan kriopreservasi kalus Solanum tuberosum dari 0 5 pada

medium dehidrasi tanpa penambahan sorbitol menjadi sekitar 75 % pada medium

dehidrasi dengan penambahan 0,7 M sorbitol (Dobbernack et al., 2011).

Penambahan sorbitol kedalam medium dehidrasi dapat meningkatkan

kelangsungan hidup dari gandum (Secale cereale L. cv Puma). Penelitian ini

dilakukan dengan cara mengisolasi jaringan protoplast dari daun gandum (Secale

cereale L. cv Puma). Medium dehidrasi yang digunakan dengan ditambahkan 1,5

M sorbitol memiliki tingkat kelangsungan hidup 51% lebih tinggi dari medium

dengan ditambahkan 1,03 M sorbitol dan 2 M etilen glikol hanya memiliki tingkat

kelangsungan hidup sekitar 34% setelah disimpan dalam nitrogen cair (Langis dan

Steponkus, 1990).

Namun demikian, respon positif perlakuan sorbitol dalam meningkatkan

keberhasilan kriopreservasi sangat bergantung pada jenis tumbuhan yang


43

disimpan. Pada kriopreservasi embrio somatik Pinus pinaster, penambahan

sorbitol ke dalam medium dehidrasi tidak dapat meningkatkan kelulushidupan

embrio somatik secara signifikan setelah embrio disimpan pada suhu beku

(Marum et al., 2004). Meskipun demikian, perlakuan tersebut mampu

menurunkan potensial air di dalam sel dari -0,09 MPa pada perlakuan dehidrasi

tanpa sorbitol menjadi -2,46 Mpa pada perlakuan dehidrasi dengan menggunakan

sorbitol.

Upaya peningkatakan keberhasilan kriopreservasi tunas kentang dengan

menambahkan sorbitol ke dalam medium dehidrasi juga tidak mampu

meningkatkan persentase kelulushidupan tunas kentang setelah disimpan pada

suhu beku. Bahkan perlakuan penambahan 0,5 M sorbitol ke dalam medium

dehidrasi justru menurunkan tingkat kelulushidupan dari sekitar 50 % dengan

perlakuan medium dehidrasi tanpa penambahan sorbitol menjadi hanya sekitar 30

% pada perlakuan medium dehidrasi dengan penambahan sorbitol (Halmagyi et

al., 2005).

Pada tanaman kelapa, sorbitol juga telah dicobakan untuk meningkatkan

keberhasilan penyimpanan embrio kelapa pada suhu ultra rendah (-1960C), seperti

yang dilaporkan oleh Assy-Bah and Engelmann (1992). Tingkat keberhasilan

penyimpanan embrio kelapa hibrida PB 121 meningkat dari 0% pada dehidrasi

dengan menggunakan medium tanpa sorbitol menjadi sekitar 40% pada dehidrasi

dengan medium yang ditambahkan sorbitol. Oleh karena dalam penelitian ini

dilakukan upaya peningkatan keberhasilan kriopreservasi embrio kelapa Indonesia

khusunya kelapa Banyumas dengan melakukan penambahan sorbitol pada

medium dehidrasi.


BAB II TINJAUAN PUSTAKA 2.1 Biologi Kelapa dan Peran ...repository.ump.ac.id/835/3/BAB II_MEI...

Documents

Transcript of BAB II TINJAUAN PUSTAKA 2.1 Biologi Kelapa dan Peran ...repository.ump.ac.id/835/3/BAB II_MEI...