PENDAHULUAN

Stabilitas suatu sediaan farmasi adalah kapasitas sediaan tersebut untuk mempertahankan

spesifikasi yang telah ditentukan untuk menjamin identitas, kekuatan, kualitas, dan

kemurniannya (Carstensen, 1990). Data stabilitas suatu obat merupakan hal penting dalam

pembuatan sediaan farmasi. Jika obat tidak stabil maka potensinya akan menurun.

Asam askorbat stabil dalam keadaan kering tetapi mudah teroksidasi dalam larutan

membentuk asam dehidroaskorbat. Laju penguraian sianokobalamin dalam larutan

meningkat dengan penambahan gom arab, aldehid, asam askorbat, tembaga, ferro glukonat,

nikotinamida, tiamin, dan bahan pereduksi (Remington, 2005; Connors dkk., 1992).

Dewasa ini, kombinasi asam askorbat dan sianokobalamin banyak digunakan dalam

sediaan multivitamin. Padahal beberapa penelitian telah melaporkan mengenai

inkompatibilitas asam askorbat dan sianokobalamin di dalam larutan. Selain itu, sejumlah

besar sianokobalamin dihilangkan oleh asam askorbat ketika dosis besar asam askorbat

dikonsumsi kurang dari satu jam setelah pemberian oral sianokobalamin (AHFS, 2005;

Ichikawa, 2005; Herbert&Jacob, 1974).

Dalam penelitian Ichikawa (2005) dinyatakan bahwa NaCl dan garam-garam halida seperti

kalium, magnesium, dan kalsium halida dapat meningkatkan stabilitas asam askorbat dan

sianokobalamin sehingga interaksi asam askorbat dan sianokobalamin dapat dicegah. Zat

lain yang juga dapat meningkatkan stabilitas asam askorbat dan sianokobalamin adalah

ammonium sulfat, kalsium sulfat, KCN, dan MgCl (Hashmi, 1972; Marcus, 1980).

Penelitian ini bertujuan untuk melihat pengaruh penambahan natrium sulfat terhadap

interaksi dan stabilitas asam askorbat dan sianokobalamin.

1

BAB 1

TINJAUAN PUSTAKA

1.1 Vitamin dan Sediaan Multivitamin

Vitamin adalah zat gizi yang diperlukan dalam jumlah kecil untuk proses metabolisme di

dalam tubuh. Vitamin berfungsi sebagai katalis dan substrat dalam reaksi kimia. Saat

bertindak sebagai katalis, vitamin berikatan dengan enzim dan disebut sebagai kofaktor.

Vitamin juga bertindak sebagai koenzim untuk membawa gugus fungsi di antara enzim-

enzim.

Hingga tahun 1900-an, vitamin diperoleh dari makanan. Banyak sumber makanan yang

mengandung berbagai macam vitamin. Namun, jika vitamin hanya diperoleh dari makanan

maka perubahan pola makan akan mengakibatkan perubahan pula pada asupan vitamin1.

Seiring dengan kemajuan teknologi, telah banyak vitamin yang dapat disintesis atau

diisolasi. Maka dibuatlah sediaan multivitamin yang praktis untuk mengatasi kekurangan

asupan vitamin oleh tubuh.

1.2 Sianokobalamin

1.2.1 Aspek Fisika dan Kimia

Sianokobalamin merupakan serbuk hablur atau amorf berwarna merah sampai merah tua.

Bentuk anhidratnya mempunyai sifat yang sangat higroskopis. Jika terpapar pada udara

dapat menyerap air lebih kurang 12%. Sianokobalamin harus disimpan dalam wadah

tertutup rapat, tidak tembus cahaya. Sianokobalamin mempunyai rumus molekul

C63H88CoN14O14P dengan struktur seperti terlihat pada Gambar 1.1.

Sianokobalamin adalah suatu senyawa koordinasi yang mengandung kobalt.

Sianokobalamin terdiri dari cincin korin yang mengandung kobalt, gula D-ribofuranosa

dan nukleotida 5,6-dimetil-benzi-midazole. Huruf-huruf ”a” sampai ”g” yang dilingkari

pada gambar 1.1. menunjukkan tujuh substituen amida pada cincin korin (Connors dkk.,

1992).

1 http://en.wikipedia.org/wiki/Vitamin diakses tanggal 9 Januari 2007

2

3

Gambar 1.1 Struktur molekul sianokobalamin (Connors dkk., 1992).

Pada suhu kamar, sianokobalamin paling stabil pada pH 4,5–5,0 (Connors dkk., 1992).

Sianokobalamin larut dalam air (1:80) dan alkohol; tidak larut dalam aseton, kloroform,

dan eter. Zat ini menjadi gelap pada suhu 210–220 0C; menjadi hitam tanpa melebur pada

suhu 300 0C (Merck Index, 13th; Remington, 2005 ).

1.2.2 Aspek Farmakologi

Pada manusia, sumber eksogen sianokobalamin diperlukan untuk berbagai fungsi fisiologis

tubuh. Sianokobalamin dapat diubah menjadi koenzim sianokobalamin dalam jaringan.

Koenzim sianokobalamin yang terbentuk ini berperan pada biosintesis basa purin dan

pirimidin; reduksi ribonukleotidatrifosfat menjadi 2-desoksiribonukleotidatrifosfat;

perubahan metilmalonil-koenzim A menjadi suksinil-koenzim A; sintesis metionin dari

homosistein; dan pembentukan sistem mielin dalam sistem saraf. Tanpa koenzim

sianokobalamin, tetrahidrofolat tidak bisa diubah dari 5-metiltetrahidrofolat menjadi

bentuk aktifnya sehingga akan terjadi kekurangan folat dalam tubuh.

Berdasarkan fungsi tersebut di atas jelaslah bahwa pada defisiensi sianokobalamin

pembentukan eritrosit terganggu dan hanya sedikit mielin yang terbentuk, sehingga di

4

samping anemia megaloblastik dapat juga terjadi gejala neurologik yang berat atau pun

atropi mukosa saluran cerna. Terapi kausal gangguan ini dilakukan dengan pemberian

secara parenteral sediaan sianokobalamin. Pemberian secara oral, walaupun ditambahkan

faktor intrisik akan segera kehilangan khasiatnya setelah beberapa saat (AHFS, 2005;

Mutschler, 1986).

1.2.3 Aspek Farmakokinetika

Sianokobalamin berikatan dengan faktor intrinsik, glikoprotein, yang dikeluarkan oleh

mukosa lambung, kemudian secara aktif diserap oleh saluran pencernaan. Absorpsi

terganggu pada pasien yang tidak memiliki faktor intrinsik. Absorpsi dari saluran

pencernaan juga dapat terjadi melalui difusi pasif. Setelah pemberian intranasal,

konsentrasi puncak plasma sianokobalamin dicapai dalam waktu 1 hingga 2 jam.

Ketersediaan hayati dari sediaan intranasal sekitar 7–11 % dibandingkan sediaan injeksi

intramuskular.

Sianokobalamin berikatan dengan protein plasma spesifik yaitu transkobalamin.

Transkobalamin II ikut terlibat dalam transport kobalamin ke jaringan. Sianokobalamin

disimpan dalam hati, diekskresikan dalam empedu, dan masuk ke dalam siklus

enterohepatik. Sebagian dosis diekskresikan melalui urin pada 8 jam pertama. Ekskresi

urinari hanya mengeluarkan sejumlah kecil sianokobalamin dari jumlah total dalam tubuh

yang diperoleh dari makanan. Sianokobalamin dapat menembus plasenta dan muncul di air

susu ibu (ASI) (Martindale, 2005).

1.2.4 Stabilitas Sianokobalamin

Efek pH dan cahaya terhadap penguraian sianokobalamin dijelaskan sebagai berikut: dalam

larutan asam, akan terjadi siklisasi amida menghasilkan γ-lakton pada cincin B.

Gambar 1.2 Siklisasi amida menghasilkan γ-lakton.

5

Hidrolisis gugus amida juga terjadi namun beberapa amida tidak terhidrolisis pada laju

yang sama. Bila dilihat dari struktur siakobalamin pada gambar 1.1. gugus fungsional yang

paling mudah terhidrolisis adalah propionamida b dan e. Propionamida f dan asetamida g

akan terhidrolisis dengan laju yang moderat. Asetamida a dan c paling sukar terhidrolisis.

Dengan demikian, dalam larutan asam akan terbentuk campuran senyawa yang terdiri dari

1 sampai 7 asam karbosilat. Disosiasi nukletioda dari atom kobalt juga terjadi pada kondisi

asam. Apabila hal ini terjadi bersama dengan hidrolisis propionamida f maka terbentuk

senyawa yang tidak mengandung nukletioda. Pada kondisi asam kuat, akan terbentuk asam

polikarboksilat yang mengandung nukleotida mau pun yang tidak mengandung nukleotida.

Reaksi deaktivasi sianokobalamin dalam larutan asam dapat dirangkum dalam persamaan

laju untuk berbagai gugus fungsional amida. Untuk dua gugus asetamida c, dua reaksi yang

saling bersaing adalah:

asam karboksilat c k1

Sianokobalamin (1)

k2 γ-lakton

Untuk hidrolisis gugus amida a, b, d, e, dan g menjadi asam karboksilat, reaksinya adalah sebagai berikut:

Sianokobalamin k3, k4, k5, k6, k7 asam-asam karboksilat (2)

Reaksi tersebut terjadi secara paralel dengan reaksi (1). Tipe yang ketiga dari reaksi paralel

ini melibatkan hidrolisis propionamida f, dengan kemungkinan terjadi disosiasi nukleotida

lebih lanjut:

Sianokobalamin asam karboksilat f ⎯→⎯ 8k ⎯→⎯9k sianokobalamin bebas-nukleotida (3)

Dalam larutan asam, seluruh reaksi tersebut mengakibatkan terjadinya deaktivasi

sianokobalamin. Dalam kondisi basa, terjadi kristalisasi gugus fungsional asetamida

menghasilkan fusi laktam pada cincin B dapat dilihat pada Ganbar 1.3.

Seperti halnya hidrolisis asam, pada kondisi basa akan terbentuk campuran asam

karboksilat. Akan tetapi, karena pembentukan cincin laktam terjadi terlalu cepat, maka

seluruh produk asam karboksilat diyakini mengandung laktam. Dengan demikian,

6

campuran dari senyawa yang mengandung satu sampai enam asam karboksilat akan

diperoleh pada kondisi basa.

Gambar 1.3 Kristalisasi gugus fungsional asetamida.

Reaksi deaktivasi yang utama di bawah kondisi basa adalah:

Sianokobalamin laktam terfusi ⎯→⎯ 10k

Sianokobalamin bersifat fotosensitif. Dengan adanya cahaya, ikatan organometalik akan

pecah memberikan radikal 5’-deoksi-adenosil dan kob(II)alamin. Kob(II)alamin stabil

dalam suasana asam tanpa oksigen. Adanya oksigen, menyebabkan terbentuknya

hidroksikobalamin yaitu sianokobalamin dengan gugus hidroksil yang menggantikan ligan

siano. Hidroksikobalamin aktif secara farmakologi namun kurang stabil, khususnya dalam

larutan basa. Paparan cahaya matahari yang terlalu lama menyebabkan kerusakan

permanen. Reaksi sianokobalamin terinduksi cahaya dapat dirangkum pada skema laju:

sianokobalamin akuokobalamin produk degradasi lanjutan 11

12

k

k⎯→← ⎯→⎯ 13k

Laju penguraian dalam larutan akan meningkat dengan penambahan gom arab, aldehid,

asam askorbat, tembaga, ferro glukonat, nikotinamida, niasinamida, tiamin, dan bahan

pereduksi. Hasil urai asam askorbat, termasuk asam dehidroaskorbat, lebih berperan atas

hilangnya sianokobalamin dibanding asam askorbat itu sendiri (Connors dkk., 1992).

1.2.5 Usaha Stabilisasi Sianokobalamin

Sianokobalamin dalam larutan distabilkan dengan antioksidan bahan pengkhelat, asam

sitrat, sistein, diiso-propil-amonium dikloro-asetat, garam logam, glukonat, laktat, dapar

fosfat, senyawa polihidroksi, garam kalium, dan garam natrium. Dapar fosfat pada pH 4,6

yang mengandung 0,8% natrium klorida juga dapat menstabilkan sianokobalamin

(Connors dkk., 1992).

7

1.3 Asam Askorbat

1.3.1 Aspek Fisika dan Kimia

Asam askorbat merupakan hablur atau serbuk yang berwarna putih atau agak kuning, tidak

berbau, dan berasa asam. Asam askorbat mempunyai rumus molekul C6H8O6 dengan

struktur sebagai berikut:

Gambar 1.4 Struktur molekul asam askorbat (Connors dkk., 1992).

Asam askorbat stabil dalam keadaan kering tetapi mudah teroksidasi dalam larutan. Zat ini

lambat laun akan berubah warna menjadi gelap karena pengaruh cahaya. Reaksi oksidasi

asam askorbat dipercepat oleh pemanasan, cahaya, basa, enzim oksidatif, logam-logam

tertentu khususnya tembaga (Remington, 2005).

Pada suhu 20 0C sebanyak 1 (satu) bagian asam askorbat larut dalam 3,5 bagian air, 100

bagian gliserol, 20 bagian propilen glikol, 50 bagian etanol, dan 25 bagian etanol 95%.

Asam askorbat tidak larut dalam eter, kloroform, dan benzen. Jarak lebur antara 190–192 0C dengan penguraian. Rotasi jenis larutan 10% b/v antara +20,50 hingga +21,50. Larutan

asam askorbat memiliki pH stabilitas optimum pada pH 5,4. Larutan 5% b/v dalam pelarut

air memiliki rentang pH 2,1–2,6. Asam askorbat memiliki 2 konstanta disosiasi yaitu pK1 =

4,17 dan pK2 = 11,57 (Wade, 1994; Merck Index, 13th).

Asam askorbat memiliki sebuah karbon kiral sehingga dapat membentuk 2 (dua)

enantiomer sebagai berikut: asam L-askorbat dan asam D-askorbat. Asam L-askorbat yang

terbentuk secara alami memiliki aktivitas biologi sedangkan asam D-askorbat memiliki

sifat antioksidan (AHFS, 2005).

1.3.2 Aspek Farmakologi

Asam askorbat berfungsi sebagai kofaktor dalam sejumlah reaksi amidasi dan hidroksilasi

dengan mentransfer elektron kepada enzim yang mempunyai ekivalen-ekivalen pereduksi.

Fungsi fisiologis dari asam askorbat didasarkan pada kemampuannya tersebut untuk

8

berbagai reaksi oksidasi-reduksi biokimia. Asam askorbat juga merupakan antioksidan

sekunder efektif dengan menangkap oksigen dan nitrogen reaktif seperti; hidroksil,

peroksil, superoksid, peroksinitrit, dan nitroksida.

Selain itu, asam askorbat juga berperan dalam pengaturan sintesis prostaglandin,

bronkodilator dan vasodilator, perubahan asam folat menjadi asam folinat, hidroksilasi

prolin menjadi hidroksiprolin yang diperlukan untuk pembentukan kolagen, metabolisme

karbohidrat, sintesis lipid dan protein, respirasi selular, dan pengaktivan trombin. Di

samping itu juga meningkatkan sistem kekebalan tubuh dan absorpsi besi (AHFS ,2005;

Mutschler, 1986).

1.3.3 Aspek Farmakokinetika

Asam askorbat diserap langsung dari saluran pencernaan dan didistribusikan di dalam

jaringan tubuh. Konsentrasi plasma dari asam askorbat muncul jika dosis ditingkatkan

hingga mencapai keadaan tunak dengan dosis harian sekitar 90–150 mg. Tubuh

menyimpan asam askorbat sekitar 1,5 gram walaupun jumlah yang lebih besar dapat

disimpan jika asam askorbat dikonsumsi lebih dari 200 mg per hari. Konsentrasi lebih

tinggi terdapat dalam leukosit dan platelet daripada di dalam eritrosit dan plasma. Pada

defisiensi asam askorbat, konsentrasi dalam leukosit menurun sehingga hal ini dapat

dijadikan tolak ukur yang baik untuk evaluasi defisiensi asam askorbat dibandingkan

dengan mengukur konsentrasi di dalam plasma.

Asam askorbat dioksidasi dalam reaksi kesetimbangan yang bolak-balik menjadi asam

dehidroaskorbat. Dalam tubuh zat ini dimetabolisme menjadi askorbat-2-sulfat yang tidak

aktif dan asam oksalat yang diekskresikan melalui urin. Kelebihan asam askorbat dalam

tubuh dieliminasi secara cepat dalam urin dalam bentuk fraksi tak berubah. Hal ini umum

terjadi apabila asupan harian melebihi 200 mg. Asam askorbat dapat menembus plasenta

dan didistribusikan ke dalam ASI (Martindale, 2005).

1.3.4 Stabilitas Asam Askorbat

Asam askorbat merupakan lakton tak jenuh (ester siklik). Zat ini dalam larutan air mudah

teroksidasi (reaksinya bolak-balik) membentuk asam dehidroaskorbat. Laju oksidasinya

tergantung pada pH dan konsentrasi oksigen serta dikatalisis oleh ion logam. Asam

dehidroaskorbat dapat mengalami hidrolisis lebih lanjut membentuk hasil urai yang tidak

bolak-balik yaitu asam diketoglukonat dan asam oksalat. Asam askorbat juga mudah

9

terurai di bawah kondisi anaerob mengalami dehidrasi dan hidrolisis membentuk furfural

dan karbondioksida. Reaksi dehidrasi lebih cepat dalam suasana asam dibandingkan

suasana basa selaras dengan katalisis ion hidrogen. Profil laju pH bagi keduanya baik

penguraian aerob maupun anaerob akan mencapai maksimal pada sekitar pH 4 (mendekati

pK1). Skema kinetika dan persamaan laju untuk kedua proses tersebut adalah sebagai

berikut:

Kondisi aerob

Gambar 1.5 Mekanisme penguraian asam askorbat dalam kondisi aerob.

Asam diketoglukonat yang terbentuk seterusnya mengalami serangkaian proses oksidasi

membentuk tiga molekul asam oksalat. Skema kinetika yang terjadi diduga adalah sebagai

berikut:

produkAH

produkHAAHprodukHA

k

k

k

⎯→⎯

⎯→⎯⋅

⎯→⎯−

−

3

2

1

2

2

1

H2A dan HA- merupakan asam askorbat tidak terdisosiasi dan monodisosiasi, dan (H2A.

HA-) merupakan kompleks dari asam askorbat tidak terdisosiasi bersama monohidrogen

askorbat. Persamaan lajunya adalah:

[ ] [ ] [ ]AHkHAAHkHAklaju 23221 +⋅+= −−

Kondisi anaerob

Skema kinetika yang terjadi diduga adalah sebagai berikut:

produkA

produkHA

produkAHHA

produkHAAH

produkAH

produkHAH

k

k

k

k

k

k

⎯→⎯

⎯→⎯

⎯→⎯+

⎯→⎯⋅

⎯→⎯

⎯→⎯+

−

−

−

−

+

6

5

4

3

2

1

2

2

2

2

10

Gambar 1.6 Mekanisme penguraian asam askorbat dalam kondisi anaerob.

Persamaan lajunya adalah:

[ ] [ ] [ ] [ ] [ ][ ] [ ] [ ]−−−−+ +++⋅++= 26524232221 AkHAkAHHAkHAAHkAHkHAHklaju

Persamaan laju orde-pertama semu untuk kedua skema di atas adalah laju = k[AT], di mana

[AT] adalah konsentrasi asam askorbat total.

Energi aktivasi untuk dekomposisi aerob dan anaerob pada harga pH berbeda dapat dilihat

pada Tabel 1.1.

Asam askorbat dapat distabilkan dengan bahan-bahan penolong, di samping pengendalian

variabel pH, suhu, cahaya, dan oksigen. Natrium bisulfit ditambahkan sebagai antioksidan

dimaksudkan untuk bereaksi dengan asam askorbat di bawah kondisi anaerob pada reaksi

orde-pertama-semu Konsentrasi awal asam askorbat dalam larutan juga menentukan laju

penguraian (Connors dkk., 1992).

Tabel 1.1 Energi Aktivasi untuk Dekomposisi Aerob dan Anaerob pada Harga pH Berbeda (Connors dkk., 1992)

Aeroba Anaerobb

pH Ea (kkal/mol) pH Ea (kkal/mol) 3,52 12,2 0,38 19 4,55 10,9 4,00 25 5,45 10,1 7,50 24 6,60 7,8 11,38 23

a) Jarak suhu 60-85 0C b) Jarak suhu 80-100 0C

11

1.4 Kebutuhan Harian Sianokobalamin dan Asam Askorbat

Manusia tidak dapat mensintesis sendiri sianokobalamin dan asam askorbat. Kedua vitamin

ini dapat diperoleh dari asupan makanan. Dalam kondisi pola makan normal, jumlah

sianokobalamin yang diperlukan oleh tubuh sudah terpenuhi. Sianokobalamin hanya dapat

diperoleh dari produk-produk hewan seperti: daging, susu, telur, dan ikan. Sedangkan asam

askorbat lebih banyak terdapat dalam buah dan sayuran (Martindale, 2005).

Setiap hari manusia memerlukan asam askorbat dalam jumlah tertentu tergantung umur,

jenis kelamin, dan kondisi spesifik lainnya. Konsumsi harian asam askorbat harus

seimbang dengan jumlah yang diekskresikan atau dimusnahkan oleh oksidasi. Pada kondisi

tertentu, dosis berlebih dari asam askorbat diperlukan untuk mencapai konsentrasi normal

dalam plasma (Goodman&Gilman’s, 1748).

1.5 Kinetika Kimia

Prinsip-prinsip kinetika merupakan hal yang sangat penting dalam menentukan stabilitas

kimia suatu obat (Carstensen, 1990). Dengan mempelajari kinetika kimia maka dapat

ditentukan kecepatan reaksi penguraian obat sehingga waktu kadaluwarsa obat tersebut

dapat diperkirakan (Connors, dkk, 1992).

1.5.1 Kecepatan Reaksi

Kecepatan reaksi adalah besarnya perubahan konsentrasi zat pereaksi dan hasil reaksi per

satuan waktu. Menurut Hukum Aksi Massa, kecepatan reaksi sebanding dengan hasil kali

konsentrasi molar reaktan yang masing-masingnya dipangkatkan dengan jumlah molekul

senyawa yang terlibat di dalam reaksi. Misalnya dalam reaksi berikut:

aA + bB → cC + dD kecepatan reaksinya adalah

[ ] [ ] [ ] [ ]dtDd

ddtCd

cdtBd

bdtAd

adtdC 1111

+=+=−=−=

disebabkan metabolit obat atau hasil urai obat tidak dapat atau sangat sukar ditentukan

secara kuantitatif (Shargel, 1985) maka kecepatan reaksi ditentukan sebagai berikut:

[ ] [ ]ba BAkdtdC

=

=dtdC kecepatan reaksi, k = konstanta kecepatan reaksi, dan a, b = orde reaksi

12

Tabel 1.2 Kebutuhan Harian Sianokobalamin dan Asam Askorbat (Goodman&Gilman’s)

Sianokobalamin Asam Askorbat Kategori Usia (tahun)

Berat (kg)

Tinggi (cm) (μg) (mg)

Bayi 0,0–0,5 6 60 0,3 30 0,5-1 9 71 0,5 35 1-3 13 90 0,7 40 4-6 20 112 1,0 45 7-10 28 132 1,4 45

Pria 11-14 45 157 2,0 50 15-18 66 176 2,0 60 19-24 72 177 2,0 60 25-50 79 176 2,0 60 51+ 77 173 2,0 60

Wanita 11-14 46 157 2,0 50 15-18 55 163 2,0 60 19-24 58 164 2,0 60 25-50 63 163 2,0 60 51+ 65 160 2,0 60

Hamil 2,2 70 Menyusui 6 bulan I 2,6 90

6 bulan II 2,6 95

1.5.2 Mekanisme Reaksi

a. Reaksi Sederhana

Setiap reaksi elementer bereaksi secara stokhiometri memberikan jumlah molekul yang

akan bereaksi pada tahap tersebut untuk membentuk suatu produk. Dalam hal ini

molekularitas akan berhubungan dengan orde reaksi.

b. Reaksi Kompleks

Banyak reaksi tidak dapat dinyatakan secara sederhana dengan persamaan orde nol, satu,

dan dua. Reaksi tersebut melibatkan lebih dari satu reaksi elementer/reaksi sederhana.

Proses ini meliputi reaksi reversibel, paralel, dan berseri/berurutan (Martin dkk., 1993).

♦ reaksi reversibel

DCBAk

k++ ↔

1

2

♦ reaksi paralel k1

B A

C k2 ♦ reaksi berseri/berurutan

CBA kk ⎯→⎯⎯→⎯ 21

13

1.5.3 Orde Reaksi-reaksi Kimia

Orde reaksi adalah jumlah atom atau molekul yang konsentrasinya menentukan kecepatan

reaksi. Misalnya untuk reaksi:

aA + bB → produk

maka orde reaksi untuk A adalah a, untuk B adalah b, dan orde reaksi keseluruhan adalah

(a + b) (Martin dkk., 1993).

a. Reaksi orde nol

Reaksi orde nol terjadi jika kecepatan reaksi tidak tergantung pada konsentrasi pereaksi

sehingga perubahan konsentrasi konstan setiap waktu. Karena C0 = 1 dan C adalah

konsentrasi, maka persamaan kecepatan reaksi untuk reaksi orde nol adalah:

[ ] 00 Ck

dtCd

⋅=−

dtkdC o ⋅=− Jika persamaan di atas diintegrasikan, maka diperoleh persamaan:

tkCC oo −= Jika data perubahan konsentrasi dari reaksi orde nol diplot terhadap waktu maka akan

diperoleh garis lurus dengan kemiringan ok− . Satuan untuk konstanta kecepatan reaksi

orde nol, , adalah konsentrasi per satuan waktu, contoh: mol liter-1 detik-1, dimana

waktu (detik) dan konsentrasi (mol liter-1). Dari persamaan di atas dapat dihitung waktu

paruh

ok

( )21t suatu obat yaitu waktu yang dibutuhkan suatu zat untuk terurai menjadi

setengah konsentrasi semula.

2121 tkCC ooo −=

[ ]

ok

Ct

0

2121

=

b. Reaksi Orde Satu

Reaksi orde satu terjadi jika kecepatan reaksi tergantung pada konsentrasi salah satu

pereaksi. Persamaan kecepatan reaksi untuk reaksi orde satu adalah:

[ ] CkdtCd

⋅=− 1

Jika persamaan di atas diintegrasikan, maka diperoleh persamaan:

tkCC o 1lnln −=

14

Persamaan di atas menunjukkan bahwa dalam reaksi orde satu konsentrasi akan turun

secara eksponensial.

Jika logaritma konsentrasi dari reaksi orde satu diplot terhadap waktu maka akan diperoleh

garis lurus dengan kemiringan garis yang setara dengan 303,21k− . Satuan untuk

konstanta kecepatan reaksi orde satu, , adalah 1/satuan waktu. 1k

Persamaan waktu paruhnya adalah:

tkCC o 1lnln21

−=

121

693,02lnkk

to

==

c. Reaksi Orde Dua

Reaksi orde dua terjadi apabila dua molekul bereaksi sehingga kecepatan reaksi bergantung

pada dua konsentrasi pereaksi tersebut.

A + B → produk

Kecepatan penguraian A sebanding dengan kecepatan penguraian B. Persamaan kecepatan

reaksinya adalah:

[ ] [ ] [ ] [ ]BAkdtBd

dtAd

2=−=−

Jika a dan b adalah konsentrasi awal A dan B, dan x adalah konsentrasi produk yang

dihasilkan pada waktu t, persamaan kecepatan reaksinya menjadi:

( )( xbxakdtdx

−−= 2 )

=dtdx kecepatan reaksi, sedangkan ( ) ( )xbdanxa −− adalah konsentrasi sisa A dan B pada

saat t.

Integrasi persamaan di atas memberikan persamaan berikut:

( )( )( )xba

xabbat

k−−

−= log303,2

2

Jika konsentrasi A dan B sama,sehingga a = b maka persamaan yang berlaku adalah:

( )22 xak

dtdx

−=

Jika diintegrasikan, maka diperoleh persamaan berikut:

⎟⎠⎞

⎜⎝⎛

−=

xax

atk 1

2

15

Jika ( )xaax−

diplot terhadap waktu maka akan diperoleh garis lurus dengan kemiringan

k2. Jika konsentrasi awal, a dan b tidak sama, plot ( )( )xba

xab−−log terhadap waktu harus

menghasilkan garis lurus dengan kemiringan ( )303,2

2kba − . Satuan untuk konstanta kecepatan

reaksi orde dua, k2, adalah L/mol/detik (Martin dkk., 1993).

1.5.4 Metode Penentuan Orde Reaksi

Orde reaksi dapat ditentukan dengan beberapa metode:

a. Metode substitusi

Dengan metode substitusi data yang diperoleh dari studi kinetika disubstitusikan ke dalam

berbagai persamaan orde reaksi. Persamaan yang memberikan nilai k konstan dalam

batasan-batasan variasi percobaan menunjukkan bahwa reaksi yang terjadi mengikuti orde

reaksi tersebut.

b. Metode grafik

Dengan metode grafik data yang diperoleh dari sudi kinetika diplot dalam bentuk grafik.

Jika garis lurus diperoleh dari grafik hubungan konsentrasi terhadap waktu maka reaksi

yang terjadi mengikuti orde nol. Jika garis lurus diperoleh dari grafik hubungan logaritmik

konsentrasi terhadap waktu maka reaksi yang terjadi mengikuti orde satu. Jika garis lurus

diperoleh dari grafik hubungan 1/konsentrasi terhadap waktu maka reaksi yang terjadi

mengikuti orde dua.

Ct log Ct 1/Ct

t t t orde nol orde satu orde dua

Gambar 1.7 Grafik orde reaksi.

c. Metode waktu paruh

Pada reaksi orde nol, waktu paruh sebanding dengan konsentrasi awal, ( ). Pada reaksi

orde satu, waktu paruh tidak bergantung pada konsentrasi. Pada reaksi orde dua, di mana a

= b, waktu paruh sebanding dengan

a

a1 . Pernyataan-pernyataan tersebut menunjukkan

16

bahwa secara umum, dengan metode waktu paruh penentuan orde reaksi didasarkan pada

hubungan berikut:

12/11−∞ na

t

Keterangan: n adalah orde reaksi.

Jika dua reaksi dilakukan pada dua konsentrasi yang berbeda, a1 dan a2, waktu paruh t1/2 (1)

dan t1/2 (2) dibandingkan sebagai berikut: 1

1

21

1

12

)2(2/1

)1(2/1

)()(

−

−

−

⎟⎟⎠

⎞⎜⎜⎝

⎛==

n

n

n

aa

aa

tt

atau dalam bentuk logaritmik:

( )1

2

)2(2/1

)1(2/1 log1logaan

tt

−=

dan orde reaksi:

( )( ) 1

loglog

12

)2(2/1)1(2/1 +=aatt

n

Dengan mensubtitusikan nilai waktu paruh dan konsentrasi awal maka orde reaksi dapat

ditentukan (Martin dkk., 1993).

1.6 Faktor-faktor yang Mempengaruhi Kecepatan Reaksi

Selain konsentrasi banyak faktor yang mempengaruhi kecepatan reaksi. Di antaranya yaitu:

suhu, pelarut, kekuatan ion, konstanta dielektrik, pH, dan cahaya.

a. Suhu

Kecepatan dari banyak reaksi akan naik sekitar dua sampai tiga kali lipat pada setiap

kenaikan suhu sebesar 10 0C (Martin dkk., 1993). Pengaruh suhu pada kecepatan reaksi

penguraian ditunjukkan oleh Persamaan Arrhenius: RTEaAek /−=

atau

RTE

Ak a 1303,2

loglog −=

k = konstanta kecepatan reaksi, A = faktor frekuensi atau faktor Arrhenius, Ea = energi

aktivasi, R = konstanta gas, T = suhu absolut.

b. Pelarut

Untuk reaksi bimolekular, pengaruh pelarut terhadap kecepatan reaksi penguraian suatu

obat diberikan oleh persamaan berikut:

A + B ↔ (AB)* → produk

17

( )∗Δ−Δ+Δ+= δδδ BAo RTVkk

303,2loglog

ko = konstanta kecepatan reaksi dalam suatu larutan sangat encer, k = konstanta kecepatan

reaksi, V = volume molar, R = konstanta gas, T = suhu absolut, ∆δA, ∆δB, ∆δ* = selisih

perbedaan parameter kelarutan atau tekanan dalam dari pelarut dan pereaksi A, B, dan

kompleks teraktivasi (AB)* (Martin dkk., 1993).

Persamaan ini menandakan bahwa jika tekanan dalam atau polaritas produk sama dengan

pelarut, maka 0≅∗Δδ dan jika tekanan dalam pereaksi tidak sama dengan pelarut, maka

∆δA dan ∆δB > 0, kecepatan reaksi akan menjadi besar dalam pelarut tersebut dibandingkan

dalam larutan ideal. Sebaliknya, jika polaritas pereaksi sama dengan pelarut maka

0≅ΔΔ BA dan δδ dan jika tidak sama maka ∆δ* > 0, maka (∆δA + ∆δB) - ∆δ*

akan

memiliki harga negatif yang besar sehingga kecepatan reaksi akan menjadi kecil di dalam

pelarut tersebut (Martin dkk., 1993).

c. Kekuatan Ion

Pengaruh kekuatan ion terhadap kecepatan reaksi ditunjukkan oleh persamaan berikut:

μBAo zzkk 02,1loglog +=

ko = konstanta kecepatan reaksi pada kekuatan ion = 0. Jika log k diplot terhadap μ

maka akan diperoleh garis lurus dengan kemiringan 1,02 ZAZB. Jika salah satu pereaksi

merupakan molekul netral, zAzB = 0 maka konstanta kecepatan reaksi tidak tergantung

pada kekuatan ion dalam larutan (Martin dkk., 1993).

Berbagai konsentrasi garam yang digunakan dalam sediaan larutan dapat meningkatkan,

menurunkan, atau tidak memperngaruhi kecepatan reaksi obat dalam larutan. Jika obat

bermuatan positif dan dikatalisis oleh ion hidrogen, maka peningkatan kekuatan ion oleh

penambahan garam dapat menyebabkan peningkatan kecepatan reaksi penguraian. Jika

obat bermuatan netral, maka perubahan kekuatan ion oleh penambahan garam tidak

mempengaruhi kecepatan penguraian (Lachman dkk., 1986).

d. Konstanta Dielektrik

Pengaruh konstanta dielektrik terhadap konstanta kecepatan reaksi ion ditentukan oleh

persamaan berikut:

εε1lnln

2

∗∞= −=RTr

ezNzkk BA

18

=∞=εk konstanta kecepatan reaksi dalam medium dengan konstanta dielektrik tak

terhingga, N = bilangan avogadro, zA dan zB = muatan dari kedua ion, e = satuan muatan

listrik, r* = jarak antar ion dari kompleks teraktivasi, dan ε = konstanta dielektrik dari

larutan.

Jika diplot pada grafik, menurut persamaan, molekul-molekul ion dengan muatan yang

berlawanan akan menghasilkan garis lurus dengan kemiringan positif dan molekul-molekul

ion dengan muatan sama akan menghasilkan garis lurus dengan kemiringan negatif.

Reaksi antar ion dengan muatan berlawanan, peningkatan konstanta dielektrik pelarut akan

menurunkan konstanta kecepatan reaksi. Sebaliknya, reaksi antar ion dengan muatan yang

sama, peningkatan konstanta dielektrik pelarut akan menaikkan konstanta kecepatan reaksi

(Martin dkk., 1993).

e. pH

Besarnya kecepatan reaksi hidrolitik yang dikatalisis oleh ion hidrogen dan hidroksil dapat

bervariasi oleh pengaruh pH. Katalisis ion hidrogen, H+, menonjol pada kisaran pH rendah,

sedangkan katalisis ion hidroksil, OH-, berlangsung pada kisaran pH tinggi (Lachman dkk,

1986).

Dalam larutan asam, berlaku hubungan:

[ ]+++= Hkkk Hoobs Dalam larutan basa, berlaku hubungan:

[ ]−−+= OHkkk OHoobs Untuk obat yang reaksi penguraiannya dikatalisis oleh ion [H]+ dan ion [OH]-, berlaku

hubungan:

[ ] [ ]−+ ++= + OHkHkkk OHHoobs _ kobs = konstanta kecepatan reaksi yang diperoleh dari percobaan, ko = konstanta kecepatan

reaksi tanpa katalisator, = koefesien katalitik H+, = koefisien katalitik OH-, [H+]

= konsentrasi H+, [OH-] = konsentrasi OH- (Martin dkk., 1993).

+Hk _OHk

Grafik logaritma kobs terhadap pH dapat menentukan pH stabilitas optimum. Titik belok

dari grafik menunjukkan pH stabilitas optimum, ditunjukkan oleh Gambar 1.8.

f. Cahaya

Energi cahaya, seperti panas, dapat mengaktifkan reaksi. Radiasi dengan energi yang sesuai

19

dan energi yang cukup akan diadsorpsi untuk mengaktifkan molekul-molekul. Satuan

energi radiasi dikenal sebagai foton dan ekuivalen dengan 1 kuantum energi. Setelah

sebuah molekul menyerap 1 kuantum energi radiasi, maka tumbukan antar molekul terjadi

menyebabkan energi kinetik naik dan suhu sistem pun naik. Reaksi fotokimia awal sering

diikuti reaksi panas (Martin dkk., 1990).

log kobs

pH stabilitas maksimum

pH

Gambar 1.8 Grafik hubungan antara logaritma kobs terhadap pH.

1.7 Stabilitas

Data stabilitas suatu obat merupakan hal penting dalam pembuatan sediaan farmasi.

Sediaan farmasi umumnya diproduksi dalam jumlah besar dan membutuhkan waktu yang

cukup lama untuk sampai ke tangan konsumen. Jika obat tidak stabil maka potensinya akan

menurun atau bahkan dapat membentuk hasil urai yang toksik dan membahayakan jiwa

konsumen.

Stabilitas adalah kapasitas suatu sediaan farmasi untuk mempertahankan spesifikasi yang

telah ditentukan untuk menjamin identitas, kekuatan, kualitas, dan kemurniannya

(Carstensen, 1990). Tujuan uji stabilitas adalah meneliti karakteristik tentang bagaimana

mutu bahan atau produk berubah dengan berjalannya waktu di bawah pengaruh lingkungan

seperti suhu, kelembaban, cahaya, dan oksigen; memberikan informasi mengenai kondisi

pemrosesan, pengangkutan, dan penyimpanan yang harus dilakukan untuk bahan atau

sediaan tersebut; dan menentukan masa uji ulang bahan obat atau produk obat.

Data stabilitas bahan baku memberikan informasi tentang bentuk sediaan yang dapat

dibuat, formula sediaan yang dibuat, cara/proses produksi yang harus dilakukan, cara

penyimpanan bahan, bahan kemasan yang harus digunakan untuk produk jadi, dan waktu

kadaluwarsa bahan baku itu sendiri. Sedangkan data stabilitas sediaan jadi memberikan

20

informasi tentang kondisi penyimpanan sediaan jadi, interval test kadar zat aktif dalam

sediaan tersebut, dan waktu kadaluwarsa sediaan tersebut.

1.7.1 Uji Stabilitas Dipercepat

Uji stabilitas dipercepat merupakan uji yang menggunakan kondisi penyimpanan ekstrim

utnuk meningkatkan kecepatan penguraian suatu obat. Tujuan uji stabilitas adalah untuk

menentukan parameter kinetik sehingga waktu kadaluwarsa dapat diprediksi (Carstensen,

1990).

Kondisi ekstrim yang dapat mempercepat penguraian antara lain adalah: suhu, kelembaban,

cahaya, pengocokan, gravitasi, dan pH. Kondisi ekstrim yang umum digunakan adalah

suhu. Suhu yang tinggi akan mempercepat penguraian zat aktif. Kecepatan penguraian dan

suhu dihubungkan oleh persamaan Arrhenius.

RTE

Ak a

303,2loglog −=

Jika harga k pada berbagai temperatur ditentukan kemudian log k diplot terhadap 1/T

maka akan diperoleh garis lurus dengan kemiringan –Ea/2,303R dan perpotongan pada

ordinat merupakan log A sehingga harga Ea dan A dapat ditentukan. Oleh karena itu, jika

konstansta kecepatan penguraian pada suhu tinggi diperoleh maka konstanta kecepatan

penguraian pada suhu penyimpanan yang sebenarnya dapat ditentukan (Connors dkk.,

1992; Martin dkk., 1993).

1.7.2 Uji Stabilitas Menurut Asean2

Menurut ASEAN Guideline on Stability of Drug Product, kondisi penyimpanan uji secara

umum dibagi menjadi 3 yaitu; kondisi penyimpanan ’real time’ (suhu kamar), kondisi

penyimpanan dipercepat, kondisi penyimpanan ’alternatif to accelerate study’. Pada

kondisi real time, produk uji disimpan pada suhu 30±20C/RH 75±5% dan frekuensi uji

dilakukan setiap 0, 3, 6, 12, 18, sampai 24 bulan; pada kondisi penyimpanan dipercepat,

produk uji disimpan pada suhu 40±20C/RH 75±5% dan frekuensi uji dilakukan setiap 0, 3,

sampai 6 bulan; pada kondisi penyimpanan ’alternatif to accelerate study’, produk uji

disimpan pada suhu sama seperti uji dipercepat, hanya frekuensi uji dilakukan setiap 0, 1,

sampai 3 bulan. Pengujian stabilitas harus dilakukan dengan jumlah sampel uji minimal 3

(tiga) bets.

2 http://www.bpfk.gov.my-pdfworddownload-drug-stability-pdf diakses tanggal 8 Januari 2007

21

1.7.3 Stabilitas Campuran Asam Askorbat dan Sianokobalamin

Sejumlah besar sianokobalamin dihilangkan oleh asam askorbat ketika dosis besar asam

askorbat dikonsumsi kurang dari satu jam setelah pemberian oral sianokobalamin. Asam

askorbat dapat menghilangkan sianokobalamin dalam siklus enterohepatik, di dalam

serum, dan sianokobalamin cadangan dalam tubuh. Hal ini dapat memicu defisiensi

sianokobalamin. Jika hal ini benar, maka konsumsi asam askorbat harus disesuaikan

dengan paparan minimumnya terhadap sianokobalamin dalam saluran pencernaan (AHFS,

2005; Newmark, et al., 1976; Marcus, et al., 1980).

Dalam penelitian Ichikawa (2005) dinyatakan bahwa terdapat korelasi antara penguraian

asam askorbat dan sianokobalamin. Konsentrasi sianokobalamin menurun dengan adanya

asam askorbat, begitu pula sebaliknya. Ichikawa menyimpulkan bahwa di dalam

campurannya, oksidasi asam askorbat berinteraksi dengan penguraian sianokobalamin.

Tahap pertama yang memicu kerusakan cincin korin sianokobalamin oleh asam askorbat

diduga adalah reduksi atom kobalt menjadi kob(II)alamin. Kob(II)alamin yang terbentuk

ditandai dengan terjadinya perubahan warna larutan dari merah menjadi coklat. Reaksi ini

melibatkan hidroksilasi dan oksidasi cincin korin dan substituennya. Kombinasi

sianokobalamin dalam larutan dengan L-asam askorbat menyebabkan hidroksilasi pada

atom C5 dan pembentukan lakton pada C6 dan C7 pada kondisi aerob (Hogenkamp, 1980).