i

KEEFEKTIFAN FORMULASI TEPUNG BAKTERI ENDOFIT SEBAGAI AGENS PENGENDALI NEMATODA

PARASIT PADA TANAMAN LADA

DIANA PUTRI

SEKOLAH PASCASARJANA INSTITUT PERTANIAN BOGOR

BOGOR 2016

iii

PERNYATAAN MENGENAI TESIS DAN SUMBER INFORMASI SERTA PELIMPAHAN HAK CIPTA*

Dengan ini saya menyatakan bahwa tesis berjudul Keefektifan Formulasi

Tepung Bakteri Endofit sebagai Agens Pengendali Nematoda Parasit pada Tanaman Lada adalah benar karya saya dengan arahan dari komisi pembimbing dan belum diajukan dalam bentuk apapun kepada perguruan tinggi mana pun. Sumber informasi yang berasal atau dikutip dari karya yang diterbitkan maupun tidak diterbitkan dari penulis lain telah disebutkan dalam teks dan dicantumkan dalam Daftar Pustaka di bagian akhir tesis ini.

Dengan ini saya melimpahkan hak cipta dari karya tulis saya kepada Institut Pertanian Bogor.

Bogor, Januari 2016

Diana Putri NIM A352130131

*Pelimpahan hak cipta atas karya tulis dari penelitian kerja sama dengan pihak luar IPB harus didasarkan pada perjanjian kerja sama yang terkait.

iii

RINGKASAN DIANA PUTRI. Keefektifan Formulasi Tepung Bakteri Endofit sebagai Agens Pengendali Nematoda Parasit pada Tanaman Lada. Dibimbing oleh ABDUL MUNIF dan KIKIN HAMZAH MUTAQIN

Nematoda puru akar (NPA), Meloidogyne sp. adalah salah satu nematoda parasit penting yang dapat meningkatkan keparahan penyakit kuning tanaman lada. Penyakit kuning dapat menyebabkan kehilangan hasil mencapai 41%. Bakteri endofit berpotensi sebagai agens hayati yang penting untuk mengendalikan nematoda parasit pada tanaman lada. Tujuan penelitian ini adalah untuk mengevaluasi keefektifan beberapa formulasi tepung dalam mempertahankan viabilitas bakteri endofit dan kemampuannya dalam meningkatkan pertumbuhan tanaman dan mengendalikan nematoda parasit pada tanaman lada. Bakteri endofit yang digunakan dalam formulasi adalah Bacillus sp. AA2, Bacillus sp. MER dan isolat MSJ. Penelitian sebelumnya menunjukkan tiga isolat bakteri endofit tersebut terbukti efektif dalam mengendalikan nematoda parasit pada tanaman lada. Karakterisasi fisiologis bakteri endofit dilakukan sebelum dibuat formulasi. Formulasi tepung yang digunakan adalah formulasi 1 (talk, pepton, CMC dan gula merah), formulasi 2 (talk, pepton, CMC dan gula putih), formulasi 3 (talk, pepton, CMC, yeast extract, dan gula putih) dan formulasi 4 (talk, pepton, CMC, gula putih, yeast extract, bentonit, kalsium karbonat, dextrose, dan molase). Uji viabilitas bertujuan untuk mengetahui jangka waktu kemampuan bakteri endofit bertahan di dalam formulasi.

Pengujian karakter fisiologis bakteri endofit menunjukkan bahwa Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER tergolong bakteri Gram positif, sedangkan isolat MSJ merupakan bakteri Gram negatif. Tiga isolat bakteri endofit tersebut menunjukkan kemampuan menghasilkan hormon Indole Acetid Acid (IAA). Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER menghasilkan enzim protease dan kitinase sedangkan enzim lipase hanya dihasilkan oleh isolat MSJ. Uji penambat nitrogen menunjukkan bahwa Bacillus sp. AA2 dan isolat MSJ mampu menambat nitrogen. Uji reaksi hipersensitif ketiga isolat tersebut menunjukkan hasil negatif. Uji pelarut fosfat menunjukkan bahwa ketiga isolat tidak mampu memobilisasi fosfat. Hasil uji viabilitas menunjukkan bahwa viabilitas bakteri endofit pada formulasi tepung mengalami fluktuatif pada pada bulan pertama sampai bulan kelima dan menurun setelah disimpan enam bulan.

Viabilitas bakteri tertinggi adalah isolat MSJ yaitu 2.5 x 106 cfu mL-1. dalam formulasi 4, sedangkan Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp MER masing-masing 1.9 x 106 cfu mL-1 dan 1.2 x 106 cfu mL-1 dalam formulasi 3. Semua formulasi dalam bentuk tepung terbukti efektif dalam menekan serangan nematoda parasit penyebab penyakit kuning hingga 91.9% dan mampu meningkatkan pertumbuhan tanaman lada hingga 91.1 cm. Formulasi terbaik adalah AA2F4-50 dengan persentase penekanan puru akar 72.2%, persentase penekanan nematoda dalam akar 84.9% dan persentase penekanan nematoda dalam tanah 91.9%. Formulasi MSJF4-50 terbukti efektif dalam meningkatkan pertumbuhan tanaman lada.

Kata kunci: Fisiologi, puru akar, talk, viabilitas.

SUMMARY DIANA PUTRI. Effectiveness Powder Formulation of Endophytic Bacteria as Biocontrol Agents for Plant Parasitic Nematode on Pepper. Supervised by ABDUL MUNIF and KIKIN HAMZAH MUTAQIN.

Root knot nematode, Meloidogyne sp. is one of the important plant parasitic nematode in pepper that can cause yellow disease. Yield due to yellow disease in pepper could up to 41%. Endophytic bacteria formulation as biological agents needs to be evaluated to control plant parasitic nematode in pepper. The research is aimed to give a scientific knowledge about effectiveness of some powder formulation to maintain viability of endophytic bacteria, to enhance the growth of plants and to control plant parasitic nematode on pepper. Endophytic bacteria that used in formulations is Bacillus sp. AA2, Bacillus sp. MER and MSJ isolate. From previous studies, three isolates endophytic bacteria was proven to be effective in controlling plant parasitic nematode on pepper. Physiological characterization of endophytic bacteria isolates has been done for identification. Formulations used are formulations 1 (talc 50 g, peptone 1 g, CMC 0.5 g and brown sugar 1.5 g), formulation 2 (talc 50 g, peptone 1 g, CMC 0.5 g and white sugar 1.5 g), formulation 3 (talc 50 g, peptone 1 g, CMC 0.5 g, yeast extract 1 g and white sugar 1.5 g) and formulation 4 (talc 50 g, peptone, 1 g, CMC 0.5 g, yeast extract 1 g, molasses 3 mL, bentonite 1 g, calcium carbonate 0.75 g, dextrose 1 g). Viability test aims to review the period of the endophytic bacteria survivability in formulations.

Those endophytic bacteria were identified as two Gram positive bacteria (Bacillus sp. AA2 and Bacillus sp. MER), and one Gram negative bacteria (isolate MER). All of isolates of endophytic bacteria shows the ability to produce IAA hormone. Bacillus sp. AA2 and Bacillus sp. MER produced enzyme protease and kitinase, while enzyme lipase only produced by MSJ isolate. Bacillus sp. AA2 and MSJ isolate were also capable to nitrogen fixation. From hypersensitive reaction test showed that three isolates were non pathogenic. All isolates were not capable to mobilize the phosphate. Viability in vitro showed that endophytic bacteria experienced fluctuate in its early stages and declined after kept for six months.

Highest viability is MSJ isolate with 2.5 x 106 cfu mL-1 in fourth formulation, Bacillus sp. AA2 and Bacillus sp. MER with 1.9 x 106 cfu mL-1 and 1.2 x 106 cfu mL-1 respectively in third formulation. All formulations are proved to be effective to suppress plant parasitic nematode infection in pepper up to 91.9% and has ability to enhance pepper growth up to 91.1 cm. AA2F4-50 is the best formulation with suppressing number of root galls up to 72.2%, root nematodes up to 84.9% and soil nematodes up to 91.9%. Meanwhile, formulation MSJF4-50 was showed effective in enhance the growth of pepper.

Key words: Physiology, root knot, talk, viability.

v

© Hak Cipta Milik IPB, Tahun 2016 Hak Cipta Dilindungi Undang-Undang

Dilarang mengutip sebagian atau seluruh karya tulis ini tanpa mencantumkan atau menyebutkan sumbernya. Pengutipan hanya untuk kepentingan pendidikan, penelitian, penulisan karya ilmiah, penyusunan laporan, penulisan kritik, atau tinjauan suatu masalah; dan pengutipan tersebut tidak merugikan kepentingan IPB Dilarang mengumumkan dan memperbanyak sebagian atau seluruh karya tulis ini dalam bentuk apa pun tanpa izin IPB

i

Tesis sebagai salah satu syarat untuk memperoleh gelar

Magister Sains pada

Program Studi Fitopatologi

KEEFEKTIFAN FORMULASI TEPUNG BAKTERI ENDOFIT SEBAGAI AGENS PENGENDALI NEMATODA

PARASIT PADA TANAMAN LADA

SEKOLAH PASCASARJANA INSTITUT PERTANIAN BOGOR

BOGOR 2016

DIANA PUTRI

Penguji Luar Komisi pada Ujian Tesis: Dr Ir Elis Nina Herliyana, MSi

iii

Judul Tesis : Keefektifan Formulasi Tepung Bakteri Endofit sebagai Agens Pengendali Nematoda Parasit pada Tanaman Lada

Nama : Diana Putri NIM : A352130131

Disetujui oleh

Komisi Pembimbing Dr Ir Abdul Munif, MSc Agr Ketua

Dr Ir Kikin Hamzah Mutaqin, MSi Anggota

Diketahui oleh Ketua Program Studi Fitopatologi

Prof Dr Ir Sri Hendrastuti Hidayat, MSc

Dekan Sekolah Pascasarjana

Dr Ir Dahrul Syah, MSc Agr

Tanggal Ujian: 29 Oktober 2015

Tanggal Lulus:

PRAKATA Alhamdulillahirrabbil’alamin, puji dan syukur penulis panjatkan kepada

Allah SWT atas segala karunia-Nya sehingga penelitian ini dapat diselesaikan. Penelitian dengan judul “Keefektifan Formulasi Tepung Bakteri Endofit sebagai Agens Pengendali Nematoda Parasit pada Tanaman Lada” telah dilaksanakan sejak bulan Juli 2014 sampai April 2015. Terima kasih penulis ucapkan kepada Dr Ir Abdul Munif, MSc Agr dan Dr Ir Kikin Hamzah Mutaqin, MSi selaku komisi pembimbing dan Dr Ir Elis Nina Herliyana, MSi sebagai dosen penguji yang telah banyak memberi bimbingan, arahan dan saran kepada penulis. Ungkapan terima kasih juga disampaikan kepada kedua orang tua penulis bapak Jasad dan ibu Jasminar, serta seluruh keluarga atas segala dukungan, doa dan kasih sayangnya.

Penulis sampaikan terima kasih kepada seluruh dosen Program Studi Fitopatologi Departemen Proteksi Tanaman IPB yang telah memberikan ilmu yang bermanfaat kepada penulis. Terima kasih juga penulis ungkapkan kepada rekan-rekan seangkatan kelas Fitopatologi 2013 yang selalu mendukung dalam kemajuan studi di program studi Fitopatologi. Kepada laboran di Laboratorium Nematologi Tumbuhan dan Laboratorium Bakteriologi, khususnya Bapak Gatut Heru Bromo dan Bapak Abdul Rofiqun yang banyak membantu penulis dalam menyelesaikan penelitian dan kepada semua pihak yang namanya tidak tercantum, penulis ucapkan terimakasih yang sebesar-besarnya.

Semoga karya ilmiah ini bermanfaat.

Bogor, Januari 2016

Diana Putri

v

DAFTAR ISI

DAFTAR TABEL DAFTAR GAMBAR DAFTAR LAMPIRAN PENDAHULUAN 1

Latar Belakang 1 Tujuan Penelitian 2 Hipotesis Penelitian 2 Manfaat Penelitian 2

TINJAUAN PUSTAKA 3 Bioekologi Tanaman Lada 3 Penyakit Kuning pada Tanaman Lada 3 Penyebab Penyakit Kuning pada Tanaman Lada 4 Agens Pengendali Hayati 6 Bakteri Endofit sebagai Agens Pengendali Hayati 7 Formulasi Agens Hayati 8

METODE 11 Tempat dan Waktu Penelitian 11 Karakterisasi Morfologi Bakteri Endofit 11 Uji Patogenesitas Bakteri Endofit pada Tumbuhan 11 Karakterisasi Fisiologis Bakteri Endofit 11 Uji Antibiosis Bakteri Endofit terhadap Fusarium oxysporum 13 Uji Potensi Bakteri Endofit sebagai Pemacu Pertumbuhan Bibit Mentimun

14

Formulasi Tepung Bakteri Endofit 14 Uji Viabilitas Bakteri Endofit dalam Formulasi Tepung secara In vitro

14

Uji Keefektifan Formulasi Tepung Bakteri Endofit secara In vivo 15 HASIL DAN PEMBAHASAN 17

Karakterisasi Morfologi Bakteri Endofit 17 Uji Patogenesitas Bakteri Endofit pada Tumbuhan 17 Karakterisasi Fisiologis Bakteri Endofit 18 Uji Antibiosis Bakteri Endofit terhadap Fusarium oxysporum 25 Uji Potensi Bakteri Endofit sebagai Pemacu Pertumbuhan Bibit Mentimun

26

Formulasi Tepung Bakteri Endofit 26 Uji Viabilitas Bakteri Endofit dalam Formulasi Tepung secara In vitro

27

Uji Keefektifan Formulasi Tepung Bakteri Endofit secara In vivo 29 Pembahasan Umum 35

SIMPULAN DAN SARAN 39 Simpulan 39 Saran 39

DAFTAR PUSTAKA 40

LAMPIRAN 49 RIWAYAT HIDUP 54

vii

DAFTAR TABEL

1 Komposisi bahan yang digunakan untuk pembuatan formulasi tepung bakteri endofit

14

2 Karakter fisiologis bakteri endofit 18 3 Konsentrasi hormon IAA yang dihasilkan bakteri endofit 24 4 Persentase daya hambat bakteri endofit terhadap cendawan

Fusarium oxysporum

25 5 Pengaruh bakteri endofit terhadap pertumbuhan bibit

mentimun

26 6 Populasi nematoda di akar dan di tanah tanaman lada setelah

perlakuan formulasi tepung bakteri endofit

30 7 Jumlah puru akar dan skala kerusakan akar pada tanaman lada

setelah perlakuan formulasi tepung bakteri endofit

31 8 Pengaruh formulasi tepung bakteri endofit terhadap tinggi

tanaman, jumlah cabang, jumlah, daun dan jumlah ruas tanaman lada di rumah kaca

33 9 Pengaruh formulasi tepung bakteri endofit terhadap berat

basah dan berat kering pada tajuk dan akar tanaman lada

34

DAFTAR GAMBAR

1 Siklus hidup nematoda puru akar (Mitkowski dan Abawi 2003)

5

2 Skema uji antibiosis bakteri endofit terhadap Fusarium oxysporum. (A) bakteri endofit uji (B) isolat cendawan patogen

13 3 Morfologi bakteri endofit pada media TSA 100%. (a)

Bacillus sp. AA2, (b) Bacillus sp. MER, (c) isolat MSJ

17 4 Uji Patogenesitas bakteri endofit pada daun tembakau. (a)

kontrol positif menunjukkan gejala nekrotik, (b) perlakuan bakteri endofit tidak menunjukkan gejala nekrotik

17 5 Uji pewarnaan Gram bakteri endofit. (a) sel bakteri Gram

negatif berwarna merah, (b) sel bakteri Gram positif berwarna ungu

19 6 Uji Gram dengan KOH 3%. (a) bakteri Gram negatif

membentuk lendir dan tidak putus ketika diangkat perlahan dengan jarum ose, (b) bakteri Gram positif tidak menunjukkan terangkatnya lendir oleh jarum ose

19 7 Uji aktivitas kitinolitik. (a) Bacillus sp. AA2 membentuk

zona bening, (b) isolat MSJ tidak membentuk zona bening

20 8 Uji aktivitas proteolitik. (a) Bacillus sp. AA2 membentuk

zona bening, (b) isolat MSJ tidak membentuk zona bening

21 9 Uji aktivitas lipolitik. (a) Bacillus sp. AA2 tidak membentuk

pendaran berwarna oranye (b) isolat MSJ membentuk pendaran berwarna oranye kekuningan

22 10 Uji bakteri penambat nitrogen. (a) Bacillus sp. AA2

membentuk lapisan lendir dan berubah warna menjadi

kebiruan, (b) Bacillus sp. MER tidak membentuk lapisan lendir dan tidak berubah warna menjadi kebiruan

23

11 Daya hambat bakteri endofit terhadap pertumbuhan cendawan Fusarium oxysporum. (a) membentuk zona hambat (b) tidak membentuk zona hambat

25 12 Jenis formulasi tepung bakteri endofit dalam plastik tahan

panas

27 13 Kerapatan populasi bakteri endofit. (a) Bacillus sp. AA2, (b)

Bacillus sp. MER, (c) isolat MSJ dalam formulasi tepung 28

14 Akar tanaman lada. (a) perlakuan formulasi tepung bakteri endofit isolat MSJ, (b) perlakuan nematisida Carbofuran (c) tanpa perlakuan (tanda panah menunjukkan puru akar)

31

DAFTAR LAMPIRAN

1 Hasil analisis konsentrasi hormon IAA yang dihasilkan bakteri endofit

50

2 Pertumbuhan bibit tanaman mentimun. (a) perlakuan bakteri endofit isolat MSJ (b) kontrol

51

3 Viabilitas bakteri endofit Bacillus sp. MER selama penyimpanan dalam formulasi tepung. (1) disimpan satu bulan, (2) disimpan dua bulan, (3) disimpan tiga bulan, (4) disimpan empat bulan, (5) disimpan lima bulan, (6) disimpan enam bulan

51 4 Tanaman lada di rumah kaca. (a) setelah perlakuan formulasi

isolat MSJ (a) nematisida Carbofuran (b) tanpa perlakuan (c)

52 5 Tanaman lada di rumah kaca. (a) sebelum perlakuan formulasi

tepung bakteri endofit, (b) setelah perlakuan formulasi tepung bakteri endofit Bacillus sp. AA2, Bacillus sp. MER dan isolat MSJ

53

1

PENDAHULUAN

Latar Belakang

Nematoda puru akar (NPA), Meloidogyne sp. merupakan nematoda parasit yang memiliki kisaran inang yang luas, salah satunya adalah tanaman lada. NPA dapat berinteraksi dengan patogen lain dan dapat menyebabkan penyakit kuning (Mustika 2005). Penyakit kuning pada tanaman lada dapat mengakibatkan kehilangan hasil mencapai 41% (Munif dan Sulistiawati 2014).

Gejala serangan penyakit kuning dapat menyebabkan pertumbuhan tanaman menjadi terhambat, daun dan dahan menjadi kuning. Daun yang menguning tidak menjadi layu tetapi sangat rapuh dan secara bertahap akan gugur, jika serangan berat tanaman akan mati. Gejala penyakit pada bagian akar menunjukkan gejala kerusakan rambut akar, nekrosis, dan terbentuknya puru akar. Hal ini menyebabkan terhambatnya translokasi air dan hara dari akar ke bagian tanaman lainnya. Oleh karena itu upaya pengendalian penyakit kuning yang tepat, terutama ditujukan pada pengendalian nematoda puru akar perlu dilakukan (Mustika 2005).

Beberapa teknik pengendalian yang telah dilakukan seperti penggunaan varietas tahan (toleran), kultur teknis, penggunaan pestisida sintetis, serta pengendalian hayati menggunakan agens antagonis (Mustika et al. 2000). Pengembangan agens antagonis sampai saat ini terus dilakukan. Salah satu agens hayati yang potensial untuk dikembangkan adalah bakteri endofit. Agens hayati endofit dianggap memiliki dampak negatif terhadap lingkungan relatif kecil dan lebih berkelanjutan (Mustika 2005). Beberapa bakteri endofit dilaporkan dapat mengendalikan nematoda parasit M. incognita pada tanaman kapas (Hallmann et al. 1997), tanaman tomat (Munif et al. 2013), pada tanaman nilam (Harni et al. 2007), dan pada tanaman lada (Harni dan Ibrahim 2011; Harni dan Munif 2012; Munif dan Harni 2011).

Bakteri endofit adalah bakteri yang mengolonisasi jaringan internal tanaman dan tidak menimbulkan penyakit yang merugikan bagi tanaman (Hallmann et al. 1997). Beberapa jenis bakteri endofit disamping sebagai agens biokontrol, juga sebagai pemacu pertumbuhan tanaman dan menginduksi ketahanan tanaman terhadap patogen (Kloepper et al. 1999).

Tiga isolat bakteri endofit dilaporkan dapat mengendalikan Meloidogyne sp. pada tanaman lada yaitu Bacillus sp. AA2, Bacillus sp. MER dan isolat MSJ (Munif dan Harni 2011). Namun sejauh ini belum ada penelitian terkait karakter fisiologis dan formulasinya. Formulasi bakteri endofit sebagai agens hayati adalah tahapan penting yang harus dilakukan (Habazar et al. 2015). Formulasi bakteri endofit juga dimaksudkan untuk menjaga keefektifan bakteri endofit. Formulasi yang sesuai akan memberikan habitat yang dapat melindungi mikroorganisme, dengan demikian akan meningkatkan potensinya untuk hidup dan mengkolonisasi secara baik (Boyetchko et al. 1999). Formulasi juga bertujuan agar bakteri atau mikroorganisme mudah diaplikasikan ke tanaman atau tanah, serta meningkatkan daya hidup sel bakteri dengan cara melindunginya dari kekeringan (Heijen et al.1993).

Caesar dan Burr (1991) melaporkan bahwa formulasi talk dan bakteri dari kelompok Pseudomonas dan Enterobacteriaceae yang telah diatur tekanan

2

osmotiknya di dalam media dengan penambahan sukrosa dan metal selulosa 1% dapat bertahan 10 sampai 12 bulan. P. fluorescens yang diformulasikan dengan bahan pembawa talk dapat menekan kejadian penyakit blast yang disebabkan oleh Pyricularia orizae (Vidhyasekaran et al. 1997). Bakteri endofit dari golongan Bacillus sp. yaitu EPCO102 dan EPCO16 yang diformulasikan dengan bahan pembawa talk, kalsium karbonat, dan karboksimetilselulosa dapat meningkatkan pertumbuhan tanaman kapas dan menghambat pertumbuhan miselium dari Rhizoctonia solani secara in vitro (Rajendran dan Samiyappan 2008).

Pseudomonas fluorescens yang diformulasikan dengan bahan pembawa talk dan penambahan kalsium karbonat dan karboksimetilselulosa, viabilitasnya dapat bertahan sampai 8 bulan penyimpanan serta dapat mengendalikan penyakit rice sheath blight yang disebabkan Rizoctonia solani pada padi sawah (Vidhyasekaran dan Muthamilan 1999). Bora et al. (2004) melaporkan bahwa Pseudomonas putida yang diformulasikan dengan bahan pembawa talk dan penambahan gliserol serta Natrium alginat dapat menekan serangan F. oxysporum f.sp melonis dengan perlakuan benih sebesar 63%.

Tujuan Penelitian

Penelitian ini bertujuan mengevaluasi keefektifan beberapa formulasi tepung dalam mempertahankan viabilitas bakteri endofit dan kemampuannya dalam meningkatkan pertumbuhan tanaman dan mengendalikan nematoda parasit pada tanaman lada.

Hipotesis Penelitian

Bakteri endofit merupakan agens pengendali hayati yang potensial untuk mengendalikan nematoda parasit pada tanaman dan dapat dibuat dalam bentuk formulasi. Formulasi bakteri endofit akan dapat mempertahankan daya simpan, keefektifan dan kemudahannya. Formulasi bakteri endofit dapat berupa cair, kompos dan tepung atau padat. Formulasi tepung bakteri endofit dapat mempertahankan viabilitas bakteri endofit dalam formulasi. Formulasi tepung bakteri endofit dapat meningkatkan pertumbuhan tanaman dan menekan populasi nematoda parasit pada tanaman lada.

Manfaat Penelitian

Penelitian ini diharapkan dapat memberikan pengetahuan terkait formulasi tepung bakteri endofit yang berpotensi dalam meningkatkan pertumbuhan tanaman dan mengendalikan nematoda parasit.

3

TINJAUAN PUSTAKA

Bioekologi Tanaman Lada Lada (Piper nigrum L.) merupakan salah satu tanaman rempah yang penting

dan banyak dibudidayakan, serta merupakan salah satu komoditas ekspor perkebunan andalan Indonesia. Tanaman, bersifat dimorfik, mempunyai dua macam sulur, yaitu sulur panjat dan sulur buah. Untuk keperluan perbanyakan tanaman lada dilakukan dengan setek (Suprapto dan Yani 2008). Lada yang merupakan tanaman tahunan memanjat diperbanyak dengan cara setek. Penggunaan setek pendek satu ruas lebih menguntungkan karena hemat dalam penggunaan bahan tanaman dan dapat menyediakan bibit dalam waktu yang cepat dengan jumlah relatif banyak. Selain itu, pertanaman asal bibit setek satu ruas hanya memerlukan sedikit penyulaman dan tanaman memiliki cabang generatif lebih banyak sehingga lebih cepat berbunga (Suparman et al. 1992).

Tanaman lada termasuk dalam divisi Spermatophyta, kelas Angiospermae, sub kelas Dicotyledoneae, ordo Piperales, famili Piperaceae, genus Piper, dan merupakan spesies Piper nigrum. Lada tumbuh baik di daerah dengan ketinggian 0 sampai 500 m di atas permukaan laut. Hal ini berkaitan dengan suhu udara yang berpengaruh terhadap umur menghasilkan dan produktivitas tanaman. Penyebaran tanaman lada sangat luas berada di wilayah tropika antara 200° LU dan 200° LS, dengan curah hujan 1 000 sampai 3 000 mm per tahun, merata sepanjang tahun dan mempunyai hari hujan 110 sampai 170 hari per tahun, musim kemarau hanya 2 sampai 3 bulan per tahun. Kelembaban udara 63% sampai 98% selama musim hujan, dengan suhu maksimum 35 °C dan suhu minimum 20 °C. Lada dapat tumbuh pada semua jenis tanah, terutama tanah berpasir dan gembur dengan unsur hara cukup, drainase (air tanah) baik, tingkat kemasaman tanah (pH) 5.0 sampai 6.5 (Suprapto dan Yani 2008).

Di dunia terdapat lebih dari 1 000 spesies lada, sosok tanaman berupa semak, herba atau liana, hidup tersebar di daerah tropik, namun keragaman terbesar terdapat di Amerika tropik, disusul oleh Asia Selatan yang merupakan daerah asal tanaman lada dan sirih (Jaramillo dan Manos 2001). Indonesia sampai saat ini memiliki tidak kurang dari 50 jenis varietas, diantaranya Varietas Cunuk, Jambi, Lampung Daun Lebar, Bangka, Kuching, dan Lampung Daun Kecil. Varietas yang sering ditanam oleh petani adalah Varietas Lampung Daun Lebar, karena varietas ini lebih banyak menghasilkan buah dibandingkan dengan varietas lain. Berdasarkan hasil penelitian dari Balittro Bogor terdapat empat varietas lada unggul, yaitu Natar I, Natar II, Petaling I, dan Petaling II. Diantara varietas tersebut, Petaling I yang tahan terhadap penyakit kuning (Suprapto dan Yani 2008).

Penyakit Kuning pada Tanaman Lada

Penyakit kuning merupakan penyakit yang menimbulkan kerugian besar pada tanaman lada dan dapat menyebabkan kerugian hasil mencapai 41% (Munif dan Sulistiawati 2014). Gejala penyakit kuning pada lada terdiri atas gejala di atas permukaan tanah dan gejala di bawah permukaan tanah. Pada gejala di atas permukaan tanah, pertumbuhan tanaman menjadi terhambat, kemudian secara

4

bertahap warna daun dan dahan menjadi kekuning-kuningan. Perubahan ini umumnya dimulai dari bagian bawah dan menjalar ke bagian atas tanaman. Daun-daun yang menguning tidak menjadi layu tetapi sangat rapuh sehingga secara bertahap daun-daun tersebut akan gugur. Dahan-dahan secara bertahap akan gugur sebagian demi sebagian, sehingga tanaman semakin gundul. Sulur-sulur panjat dapat bertahan paling lama, tetapi akhirnya juga akan menguning dan mati (Mustika 2005; 1990).

Gejala di bawah permukaan tanah, terlihat pada bagian rambut akar yang menjadi rusak, terdapat luka-luka nekrosis dan puru pada akar. Luka akar tersebut akibat serangan nematoda R. similis, sedangkan puru akar akibat serangan nematoda Meloidogyne sp. Di dalam jaringan akar yang luka dan berpuru tersebut, terdapat sekelompok nematoda. Selain itu pembuluh jaringan akar terserang nematoda tersumbat oleh cairan seperti getah. Hal ini menyebabkan terhambatnya translokasi air dan hara dari akar ke bagian tanaman lainnya (Mustika 1990).

Penyebab Penyakit Kuning pada Tanaman Lada

Penyakit kuning pada tanaman lada dilaporkan sejak tahun 1932. Penyakit kuning disebabkan oleh keadaan yang sangat kompleks yaitu serangan nematoda R. similis dan M. incognita serta adanya cendawan patogen F. solani dan F. oxysporum (Bridge 1978). Selain itu rendahnya kesuburan tanah, kelembaban dan kadar air tanah juga mempengaruhi terjadinya penyakit kuning (Mustika 1990). Walaupun demikian, nematoda adalah faktor utama penyebab penyakit kuning, sedangkan faktor lainnya memperlemah kondisi tanaman yang telah terserang nematoda tersebut (Mustika 1990; 2005).

Meloidogyne sp. sebagai penyebab utama penyakit kuning pada tanaman lada merupakan salah satu nematoda parasit yang memiliki kisaran inang yang sangat beragam, lebih dari 2 000 spesies tanaman dan sebagian besar adalah tanaman budidaya. Meloidogyne sp. tersebar luas di daerah tropik dan subtropik. Infeksi berat dapat menyebabkan tanaman layu dan mati, gejala penyakit oleh nematoda ini berupa pertumbuhan tanaman yang terhambat dan kerdil dengan perakaran yang banyak bintil atau disebut puru akar (Mustika 2005).

Meloidogyne sp. termasuk dalam ordo Tylenchida, subordo Tylenchina, famili Heteroderoidae, dan genus Meloidogyne. Meloidogyne spp. memiliki lebih dari 79 spesies, empat spesies utama, yaitu M. incognita, M. hapla, M. javaniva, dan M. arenaria (Dropkin 1991).

Menurut Dropkin (1991), nematoda jantan dewasa berbentuk memanjang bergerak lambat didalam tanah. Panjangnya bervariasi maksimum 2 mm, sedangkan perbandingan antara panjang tubuh dan lebarnya mendekati 45. Kepalanya tidak berlekuk, panjang stiletnya hampir dua kali panjang stilet betina. Bagian posterior berputar 180º memiliki 1 sampai 2 testis. Betina dewasa berukuran panjang 430 sampai 740 μm. Stilet untuk menembus 11.5 sampai 14.5 μm. Nematoda betina memiliki stilet lemah melengkung ke arah dorsal dengan knob dan pangkal knob yang tampak jelas. Terdapat pola jelas pada stria disebut pola perineal (perineal pattern). Morfologi umum dari pola perineal Meloidogyne sp. dibagi menjadi dua, yaitu bagian dorsal dan ventral. Bagian dorsal terdiri dari lengkungan striae dorsal, punctations (tonjolan berduri), phasmid, ujung ekor, dan

5

garis lateral, sedangkan bagian ventral terdiri dari striae ventral, vulva, dan anus (Eisenback 2003).

Nematoda puru akar bersifat obligat tersebar luas baik di daerah iklim tropik maupun iklim sedang. Pembiakan tanpa jantan dalam reproduksi terjadi pada banyak jenis, tetapi pada jenis yang lain reproduksi seksual masih terjadi dalam perkembangbiakannya. Telur yang dihasilkan nematoda betina dewasa diletakkan berkelompok pada massa gelatinus yang betujuan untuk melindungi telur dari kekeringan dan jasad renik. Siklus NPA (Meloidogyne sp.) dapat dilihat pada gambar 1.

Gambar 1 Siklus hidup nematoda puru akar (Mitkowski dan Abawi 2003)

Umumnya Meloidogyne sp. berkembang biak secara partenogenetik dengan fase telur yang terdiri dari 4 stadium larva dan dewasa. Pergantian kulit pertama kali terjadi di dalam telur, sedangkan tiga pergantian berikutnya terjadi didalam jaringan tanaman. Larva stadium kedua infektif hidup bebas melakukan migrasi melalui tanah untuk menemukan akar tanaman yang sesuai, kecuali kalau telur-telur dihasilkan didalam puru atau didalam umbi tanaman, dimana saat larva telah menetas dan berpindah ke sisi makanan yang lain tanpa harus muncul ke atas permukaan tanah (Southey 1982). Larva masuk kedalam jaringan tanaman dan bergerak ke arah silinder pusat, seringkali berada di daerah pertumbuhan akar samping. Di derah dekat silinder pusat tersebut larva menetap dan menyebabkan perubahan sel-sel yang menjadi makanannya. Larva selanjutnya menggelembung dan melakukan pergantian kulit untuk kedua dan ketiga kalinya tanpa makan, selanjutnya larva akan menjadi jantan dewasa atau betina dewasa. Penentuan jenis

6

kelamin ini ditentukan oleh faktor lingkungan. Pada kondisi tertekan atau stres misalnya kepadatan tinggi dan suhu tinggi, cadangan makanan sedikit atau ketidaksesuaian tanaman inang maka presentase jantan lebih besar. Nematoda jantan akan lebih banyak terbentuk jika akar terserang berat dan zat makanan tidak mencukupi untuk perkembangan nematoda (Dropkin 1991).

Nematoda jantan berbentuk memanjang di dalam kutikula. Stadium larva ke empat selanjutnya keluar dari jaringan akar, sedangkan nematoda betina masih berada di dalam jaringan tanaman dengan bagian posterior tubuhnya berada pada permukaaan akar. Nematoda betina tersebut terus menerus menghasilkan telur selama siklus hidupnya, kadang-kadang mencapai jumlah lebih dari 1 000 telur. Ciri khas dari nematoda betina adalah tubuhnya yang berubah bentuk menjadi seperti buah pir. Lamanya siklus hidup dari telur hingga dewasa berlangsung tiga minggu sampai beberapa bulan, tergantung kepada kondisi lingkungan dan tumbuhan inangnya (Dropkin 1991).

Pengendalian Hayati

Pengendalian hayati merupakan salah satu komponen dari konsep pengendalian penyakit secara terpadu, yang bertujuan untuk mengurangi kepadatan inokulum patogen dan aktivitas patogen dengan memanipulasi lingkungan dan inang dengan menggunakan satu atau lebih agens antagonis. Agens pengendali hayati mempunyai kemampuan mempengaruhi pertumbuhan dan aktivitas patogen karena diduga adanya senyawa metabolit yang dikeluarkan serta adanya kompetisi ruang dan nutrisi (Baker dan Cook 1974).

Menurut Agrios (2005) pengendalian hayati merupakan perlindungan pada tanaman dari patogen tanaman termasuk mikroorganisme antagonis pada saat setelah atau sebelum terjadinya infeksi patogen. Mekanisme biokontrol organisme yaitu dalam melemahkan atau membunuh patogen tanaman dengan perlawanan yaitu memparasit patogen secara langsung, memproduksi antibiotik (toksin), dan kemampuannya dalam kompetisi ruang dan nutrisi, produksi enzim untuk melawan komponen sel patogen, menginduksi respon ketahanan tanaman, dan produksi metabolisme tanaman dalam menstimulasi perkecambahan spora patogen.

Pengendalian hayati penyakit tanaman merupakan baian dari pengelolaan komunitas dari mikroorganisme dalam suatu ekosistem. Pengendalian hayati dengan agens antagonis akan efektif apabila agens antagonis memiliki kemampuan bertahan dan berkembang pada kondisi alam terutama pada suhu tinggi. Pada umumnya agens antagonis hidup pada habitat yang sama dengan patogen. Agens antagonis terdiri dari dua golongan yaitu bakteri dan cendawan. Bacillus spp. dan Pseudomonas spp. merupakan kelompok bakteri antagonis yang telah efektif mampu menekan infeksi patogen tanah dengan memproduksi antibiotik dan kompetisi terhadap Fe3+ (Van dan Bellows 1996).

Pengendalian hayati dapat dilakukan dengan berapa cara misalnya dengan manipulasi lingkungan, introduksi agen antagonis, introduksi patogen avirulen alami serta mikroorganisme endofit untuk menginduksi sistem ketahanan tanaman inang (Cook dan Baker 1983). Pemanfaatan mikroorganisme endofit menjadi salah satu strategi pengendalian yang ramah lingkungan. Kelebihan bakteri endofit sebagai agens pengendali hayati yaitu mampu untuk mengendalikan penyakit

7

tumbuhan secara tidak langsung, dengan adanya senyawa tertentu yang dihasilkan yang dapat merangsang sistem pertahanan inang (Kobayashi dan Palumbo 2000).

Bakteri Endofit sebagai Agens Pengendali Hayati

Bakteri endofit didefinisikan sebagai bakteri yang seluruh atau sebagian siklus hidupnya berada dalam jaringan tanaman dan berasosiasi dengan tanaman inang dengan berada dalam seluruh jaringan tanaman, tetapi tanpa menyebabkan gejala penyakit pada tanaman inang tersebut (Rodewald et al. 2009). Tanaman mendapatkan manfaat dengan kahadiran bakteri endofit ini seperti memacu pertumbuhan tanaman, dan meningkatkan resistensi tanaman pada dari berbagai macam patogen dengan memproduksi antibiotik. Bakteri endofit juga memproduksi metabolit sekunder yang sangat penting bagi tumbuhan (Bandara et al. 2006). Bakteri endofit awalnya berasal dari lingkungan eksternal dan masuk ke dalam tanaman melalui stomata, lentisel, luka, melalui akar lateral dan akar yang berkecambah (Kaga et al. 2009). Luka pada tumbuhan yang diakibatkan oleh faktor biotik seperti nematoda juga menjadi faktor utama penting masuknya bakteri endofit ke dalam tanaman (Athman 2006).

Compants et al. (2005) menyatakan bahwa penggunaan bakteri endofit sebagai agens hayati, terutama yang memiliki kelebihan sebagai pemacu pertumbuhan lebih baik dibanding mikroorganisme yang hidup bebas. Keterikatan endofit dengan inangnya memberikan keuntungan lebih bagi endofit dibanding agens hayati lainnya, karena mereka tidak harus bersaing dalam ekosistem yang baru dan kompleks (Chen et al. 1995).

Kolonisasi bakteri endofit pada lapisan luar sel (exodermis, sclerenchyma) dan korteks akar, terjadi secara inter dan intraseluler dalam waktu 2 sampai 3 minggu, menyebabkan bagian aerenchyma (korteks) menjadi berair dan ini merupakan tempat terbesar bagi terbentunya mikrokoloni. Sebagain besar kolonisasi secara interseluler menyebabkan pengambilan nutrisi, terutama karbon oleh bakteri. Bakteri endofit juga mampu melakukan penetrasi ke dalam akar sampai pada stele, dan juga terdapat pada parenkim dan dalam jaringan xylem (Prakamhang 2007).

Bakteri endofit mampu meningkatkan ketahanan tanaman melalui beberapa cara: 1) secara langsung berfungsi antagonis atau mengeluarkan senyawa tertentu pada relung patogen, 2) menginduksi sistem resistensi, dan 3) meningkatkan toleransi tanaman terhadap tekanan lingkungan biotik (Hallmann 1999). Oleh karena itu, agar bakteri endofit mampu meningkatkankan resistensi tanaman, maka bakteri endofit juga harus kompatibel dengan tanaman inang sehingga mampu mengkolonisasi jaringan tanaman (Long et al. 2008).

Pengendalian biologi dengan menggunakan bakteri endofit merupakan salah satu alternatif pengendalian yang diharapkan dapat mengatasi masalah tersebut. Keunggulan bakteri endofit sebagai agens pengendali hayati, selain sebagai agens biokontrol, beberapa diantaranya juga mampu meningkatkan pertumbuhan tanaman yang dikenal dengan Plant Growth Promoting Rhizobacteria (PGPR), karena mampu meningkatkan ketersediaan nutrisi, menghasilkan hormon pertumbuhan (Bacon dan Hinton 2006), serta dapat menginduksi ketahanan tanaman yang dikenal dengan Induced Systemic Resistance (ISR) (Hallmann 2001; Kloepper dan Ryu 2006).

8

Banyak spesies dari bakteri endofit yang bersifat antagonis diantaranya: B. subtilis, R. solanacearum, P. fluorescens, P. putida, A. radiobacter, A. tumefaciens, E. herbicola, dan Serratia marcescens (Bacon dan Hinton 2006). Cara kerja dari bakteri endofit sebagai agens pengendali hayati diantaranya adalah memproduksi bahan campuran antimikroba, kompetisi ruang dan nutrisi, kompetisi mikronutrisi seperti zat besi dan produksi siderofor, serta dapat menyebabkan tanaman inang menjadi resisten (Bacon dan Hinton 2006).

Beberapa hasil penelitian menunjukkan bahwa penggunaan bakteri endofit yang diisolasi dari mentimun dan kapas dapat mengurangi populasi M. incognita pada mentimun sampai 50% (Halmann et al. 1997). Bakteri endofit B. pumilus dan B. mycoides efektif mengurangi jumlah puru dan telur M. incognita 33% dan 39% pada kopi (Mekete et al. 2009). Munif (2001) menguji 181 isolat bakteri endofit asal tomat terhadap M. incognita, 21 isolat dapat menghambat perkembangan nematoda M. incognita di rumah kaca. Selanjutnya Harni (2010) menggunakan isolat bakteri endofit asal nilam yaitu Achromobacter xylosoxidans, B. subtilis, Alcaligenes faecalis, B. cereus, dan P. putida dapat menekan populasi Pratylenchus brachyurus 74.0 sampai dengan 81.6% sekaligus dapat meningkatkan pertumbuhan nilam sebesar 46.97 sampai dengan 86.79%, dan filtratnya dapat membunuh nematoda dalam waktu 24 jam sebesar 7.71% (Harni et al. 2010).

Formulasi Agens Hayati

Formulasi merupakan tahap akhir dari pengembangan agens hayati. Tujuannya adalah agar produk agens hayati tersebut dapat disebarluaskan kepada pengguna Formulasi agens hayati memiliki beberapa kelebihan antara lain (1) dapat mempertahankan stabilitas agens hayati selama penyimpanan maupun pendistribusian, (2) meningkatkan persistensi agens di lapangan, (3) mempermudah aplikasi produk tersebut di lapangan, (4) melindungi agens dari faktor lingkungan yang kurang mendukung, dan (5) menambah aktivitas agens pada target inang. Formulasi terdari dari dua tipe, yaitu produk berbentuk padatan (tepung dan butiran), serta berbentuk suspensi (berbahan dasar minyak atau air, dan emulsi) (Jones dan Burges 1998).

Pemilihan bahan pembawa dalam formulasi dapat dilakukan dengan melihat tujuan formulasi dan jenis agens hayati yang akan diformulasikan. Bahan pembawa yang sesuai dapat menjaga viabilitas sel bakteri (Harahap 2011). Pemilihan bahan juga akan menentukan keefektifan formulasi tersebut untuk meningkatkan pertumbuhan tanaman, dan sebagai pengendali patogen (Ankardani et al. 2010).

Penurunan viabilitas sel dapat disebabkan oleh faktor suhu lingkungan, lama penyimpanan, perubahan kadar air, jenis dan sifat dari bahan pembawa (Bai et al. 2003). Noviana dan Raharjo (2009) perubahan jumlah populasi pada bahan pembawa dipengaruhi beberapa faktor yaitu nutrisi, suhu, proses produksi biomassa, awal penyimpanan, dan adanya senyawa toksik yang mungkin terkandung dalam bahan pembawa. Formulasi Tepung

Formulasi tepung yang berbentuk padatan dengan bahan pembawa talk, yaitu mineral yang sangat lunak dengan komposisi kimia (Mg3SiO10(OH)2) dengan kadar magnesium 26.228%, silikon 10.10%, oksigen 63.36% dan hidrogen 0.3626%. Talk

9

umumnya terjadi sebagai mineral sekunder hasil hidrasi batuan pembawa magnesium, seperti petidotit, gabro, dan dolomit dengan sedikit kadar air dan luas permukaan kurang dari 20 µm. Talk dapat berada di dalam pasir, lumpur, dan list yang mempunyai ikatan sangat kuat. Talk merupakan jenis tanah mineral yang dominan berasosiasi dengan kaolinit dan gibsit. Stabilitas talk relatif berbeda dengan mineral liat yang lain karena komponen talk mempunyai kandungan tanah liat yang sangat kuat. Talk juga memiliki sifat halus, licin, penghisap minyak dan lemak, konduktivitas listrik rendah, penghantar panas tinggi, dan berkekuatan tinggi (Dixon 1989).

Sulistiani (2009) melaporkan pengaruh interaksi jenis formulasi dan lama penyimpanan formulasi spora B. subtilis memberikan hasil yang beragam. Formulasi talk pada penyimpanan minggu ke-6 mencapai panjang optimum pada benih padi jika dibandingkan dengan formulasi lainnya. Hal ini terjadi karena kombinasi perlakuan paling efektif jika menggunakan formulasi talk dengan waktu aplikasi pada minggu keenam. Selain jenis formulasi lama penyimpanan juga memberikan pengaruh terhadap viabilitas spora.

Kuenpech dan Akarapisan (2014) melaporkan bahwa talk yang dicampur dengan tepung gandum, sodium alginat, gliserin, sukrosa, yeast extract mampu mempertahankan vaiabilitas sel bakteri B. subtilis B6. Selain mampu mempertahankan viabilitas sel bakteri formulasi tersebut juga diketahui mampu menekan pertumbuhan cendawan Colletrotichum sp. pada tanaman anggrek. Penelitian menggunakan talk sebagai bahan pembawa juga dilaporkan oleh Wahab et al. (2014), talk dengan penambahan selulosa, glukosa, silica copper, kalsium, besi, dan sodium dapat mempertahankan viabilitas Pseudomonas GanoEB3 sampai penyimpanan 12 bulan dan meningkatkan pertumbuhan kelapa sawit.

Selain talk, tepung tapioka juga sering digunakan dalam formulasi. Tepung tapioka pada dasarnya merupakan pati dari ketela pohon, dengan komposisi kimia yaitu serat 0.5%, air 15%, karbohidrat 85%, protein 0.5 sampai 0.7%, lemak 0.2%, dan energi (kalori/100 g). Wijayanti (2010) melaporkan bahwa tepung tapioka berpotensi sebagai campuran bahan pembawa Natrium alginat pada pupuk biologis yang dihasilkan melalui enkapsulasi. Viabilitas Azospirillum brasilense dalam kapsul Natrium alginat dan dalam formulasi bahan pembawa (perbandingan konsentrasi antara Natrium alginat dan tepung tapioka) sangat baik. Formulasi Cair

Formula cair yang banyak ditemui di kalangan masyarakat yaitu dengan memanfaatkan limbah air kelapa. Pemanfaatan air kelapa sebagai limbah organik untuk media tumbuh bakteri sudah lama digunakan. Limbah organik cair banyak digunakan sebagai media alternatif seperti limbah air kelapa dapat dijadikan media untuk pertumbuhan bakteri P. flourescens (Ratdiana 2007). Vigliar et al. (2006) melaporkan bahwa air kelapa mempunyai komposisi nutrisi yang lengkap berupa 95.5% air, 4% karbohidrat, 0.1% lemak, 0.02% kalsium, 0.01% fosfor, 0.5% besi, asam amino, vitamin C, vitamin B kompleks dan garam-garam mineral. Kandungan nutrisi yang lengkap pada air kelapa menyebabkan pertumbuhan populasi atau jumlah koloni B. subtilis cukup baik dan stabil selama dalam proses penyimpanan.

Hasil penelitian Yelti et al. (2014) juga melaporkan bahwa formulasi air kelapa dengan penambahan 2% gula merah hingga penyimpanan 60 hari dapat mempertahankan viabilitas bakteri pelarut fosfat 7.0 x 1010 sampai 2.82 x 1011 cfu

10

mL-1. Tingginya populasi bakteri pada formulasi air kelapa disebabkan oleh banyak sumber karbon yang terkandung di dalam air kelapa. Air kelapa mengandung air 91%, protein 0.14%, lemak 1.5%, karbohidrat 4.6%, dan abu 1.06%. Air kelapa mengandung berbagai nutrisi seperti sukrosa, dekstrosa, fruktosa serta vitamin B kompleks. Nutrisi tersebut sangat berguna untuk pertumbuhan bakteri pelarut fosfat (Demse 2008).

Selain air kelapa, molase juga banyak digunakan dalam formulasi cair. Molase adalah hasil samping yang berasal dari pembuatan gula tebu (Saccharum officinarum L.). Molase berupa cairan kental dan diperoleh dari proses pengolahan gula setelah mengalami kristalisasi berulang, yang berwarna coklat kehitaman. Molase berbagai sumber karbohidrat seperti glukosa, sukrosa, dan fruktosa (Paturau 1982). Kandungan karbohidrat yang kompleks pada molase dapat menyebabkan bertambah lamanya waktu inkubasi bakteri sebelum mencapai populasi maksimum. Hasil penelitian Derakhshan et al. (2008) menunjukkan bahwa formulasi cair menggunakan bahan molase mampu mempertahankan viabilitas cendawan L. Lecanii di atas 88% setelah disimpan 12 bulan. Formulasi Kompos

Bahan organik merupakan salah satu bahan yang dapat digunakan sebagai bahan pembawa agens biokontrol (Warrior et al. 2002). Penggunaan bahan organik sebagai bahan pembawa agens biokontrol mempunyai manfaat ganda karena selain menjadi bahan pembawa dan sumber nutrisi (food base) bagi agens biokontrol (Hoitink dan Boehm 1999). Bahan organik sendiri juga mempunyai kemampuan untuk menekan penyakit terbawa tanah (Noble dan Coventry 2005).

Kompos merupakan bahan organik, seperti daun-daunan, jerami, rumput-rumputan, dedak padi, batang jagung, sulur, carang-carang serta kotoran hewan yang telah mengalami proses dekomposisi oleh mikroorganisme pengurai, sehingga dapat dimanfaatkan untuk memperbaiki sifat-sifat tanah. Kompos mengandung hara-hara mineral yang esensial bagi tanaman. Di lingkungan alam terbuka, proses pengomposan bisa terjadi dengan sendirinya. Lewat proses alami rumput, daun-daunan dan kotoran hewan serta sampah lainnya lama kelamaan membusuk karena adanya kerja sama antara mikroorganisme dengan cuaca. Proses tersebut bisa dipercepat oleh perlakuan manusia, yaitu dengan menambahkan mikroorganisme pengurai sehingga dalam waktu singkat akan diperoleh kompos yang berkualitas baik. Dengan demikian, kompos merupakan sumber bahan organik dan nutrisi tanaman (Setyorini et al. 2006).

Bahan dasar kompos dengan variasi rasio C/N mengandung Nitrogen (N) kompos matang komposter 1, 2 dan 3 berturut-turut yaitu 2.71%, 2.63% dan 2.94%. Nilai Phosfor (P) kompos matang komposter 1, 2 dan 3 berturut-turut yaitu 1.96%, 2.13% dan 1.82%. Nilai Kalium (K) kompos matang komposter 1, 2 dan 3 berturut turut yaitu 7.36%, 7.57% dan 6.59%. Kadar air komposter 1, 2 dan 3 berturut-turut yaitu 20.27, 20.97% dan 18,33% (Widarti et al. 2015).

Hasil penelitian Jayaningrum et al. (2014) melaporkan bahwa perlakuan kompos steril yang ditambah mikroba antagonis paling baik dalam menyebabkan kerusakan pada telur Meloidogyne spp. yaitu sebesar 53.24% sedangkan perlakuan kompos steril:kascing steril (1:1 v/v) yang ditambah mikroba antagonis dapat menyebabkan J2 Meloidogyne spp. rusak atau mati sebesar 92.06%.

11

METODE

Tempat dan Waktu Penelitian

Penelitian dilakukan Laboratorium Nematologi Tumbuhan, Departeman Proteksi Tanaman, Fakultas Pertanian, Institut Pertanian Bogor dan Rumah kaca Balai Penelitian Tanaman Rempah dan Obat-obatan Cimanggu Bogor. Waktu pelaksanaan penelitian dilakukan pada bulan Juli 2014 sampai April 2015.

Karakterisasi Morfologi Bakteri Endofit

Bakteri endofit yang digunakan dalam penelitian ini adalah Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER yang diisolasi dari tanaman lada dan isolat MSJ yang diisolasi dari tanaman mahoni. Isolat diremajakan pada media Tryptic Soya Agar (TSA) 100%, kemudian diinkubasi selama 24 sampai 48 jam pada suhu ruang. Bakteri endofit yang telah tumbuh diamati bentuk morfologinya, kemudian sebanyak satu petri dimasukkan kedalam 100 mL TSB dan di goyang menggunakan shaker selama 24 jam untuk keperluan selanjutnya.

Uji Patogenesitas Bakteri Endofit pada Tumbuhan

Isolat bakteri endofit ditumbuhkan pada media TSA selama 48 jam. Bakteri diambil dan disuspensikan pada media Tryptic Soya Broth (TSB), kemudian di shaker dengan kecepatan 100 rpm selama 24 jam pada suhu ruang. Suspensi bakteri disuntikkan menggunakan jarum pada daun tembakau hingga membasahi ruang antar sel. Pengamatan dilakukan setelah 24 sampai 48 jam dengan melihat ada tidaknya gejala nekrotik pada daun tembakau.

Karakterisasi Fisiologis Bakteri Endofit

Uji Pewarnaan Gram Sebanyak 0.5 mL akuades steril diteteskan pada permukaan kaca objek,

kemudian koloni tunggal isolat bakteri diambil dengan jarum ose dan disebar secara merata. Olesan bakteri tersebut dibiarkan kering dengan cara difiksasi pada api bunsen sampai agak kering, kemudian diberikan 0.5 mL larutan kristal violet dan dibiarkan selama satu menit dan dibilas dengan akuades. Bakteri tersebut diberi larutan iodium dan dibiarkan selama dua menit dan dibilas dengan akuades. Preparat dicuci dengan alkohol 96% dan dibilas dengan akuades dan ditambahkan pewarna pembanding safranin dan dibilas kembali dengan akuades. Preparat ditetesi dengan minyak emersi dan diamati dibawah mikroskop cahaya dengan perbesaran 40 x 10 untuk melihat bentuk dan warna sel bakteri (Schaad et al. 2001).

Uji Gram Bakteri dengan KOH 3%

Sebanyak satu tetes larutan KOH 3% diteteskan di atas gelas objek steril. Koloni bakteri yang telah dimurnikan sebelumnya diambil dengan menggunakan jarum ose dan dicampurkan pada larutan KOH 3% untuk membentuk lendir. Bakteri Gram negatif ditunjukkan dengan lengket dan yidak putusnya lendir ketika

12

diangkat perlahan dengan jarum ose setinggi 5 sampai 7 cm, sedangkan Gram positif tidak menunjukkan terangkatnya lendir oleh jarum ose. Aktivitas Kitinolitik

Uji produksi enzim kitinase dilakukan dengan menggunakan media spesifik kitin 1% dengan komposisi 15 g bacto agar, 5 g glukosa, 2 g pepton, 10 g koloidal kitin, 0.5 g K2HPO4. 0.5 g MgSO4, 0.5 g NaCl dalam 1 L akuades. Media yang telah disterilisasi dengan autoklaf pada suhu 121 oC dan tekanan 17 psi dituang pada cawan petri, kemudian bakteri endofit digores pada media tersebut. Aktivitas kitinolitik ditandai dengan terbentuknya zona bening disekitar koloni bakteri setelah diinkubasi selama 24 sampai 72 jam (Hariprasad et al. 2011). Aktivitas Proteolitik

Uji proteolitik menggunakan media Skim Milk Agar (SMA) 1% yaitu TSA yang ditambahkan didalamnya dengan susu skim. Media TSA 100% sebanyak 900 mL disterilisasi dengan autoklaf pada suhu 121 oC dan tekanan 17 psi, kemudian ditambahkan susu skim 10 g dalam 100 mL akuades yang telah dipasteurisasi pada suhu 110 oC selama 10 menit. Bakteri endofit di gores pada media SMA dan diinkubasi pada suhu ruang selama 24 sampai 72 jam. Aktivitas proteolitik di-tunjukkan dengan terbentuknya zona bening di sekitar koloni bakteri (Baehaki et al. 2011).

Aktivitas Lipolitik Uji lipolitik menggunakan media rhodamin-B. Komposisi media dalam satu

liter terdiri dari 8 g NB, 4 g sodium klorid, 10 g agar, dan larutan rhodamin B sebanyak 0.001% dengan pH 7. Media di sterilisasi autoklaf pada suhu 121 oC selama 15 menit. Minyak zaitun (2.5%) sebelum media dituang dalam cawan petri. Isolat bakteri endofit digores pada media dan dilakukan pengamatan dibawah lampu UV setelah inkubasi 48 jam (Kouker dan Jaeger 1987)

Uji Aktivitas Pelarut Fosfat

Uji kemampuan bakteri untuk memobilisasi fosfat menggunakan medium Pikovskaya agar dengan penambahan Tri-Calcium Phosphate (TCP). Komposisi dalam satu liter media terdiri dari glukosa 10 g, NaCl 0.2 g, KCl 0.2 g, MgSO4 0.1 g, MnSO4 2.5 mg, FeSO4 2.5 mg, yeast extract 0.5 g, (NH4)2.SO4 0.5 g, dan agar 15 g. Media disterilisasi dengan autoklaf pada suhu 121 oC dan tekanan 17 psi kemudian dituang pada cawan petri. Bakteri digores pada medium dan diinkubasi pada suhu ruang selama 4 sampai 8 hari. Zona bening di sekitar bakteri menunjukkan adanya kemampuan bakteri untuk melarutkan fosfat (Thakuria et al. 2004).

Penambat Nitrogen

Uji penambat nitrogen menggunakan media semi padat NFB (Nitrogen Free Bromthymol Blue). Komposisi dalam satu liter media terdiri dari asam malat 5 g, Na2.HPO4. 0.5 g, MgSO4.7H2O 0.2 g, NaCl 0.1 g, CaCl 0.02 g, Trace element solution (Na2MoO4.2H2O 0.2 g, MnSO4.H2O 0.235 g, asam borat 0.28 g, CuSO4.5H2O 0.008 g, ZnSO4.7H2O 0.024 g, akuades 1 L), Bromothymol Blue (0.5% aqueous solution disolved dalam 0.2 N KOH) 2.0 mL, Iron EDTA solution (1.64%) 4 g, vitamin solution (Biotin 0.01 g, Pyridoxin 0.02 g, akuades 1 L), KOH

13

4 g, agar 1.75 g. Bakteri endofit ditumbuhkan pada media TSB 100%, kemudian 1 mL suspensi bakteri dengan kerapatan 108 cfu mL-1 ditumbuhkan pada 9 mL media NFB dan diinkubasi selama 48 jam. Kemampuan bakteri untuk menambat nitrogen ditandai dengan perubahan warna media menjadi biru atau biru tua serta terbentuknya lapisan lendir atau pellicle pada permukaan media menandakan bahwa isolat bakteri mampu menambat nitrogen (Yim et al. 2009).

Produksi Hormon Auksin (IAA) Satu jarum ose isolat bakteri endofit dikulturkan pada 10 mL media Nutrient

Broth (NB) yang sudah ditambahkan L-triptofan 0.2 mM, kemudian di shaker selama 48 jam dengan kecepatan 150 rpm pada suhu ruang. IAA yang diproduksi oleh bakteri endofit diuji dengan metode kolorimetri dengan menggunakan reagen Salkowski yang mengandung 150 ml H2SO4 pekat, 250 akuades, 7.5 mL.FeCl3. 6 H2O 0.5 M. Sebanyak 3 mL kultur dari tiap perlakuan bakteri yang di uji dimasukkan ke dalam tabung eppendorf, kemudian disentrifugasi dengan kecepatan 10 000 rpm selama 15 menit. Sebanyak 2 mL supernatan yang diperoleh dimasukkan ke dalam tabung reaksi steril dan ditambahkan 2 mL reagen Salkowski (supernatan : reagen = 1:1). Suspensi diinkubasi selama 48 sampai 120 jam pada suhu ruang dan dilakukan pengukuran serapan IAA dengan menggunakan spektrofotometer (Spectronic 20) pada panjang gelombang 510 nm) (Widyawati 2008).

Uji Antibiosis Bakteri Endofit terhadap Fusarium oxysporum

Uji antagonis terhadap isolat cendawan F. oxysporum dilakukan pada cawan petri yang berisi medium PDA. Bakteri endofit uji digoreskan pada dua sisi medium dengan jarak 1 cm dari pinggir. Isolat cendawan yang telah berumur 7 hari dengan diameter 0.5 cm diletakkan pada pusat medium (Gambar 2). Pengamatan dilakukan terhadap zona hambat yang dihasilkan pada hari ke-5 yang dihitung dengan rumus:

P = [R1 − R2

R1] x 100%

Dengan P = persentase penghambatan pertumbuhan (%); R1 = jarak jari-jari

miselium hingga tepi bakteri (cm); R2 = jarak jari-jari miselium hingga tepi zona hambat (cm).

Gambar 2 Skema uji antibiosis bakteri endofit terhadap Fusarium oxysporum. (A)

bakteri endofit uji, (B) isolat cendawan patogen

14

Uji Potensi Bakteri Endofit sebagai Pemacu Pertumbuhan Bibit Mentimun

Pengujian ini bertujuan untuk mengetahui kemampuan bakteri endofit dalam meningkatkan pertumbuhan bibit mentimun. Pengujian dilakukan dengan cara menumbuhkan isolat bakteri pada 100 mL media TSB 100% kemudian di shaker selama 48 jam. Setelah 48 jam benih mentimun yang telah disterilisasi permukaan dengan menggunakan alkohol 70% selama 40 detik, tween 20% selama 1 menit, dan dibilas dengan akuades steril sebanyak 3 kali. Biji direndam dalam suspensi bakteri endofit selama 24 jam, kemudian ditumbuhkan pada media tanah steril. Rancangan yang digunakan adalah rancangan acak lengkap dengan 6 kali ulangan. Peubah yang diamati adalah jumlah daun, tinggi tanaman dan panjang akar. Data yang diperoleh dianalisis menggunakan analisis ragam (ANOVA) dengan menggunakan program Statistical Analysis System (SAS) versi 9.0 dan uji lanjut Duncan Multiple Range Test (DMRT) untuk melihat perbedaan tiap perlakuan pada tingkat kepercayaan 5% (Munif et al. 2013).

Formulasi Tepung Bakteri Endofit

Formulasi yang digunakan dalam penelitian ini terdiri atas 4 jenis formulasi tepung yaitu formulasi 1, 2, 3, dan 4 (Tabel 1).

Tabel 1 Komposisi bahan yang digunakan untuk pembuatan formulasi tepung bakteri endofit

No Bahan formulasi Formulasi F1 F2 F3 F4

1 Talk 50.0 g 50.0 g 50.0 g 50.0 g 2 Pepton 1.0 g 1.0 g 1.0 g 1.0 g 3 CMC 0.5 g 0.5 g 0.5 g 0.5 g 4 Gula merah 1.5 g - - - 5 Gula putih - 1.5 g 1.5 g - 6 Yeast extract - - 1.0 g 1.0 g 7 Bentonit - - - 1.0 g 8 Kalsium karbonat - - - 0.8 g 9 Dextrose - - - 1.0 g 10 Molase - - - 3.0 mL

(-) tidak menggunakan bahan formulasi

Bahan-bahan tersebut ditimbang kemudian dimasukkan dalam plastik tahan panas ukuran 250 g dan disterilisasi autoklaf pada suhu 121 oC dan tekanan 17 psi selama 30 menit. Bahan-bahan yang telah steril ditambahkan dengan suspensi bakteri endofit 5 mL (108 cfu mL-1) untuk dosis 50 g talk, kemudian dicampur secara merata dalam plastik tahan panas dan diinkubasi pada suhu ruang. Proses ini dilakukan secara aseptik di dalam Laminar Air Flow (Muis 2006); Rajendaran dan Samiyappan 2008).

15

Uji Viabilitas Bakteri Endofit dalam Formulasi Tepung secara In vitro

Uji viabilitas bertujuan untuk mengetahui jangka waktu kemampuan bakteri endofit bertahan di dalam formulasi. Pengujian viabilitas atau kemampuan daya tumbuh bakteri dilakukan dengan cara mengambil 1 g formulasi, dilakukan pengenceran berseri sampai dengan pengenceran 10-4. Hasil pengenceran 10-4

diambil 0.1 mL kemudian ditumbuhkan pada media TSA 100%, selanjutnya diinkubasi pada suhu ruang selama 24 sampai 48 jam. Jumlah koloni yang tumbuh dihitung, selanjutnya dikonversikan ke dalam satuan cfu mL-1 dengan rumus:

Populasi bakteri = r

p x v

Dengan r = jumlah koloni yang tumbuh pada cawan dengan faktor

pengenceran ke- (cfu); p = faktor pengenceran ke; v = volume suspensi yang disebar pada cawan (mL) (Caesar dan Burr 1991).

Uji Keefektifan Formulasi Tepung secara In vivo

Formulasi tepung bakteri endofit diaplikasikan dengan cara

mencampurkannya pada tanah disekeliling tanaman lada dalam polybag. Aplikasi dilakukan pada bulan pertama dan bulan ketiga. Penelitian menggunakan Rancangan Acak Lengkap dengan 4 jenis formulasi tepung (F1, F2, F3, dan F4), 3 isolat bakteri endofit (Bacillus sp. AA2, Bacillus sp. MER dan isolat MSJ) dan 2 dosis talk (25 g dan 50 g) untuk 5 kg tanah. Kontrol positif tanaman diinokulasi dengan nematoda dan sebagai pembanding digunakan nematisida sintetik dengan bahan aktif carbofuran 2 g untuk 5 kg tanah.

Nematoda diinokulasikan satu minggu setelah aplikasi formulasi bakteri endofit. Inokulasi nematoda menggunakan 250 mL tanah terinfeksi yang diambil dari lapangan di perkebunan lada di Bangka, yang dicampurkan dengan tanah dalam polybag. Jumlah nematoda yang diinokulasi adalah 400 nematoda per polybag. Penghitungan Populasi Nematoda

Penghitungan populasi nematoda dilakukan menggunakan metode ekstraksi Flotasi-Sentrifugasi. Tanah sampel diambil 100 mL dari setiap polybag, kemudian dimasukkan kedalam wadah berisi 800 mL air bersih dan didiamkan selama 20 detik. Cairan dituangkan melalui saringan bertingkat (20, 100 dan 500 mesh). Hasil penyaringan pada saringan 500 mesh dimasukkan kedalam centrifuge tube, kemudian suspensi di sentrifugasi selama 5 menit dengan kecepatan 1 700 rpm. Setelah di sentrifugasi cairan dibuang dan menyisakan endapan, kemudian endapan dicampur dengan larutan gula 40% dan diaduk. Suspensi di sentrifugasi kembali selama 1 menit dengan kecepatan 1 700 rpm, kemudian larutan gula berisi nematoda disaring dan dicuci dengan saringan 500 mesh. Hasil saringan dimasukkan dalam botol koleksi untuk dilakukan penghitungan.

16

Variabel Pengamatan Variabel yang diamati adalah variabel agronomis dan patologis. Variabel

agronomis terdiri atas tinggi tanaman, jumlah cabang, jumlah daun, jumlah ruas, bobot segar tajuk, bobot segar akar, bobot kering tajuk dan bobot kering akar. Variabel patologis terdiri atas jumlah puru akar, populasi nematoda dalam akar, populasi nematoda di tanah, dan skala kerusakan akar.

Analisis Data

Data yang diperoleh dianalisis menggunakan (ANOVA) dengan menggunakan program SAS versi 9.0 dan uji lanjut DMRT untuk melihat perbedaan tiap perlakuan formulasi tepung pada tingkat kepercayaan 5%.

17

HASIL DAN PEMBAHASAN

Karakterisasi Morfologi Koloni Bakteri Endofit

Bacillus sp. AA2 dan MER dapat tumbuh dengan baik dan didapat biakan murni setelah 24 jam pada media Triptic Soya Agar (TSA) dengan ciri yaitu bentuk bundar dan tidak beraturan, tepian licin, elevasi cembung, dan berwarna putih susu, sedangkan isolat MSJ diperlukan waktu 48 jam untuk tumbuh maksimal pada media TSA 100% dengan bentuk koloni bulat, tepian rata halus, berwarna kekuningan, dan berlendir (Gambar 3).

Gambar 3 Morfologi bakteri endofit pada media TSA 100%. (a) Bacillus sp. AA2,

(b) Bacillus sp. MER, (c) isolat MSJ

Uji Patogenesitas Bakteri Endofit pada Tumbuhan

Uji hipersensitifitas daun tembakau untuk mengetahui patogenesitas dilakukan terhadap 3 isolat bakteri endofit yaitu Bacillus sp. AA2, Bacillus sp. MER dan isolat MSJ. Air steril digunakan sebagai kontrol negatif dan bakteri patogen Erwinia caratovora sebagai kontrol positif. Hasil uji hipersensitif menunjukkan reaksi negatif pada ketiga isolat bakteri endofit. Hal tersebut ditandai dengan tidak adanya gejala nekrosis yang timbul pada daun tembakau setelah pengamatan selama 24 sampai 48 jam. Kontrol positif (Erwinia caratovora) menunjukkan adanya gejala nekrosis pada daun tembakau tersebut (Gambar 4).

Gambar 4 Uji patogenesitas bakteri endofit pada daun tembakau. (a) kontrol

positif menunjukkan gejala nekrotik, (b) perlakuan bakteri endofit tidak menunjukkan gejala nekrotik

a b c

a b

18

Trinayanti (2012) menyatakan bahwa respon hipersensitif merupakan reaksi pertahanan yang cepat dari tanaman menghadapi patogen yang tidak kompatibel disertai kematian sel yang cepat pada jaringan di daerah yang disuntikkan suspensi bakteri sehingga keberadaannya tidak mempengaruhi pertumbuhan tanaman inang. Wick (2010) menyatakan bahwa uji hipersensitif pada tanaman tembakau merupakan cara yang cepat dan praktis untuk mengetahui patogenesitas suatu kultur bakteri. Berdasarkan hasil uji reaksi hipersensitif pada tanaman tembakau, seluruh isolat bakteri endofit yang diuji bersifat non patogenik, sehingga dapat digunakan untuk pengujian selanjutnya.

Karakterisasi Fisiologis Bakteri Endofit

Hasil pengujian beberapa karakter fisiologis bakteri endofit menunjukkan bahwa Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER tergolong bakteri Gram positif, sedangkan isolat MSJ merupakan bakteri Gram negatif. Ketiga isolat tersebut menunjukkan kemampuan menghasilkan hormon IAA. Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER menghasilkan enzim protease dan kitinase, enzim lipase hanya dihasilkan oleh isolat MSJ. Berdasarkan uji penambat nitrogen diketahui bahwa Bacillus sp. AA2 dan isolat MSJ mampu menambat nitrogen (Tabel 2).

Tabel 2 Karakter fisiologis bakteri endofit

Karakter fisiologis Isolat bakteri endofita

Bacillus sp. AA2 Bacillus sp. MER Isolat MSJ Uji reaksi hipersensitif - - - Uji Gram + + - Uji kitinolitik + + - Uji proteolitik + + - Uji lipolitik - - + Produksi IAA + + + Pelarut fosfat - - - Penambat nitrogen + - +

aIsolat bakteri dengan kode positif (+) menunjukkan bahwa bakteri tersebut positif pada uji-uji fisiologis, isolat bakteri dengan kode negatif (-) menunjukkan bahwa bakteri tersebut negatif pada uji-uji fisiologis

Uji Gram dengan Pewarnaan

Uji Gram dengan pewarnaan menunjukkan bahwa Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER termasuk golongan bakteri Gram positif, yang ditandai dengan perubahan warna sel bakteri yang berwarna ungu dan berbentuk kokus. Isolat MSJ tergolong bakteri Gram negatif yang ditandai dengan sel berwarna merah dan berbentuk batang (Gambar 5).

Reaksi pewarnaan Gram dibedakan berdasarkan komposisi dinding sel bakteri. Dinding sel bakteri Gram negatif terdiri atas 5 sampai 20% peptidoglikan, selebihnya adalah polisakarida, sedangkan dinding sel bakteri Gram positif mengandung 90% peptidoglikan. Sel bakteri Gram positif terlihat berwarna ungu karena dapat membentuk ikatan komplek dengan pewarna pertama yaitu komplek ungu kristal-iodium. Pada sel bakteri Gram negatif pemberian larutan alkohol 95%

19

dapat meningkatkan porositas dinding sel dengan melarutkan lipid pada membran luar sehingga komplek ungu kristal-iodium akan terlepas dan sel menjadi tidak berwarna. Selanjutnya sel akan berwarna merah karena terwarnai oleh warna pembanding yaitu safranin (Agustina et al. 2013).

Gambar 5 Uji pewarnaan Gram bakteri endofit. (a) sel bakteri Gram negatif

berwarna merah, (b) sel bakteri Gram positif berwarna ungu Uji Gram dengan KOH 3% Uji Gram dengan KOH 3% menunjukkan bahwa Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER merupakan bakteri Gram positif. Hal ini ditunjukkan dengan tidak terbentuknya lendir saat direaksikan dengan KOH 3%. Isolat MSJ merupakan bakteri Gram negatif, yang ditandai dengan terbentuknya lendir saat biakan dicampurkan dengan KOH 3% (Gambar 6).

Gambar 6 Uji Gram dengan KOH 3%. (a) bakteri Gram negatif membentuk lendir

dan tidak putus ketika diangkat perlahan dengan jarum ose, (b) bakteri Gram positif tidak menunjukkan terangkatnya lendir oleh jarum ose

Tidak terbentuknya lendir pada bakteri Gram positif karena dinding sel

bakteri Gram positif lebih tahan terhadap KOH, sehingga dinding sel tidak pecah. Shivas dan Beasley (2005) menyatakan bahwa dinding sel bakteri Gram negatif lebih sensitif dan tidak memiliki ketahanan terhadap penghambat basa seperti larutan KOH. Apabila sel bakteri Gram negatif direaksikan dengan larutan KOH

a b

a b

20

akan menyebabkan dinding sel bakteri pecah dan terjadi lisis dan DNA dibebaskan. DNA bersifat sangat kental di dalam air, sehingga terbentuk benang berlendir.

Aktivitas Kitinolitik Aktivitas kitinolitik bakteri endofit dapat diamati setelah 48 jam inkubasi.

Hasil pengamatan menunjukkan bahwa Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER menunjukkan hasil positif, sedangkan isolat MSJ menunjukkan hasil negatif (Gambar 7). Hasil positif tersebut ditandai dengan terbentuknya zona bening di media agar yang mengandung kitin koloid agar. Zona bening yang terbentuk mengindikasikan bahwa bakteri tersebut mengeluarkan enzim yang mampu merombak substrat kitin yang terdapat dalam media agar.

Gambar 7 Uji aktivitas kitinolitik. (a) Bacillus sp. AA2 membentuk zona bening,

(b) isolat MSJ tidak membentuk zona bening

Beberapa laporan menjelaskan bahwa bakteri yang menghasilkan enzim kitinase mampu mengendalikan berbagai jenis patogen dari golongan cendawan, nematoda dan hama karena sebagian besar dinding sel patogen tersebut terdiri atas kitin. Kitinase adalah enzim yang dihasilkan oleh bakteri yang menghidrolisis ikatan β-1.4 antar N-asetilglukosamina (NacGlc) pada kitin, suatu polimer polisakarida penyusun dinding sel beberapa patogen. Oleh karena itu, kitinase sangat dikenal sebagai salah satu anti mikroba (Neuhaus 1999).

Penelitian Harni et al. (2007) menunjukkan bahwa bakteri endofit Bacillus NJ46, Bacillus NA22, dan Bacillus NJ2 mampu menekan populasi nematoda Pratylenchus brachyurus cukup tinggi. Terjadinya penekanan tersebut diduga disebabkan oleh metabolit sekunder, enzim kitinase, dan protease yang dihasilkan oleh bakteri-bakteri tersebut. Enzim kitinase dapat digunakan langsung oleh bakteri untuk mendegradasi dinding sel patogen. Enzim kitinase memiliki peran penting dalam pengendalian nematoda karena enzim ini mampu mendegradasi lapisan tengah telur nematoda seperti M. javanica, R. reniformis, Tylenchulus semipenetrans, dan Pratylenchus brachyurus (Tian et al. 2007), dan lapisan telur Heterodera schactii dan H. glycines (Roland dan Marcus 1986). Cronin et al. (1997) menjelaskan bahwa enzim kitinase dapat menghambat penetasan telur G.

a b

21

rostochiensis sampai 70% dan enzim ini mampu mengendalikan populasi nematoda M. javanica serta meningkatkan pertumbuhan tanaman tomat.

Aktivitas Proteolitik

Pengamatan aktivitas proteolitik bakteri endofit menunjukkan bahwa isolat bakteri dari golongan Bacillus AA2 dan MER memperlihatkan adanya aktivitas proteolitik setelah 48 jam inkubasi. Hal tersebut ditandai dengan terbentuknya zona bening disekeliling bakteri pada media TSA dengan susu skim. Isolat MSJ tidak memperlihatkan terbentuknya zona bening disekitar isolat bakteri (Gambar 8). Ini mengindikasikan bahwa isolat MSJ tidak menghasilkan enzim protease, sedangkan Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER dapat menghasilkan enzim protease.

Gambar 8 Uji aktivitas proteolitik. (a) Bacillus sp. AA2 membentuk zona bening,

(b) isolat MSJ tidak membentuk zona bening

Bakteri proteolitik adalah bakteri yang memproduksi enzim protease ektraseluler. Enzim protease di produksi oleh bakteri di dalam sel kemudian dilepaskan ke mediumnya. Menurut Abraham et al. (1993) seluruh bakteri memiliki enzim protease, namun tidak semua enzim protease tersebut dilepaskan ke medium. Bakteri yang mampu memproduksi enzim protease ekstraseluler akan membentuk zona bening di sekitar koloni bakteri karena hilangnya partikel kasein yang terdapat pada media Skim Milk Agar. Kasein dihidrolisis oleh enzim protease ekstraseluler menjadi peptida-peptida dan asam amino.

Zona bening yang terbentuk di sekitar koloni bakteri merupakan tanda hilangnya partikel kasein di media susu skim. Adanya enzim proteolitik ekstraseluler bakteri, kasein akan terhidrolisis menjadi peptida-peptida dan asam amino yang larut. Enzim ekstraseluler Bacillus sp. sangat efisien dalam memecah berbagai senyawa karbohidrat, lipid dan protein rantai panjang menjadi unit-unit rantai pendek atau senyawa-senyawa yang lebih sederhana (Yusufa et al. 2012).

Bakteri yang mempunyai aktivitas proteolitik mempunyai kemampuan untuk menghasilkan enzim protease yang disekresikan ke lingkungannya. Enzim proteolitik ekstraseluler ini selanjutnya menghidrolisis senyawa-senyawa bersifat protein menjadi oligopeptida, peptida rantai pendek dan asam amino. Diameter zona bening yang terbentuk dapat menunjukan secara kualitatif tingginya kemampuan proteolitik enzim protease yang dihasilkan atau juga tingginya jumlah

a b

22

enzim yang diproduksi dan dilepas keluar. Keberadaan enzim protease ekstraseluler ini sangat penting bagi kehidupan bakteri karena menyediakan kebutuhan senyawa bernitrogen yang dapat diangkut ke dalam sel (Setyati dan Subagiyo 2012).

Enzim protease ektraseluler yang diproduksi oleh bakteri endofit memiliki peran penting untuk mengendalikan beberapa jenis patogen tanaman. Bonants et al. (1995) melaporkan bahwa enzim protease yang diproduksi oleh Paecilomyces lilacinus mampu menghambat penetasan telur nematoda M. hapla. Tian et al. (2007) dan Siddiqui et al. (2005) menyatakan produksi enzim protease ekstraseluler oleh bakteri merupakan salah satu mekanisme bakteri sebagai agen pengendali nematoda puru akar Meloidogyne spp.

Aktivitas Lipolitik

Uji kualitatif enzim lipolitik yang ditumbuhkan pada media substrat mengandung Rhodamin B. Hasil pengamatan menunjukkan isolat MSJ mengeluarkan pendaran berwarna oranye kekuningan di sekitar koloni bakteri yang diamati di bawah lampu UV, sedangkan isolat Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER tidak mengeluarkan pendaran berwarna oranye (Gambar 9). Pendaran tersebut terbentuk oleh suatu kompleks antara ion asam lemak yang dihasilkan pada reaksi hidrolisis enzimatik oleh lipase dengan kation Rhodamin B (Kouker dan Jaeger 1987). Hal ini menunjukkan bahwa isolat MSJ mampu menghasilkan enzim lipase.

Gambar 9 Uji aktivitas lipolitik. (a) Bacillus sp. AA2 tidak membentuk pendaran

berwarna oranye, (b) isolat MSJ membentuk pendaran berwarna oranye kekuningan

Uji Penambatan Nitrogen Uji penambat nitrogen dilakukan pada media NFB dengan cara

menginokulasikan 1 mL suspensi bakteri ke media tersebut, kemudian diinkubasi selama 48 jam. Berdasarkan hasil pengujian terhadap tiga isolat bakteri endofit diketahui bahwa Bacillus sp. AA2 dan isolat MSJ mampu berperan sebagai bakteri penambat nitrogen. Hal tersebut ditandai dengan terbentuknya pellicle atau lapisan lendir dan terjadinya perubahan warna menjadi kebiruan pada media NFB (Gambar 10).

a b

23

Gambar 10 Uji bakteri penambat nitrogen. (a) Bacillus sp. AA2 membentuk lapisan

lendir dan berubah warna menjadi kebiruan, (b) Bacillus sp. MER tidak membentuk lapisan lendir dan tidak berubah warna menjadi kebiruan

Nitrogen dibutuhkan tanaman untuk perkembangannya. Davies dan Winsor (1967) menyatakan bahwa pemberian nitrogen yang cukup pada tanaman tomat dapat meningkatkan pembentukan buah tomat. Salah satu cara agar nitrogen tersedia bagi tanaman adalah menggunakan bakteri endofit yang memiliki kemampuan menambat nitrogen.

Terbentuknya lapisan lendir pada permukaan media NFB semipadat ini menunjukkan kondisi yang baik untuk aktivitas nitrogenase. Lapisan lendir yang dihasilkan oleh bakteri pada media NFB disebabkan di dalam medium tidak ada kelebihan oksigen, laju difusi oksigen sama dengan laju respirasi organisme merupakan kondisi yang baik untuk aktivitas enzim nitrogenase yang mambantu mereduksi asetilen menjadi etilen (Tarigan et al. 2013). Uji Pelaruta Fosfat

Berdasarkan pengujian terhadap tiga isolat bakteri endofit, diketahui bahwa ketiga isolat tersebut tidak mampu melarutkan fosfat karena setelah 7 hari inkubasi tidak terlihat adanya zona bening di sekitar bakteri uji. Tidak semua bakteri endofit dapat melarutkan fosfat. Ketersediaan fosfat bukan satu-satunya faktor yang berpengaruh terhadap pertumbuhan tanaman, tetapi dapat dipengaruhi oleh faktor lainnya seperti dapat menghasilkan hormon pertumbuhan IAA (Sutariati et al. 2006).

Lebih lanjut Sutariati et al. (2006) juga melaporkan bahwa perlakuan dengan Bacillus sp. isolat BG14 dan BG33, P. PG22 dan PG25, serta Serratia sp. isolat SG04 yang semuanya tidak mempunyai kemampuan melarutkan fosfat mampu memacu pertumbuhan bibit cabai melebihi pertumbuhan bibit tanpa perlakuan rizobakteri. Dalam hal ini, pengaruh ketersediaan fosfat terhadap pertumbuhan bibit cabai sampai dengan 4 minggu diduga belum optimal karena fosfat tersedia atau terlarut telah tercukupi oleh media tanam, sehingga perlakuan isolat rizobakteri dengan atau tanpa kemampuan melarutkan fosfat bukan merupakan faktor utama.

a b

24

Produksi Hormon IAA Hasil pengamatan menunjukkan bahwa ketiga isolat bakteri endofit yang di

uji mampu menghasilkan hormon IAA. Hasil pengukuran kadar IAA secara in vitro menunjukkan kemampuan yang berbeda dalam menghasilkan hormon IAA. Hal tersebut dipengaruhi oleh sifat fisiologi masing-masing bakteri, dimana setiap bakteri mempunyai kemampuan yang berbeda dalam mengonversi triptofan menjadi IAA. Konsentrasi hormon IAA Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER pada inkubasi 48 jam masing-masing adalah 0.4851 ppm dan 0.0056 ppm, namun meningkat setelah inkubasi 120 jam, masing-masing adalah 0.6573 ppm dan 0.2673 ppm (Tabel 3). Hal tersebut diduga karena isolat tersebut juga menggunakan hormon IAA yang dihasilkannya untuk bermetabolisme. Menurut Lestari et al. (2007) bahwa pada awal inkubasi sumber nutrisi tinggi sehingga produksi IAA tinggi dan terus meningkat meskipun tidak secara nyata namun konsisten sampai akhir inkubasi. Tabel 3 Konsentrasi hormon IAA yang dihasilkan bakteri endofit

Isolat bakteri endofit Konsentrasi IAA (ppm) 48 jam 120 jam

Bacillus sp. AA2 0.4851 0.65735 Bacillus sp. MER 0.0056 0.2673 Isolat MSJ 181.355 59.833

Isolat MSJ memiliki konsentrasi hormon IAA tertinggi dibandingkan

Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER, yaitu 181.355 ppm pada inkubasi 48 jam, tetapi menurun setelah inkubasi 120 jam menjadi 59.833 ppm. Kresnawaty et al. (2008) yang melaporkan bahwa produksi IAA tertinggi dicapai pada inkubasi selama 48 jam. Pada periode inkubasi 48 jam bakteri pada umumnya memasuki fase akhir logaritmik, sehingga IAA yang dihasilkan cukup tinggi. Hal tersebut dipengaruhi oleh karena kandungan enzim-enzim yang digunakan dalam biokonversi triptofan menjadi IAA seperti triptofan monooksigenase, IAM hidrolase, indol-piruvat dekarboksilase dan IAA1d dehidrogenase dihasilkan cukup banyak dan aktif sejalan dengan laju pertumbuhan. Pada inkubasi 120 jam bakteri memasuki fase kematian sehingga produksi IAA menurun. Penurunan produksi IAA pada 120 jam karena adanya pelepasan enzim pendegradasi IAA seperti oksidase dan peroksidase.

Variasi konsentrasi hormon IAA yang dihasilkan oleh masing-masing isolat diduga karena perbedaan kemampuan kecepatan bakteri dalam mensintesis triptofan menjadi IAA. Biosintesis IAA oleh mikroba dapat ditingkatkan dengan penambahan triptofan sebagai prekursor. Menurut Bric et al. (1991), bakteri yang menghasilkan IAA dapat ditumbuhkan di dalam media pertumbuhan yang mengandung triptofan yang penting dalam pembentukan IAA.

Analisis hormon IAA dilakukan untuk mengetahui potensi bakteri terkait dengan perannya sebagai agens biokontrol. Ketika diaplikasikan pada tanaman, diharapkan agens biokontrol tersebut dapat menghambat pertumbuhan patogen, juga dapat mendukung pertumbuhan tanaman. Hormon IAA merupakan salah satu bagian mekanisme bakteri sebagai Plant Growth Promoting Rhizobacteria (PGPR). Hormon IAA yang dihasilkan oleh PGPR berfungsi sebagai sinyal molekul yang

25

penting dalam regulasi perkembangan tanaman, memacu perkembangan perakaran tanaman inang, meningkatkan ketahanan tanaman terhadap patogen dan memacu pertumbuhan tanaman (Egamberdiyeva 2007).

Uji Antibiosis Bakteri Endofit terhadap Fusarium oxysporum

Uji antibiosis dengan metode kultur ganda memperlihatkan bahwa

pertumbuhan F. oxysporum dapat dihambat oleh bakteri endofit. Penghambatan dapat dilihat dengan adanya zona hambat antara bakteri yang diuji dengan F. oxysporum, sedangkan pada daerah tanpa bakteri tidak terdapat zona hambat (Gambar 11). Kontrol menggunakan bakteri pathogen Xanthomonas oryzae tidak memperlihatkan adanya penghambatan terhadap F. oxysporum.

Gambar 11 Daya hambat bakteri endofit terhadap pertumbuhan cendawan

Fusarium oxysporum. (a) Bacillus sp. AA2 membentuk zona hambat, (b) bakteri patogen Xanthomonas oryzae tidak membentuk zona hambat

Tiga isolat bakteri yang diuji menunjukkan persentase penghambatan

tertinggi secara berurutan adalah Bacillus sp. AA2, Bacillus sp. MER dan isolat MSJ sebesar 37.5, 25.0 dan 12.5% (Tabel 4).

Tabel 4 Persentase daya hambat bakteri endofit terhadap cendawan Fusarium oxysporum

Bakteri endofit Diameter zona hambat Bacillus sp. AA2 37.5 Bacillus sp. MER 25.0 Isolat MSJ 12.5

Terbentuknya zona hambat karena adanya senyawa antifungal yang dihasilkan oleh ketiga bakteri endofit. Beberapa bakteri kelompok Bacillus juga dilaporkan dapat menghasilkan senyawa antifungal di antaranya inturin A (Leyns et al. 1990) dan lipopeptida yang merupakan isomer dari kelompok iturin, fengycin, dan surfactin (Toure et al. 2004), serta kitinase (Chen et al. 2004). Senyawa antifungal yang dihasilkan oleh bakteri secara umum dapat mengakibatkan

a b

26

terjadinya pertumbuhan abnornal pada hifa cendawan dan menyebabkan hifa berkembang dengan sempurna.

Strobel dan Daisy (2003) juga menyatakan bahwa terbentuknya zona hambat menandakan bahwa bakteri endofit tersebut kemungkinan mengandung antibiotik. Antibiotik digolongkan sebagai metabolit sekunder yang dihasilkan oleh bakteri endofit dalam jalur metabolisme dan oleh enzim yang tidak diperlukan untuk pertumbuhan dan pemeliharaan sel tumbuhan. Antibiotik merupakan suatu substansi yang dihasilkan oleh organisme hidup yang dalam konsentrasi rendah dapat menghambat atau membunuh organisme lainnya. Selain terbentuknya zona hambat, kompetisi dianggap sebagai faktor yang sangat penting dalam pengendalian cendawan patogen oleh bakteri endofit, kompetisi zona hambat terjadi ketika kedua organisme berada pada tempat yang sama dan menggunakan nutrisi yang sama (Schulz dan Boyle 2006).

Uji Potensi Bakteri Endofit sebagai Pemacu Pertumbuhan Bibit Mentimun Hasil pengamatan terhadap pertumbuhan bibit mentimun memperlihatkan

bahwa perlakuan dengan bakteri endofit menunjukkan pertumbuhan yang lebih baik dibandingkan dengan kontrol. Berdasarkan hasil analisis terhadap pertumbuhan bibit mentimun menunjukkan bahwa Bacillus sp. AA2 dan isolat MSJ dapat meningkatkan tinggi tanaman mentimun yang berbeda nyata dengan kontrol, sedangkan Bacillus sp. MER tidak menunjukkan hasil yang berbeda nyata dengan kontrol. Pengamatan jumlah daun dan panjang akar menunjukkan bahwa ketiga isolat bakteri endofit tidak berbeda nyata dibandingkan dengan kontrol (Tabel 5). Bakteri endofit yang diintroduksikan ke tanaman menghasilkan hormon IAA yang dapat memberikan pengaruh yang baik dalam memacu pertumbuhan. Bakteri penghasil IAA mempengaruhi proses fisiologis tanaman dengan cara meningkatkan IAA yang dihasilkan ke tanaman. Hal ini menyebabkan tanaman menjadi lebih sensitif dalam mengubah konsentrasi IAA yang dimilikinya, sehingga membantu dalam pembentukan akar lateral dan akar adventif serta elongasi akar primer (Leveau dan Lindow 2005). Patten dan Glick (2002) menyatakan bahwa peningkatan pertumbuhan akar tanaman merupakan salah satu tanda utama yang dapat diamati apabila tanaman tersebut telah diinokulasi dengan bakteri endofit.

Tabel 5 Pengaruh bakteri endofit terhadap pertumbuhan bibit mentimun

Perlakuan Parameter pengamatan

Tinggi tanaman (cm) Jumlah daun Panjang akar (cm) AA2 15.35 a 3.17 a 4.47 a MER 12.32 ab 3.00 a 5.32 a MSJ 14.28 a 3.17 a 4.70 a Kontrol air 11.42 ab 2.67 a 4.13 a Kontrol E. caratovora 6.58 b 1.33 a 2.87 a

a) Angka-angka pada kolom yang diikuti oleh huruf yang sama tidak berbeda nyata pada p-value 0.05 (uji selang berganda Duncan)

27

Formulasi Tepung Bakteri Endofit Formulasi yang digunakan dalam penelitian ini terdiri atas empat jenis

formulasi tepung dengan bahan pembawa talk (Gambar 12). Formulasi tersebut dikemas dalam plastik tahan panas yang disimpan pada suhu ruang. Formulasi 1, 2 dan 3 terlihat berwarna agak putih, sedangkan formulasi 4 terlihat berwarna kecoklatan karena pengaruh penambahan molase pada formulasi tersebut.

Gambar 12 Jenis formulasi tepung bakteri endofit dalam plastik tahan panas

Uji Viabilitas Bakteri Endofit dalam Formulasi Tepung secara In vitro

Viabilitas bakteri endofit dalam formulasi tepung terlihat berfluktuatif pada

tahap awal dan cenderung menurun setelah disimpan sampai enam bulan. Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER menunjukkan pertumbuhan yang paling stabil, masing-masing adalah 1.9 x 106 cfu mL-1 dan 1.2 x 106 cfu mL-1 pada formulasi 3, sedangkan isolat MSJ tertinggi adalah 2.5 x 106 cfu mL-1 pada formulasi 4 (Gambar 13).

Tingginya pertumbuhan bakteri endofit menunjukkan tingginya daya viabilitas bakteri. Pertumbuhan optimum bakteri endofit disebabkan karena bahan tambahan atau substrat dalam formulasi masih mampu memberikan nutrisi atau masih mendukung bagi kehidupan populasi bakteri yang terus meningkat. Viabilitas yang cukup tinggi disebabkan karena bakteri mensintesis zat-zat yang terkandung dalam formulasi, yang dapat memicu bakteri dalam mensekresi metabolit selnya untuk pertumbuhan sel secara optimal. Pembuatan formulasi dengan penambahan CMC berfungsi sebagai zat aditif dan sebagai pengembang, kalsium karbonat sebagai sumber kalsium untuk pertumbuhan bakteri dan menetralkan PH pada media bahan pembawa (Ankardani et al. 2010). Bentonit berupa bubuk yang sangat halus dan ringan, berfungsi dalam menyerap banyak cairan, karena kapasitas serap yang meningkat sehingga jumlah sel bakteri yang terikat lebih banyak (Ting et al. 2009).

Penurunan jumlah koloni bakteri disebabkan karena kurangnya faktor pertumbuhan seperti menurunnya suplai nutrisi yang terkandung dalam media formulasi karena telah lama disimpan. Jika nutrisi kurang maka pertumbuhan akan menurun. Sulistiani (2009) menyatakan bahwa, bahan pembawa yang cukup

28

komplit dapat memenuhi kebutuhan nutrisi bakteri dan mendukung ketahanan hidup bakteri endofit selama penyimpanan.

Gambar 13 Kerapatan populasi bakteri endofit. (a) Bacillus sp. AA2, (b) Bacillus

sp. MER, (c) isolat MSJ dalam beberapa formulasi tepung

Tingginya pertumbuhan bakteri endofit menunjukkan tingginya daya viabilitas bakteri. Pertumbuhan optimum bakteri endofit disebabkan karena bahan tambahan atau substrat dalam formulasi masih mampu memberikan nutrisi atau masih mendukung bagi kehidupan populasi bakteri yang terus meningkat. Viabilitas yang cukup tinggi disebabkan karena bakteri mensintesis zat-zat yang terkandung dalam formulasi, yang dapat memicu bakteri dalam mensekresi metabolit selnya untuk pertumbuhan sel secara optimal. Pembuatan formulasi

0,00

2,00

4,00

6,00

8,00

Log

cfu

0,001,002,003,004,005,006,007,00

Log

cfu

0,00

2,00

4,00

6,00

8,00

1 2 3 4 5 6

Log

(cfu

/mL)

Penyimpanan bulan ke-formulasi 1 formulasi 2 formulasi 3 formulasi 4

a

b

c

29

dengan penambahan CMC berfungsi sebagai zat aditif dan sebagai pengembang, kalsium karbonat sebagai sumber kalsium untuk pertumbuhan bakteri dan menetralkan PH pada media bahan pembawa (Ankardani et al. 2010). Bentonit berupa bubuk yang sangat halus dan ringan, berfungsi dalam menyerap banyak cairan, karena kapasitas serap yang meningkat sehingga jumlah sel bakteri yang terikat lebih banyak (Ting et al. 2009).

Penurunan jumlah koloni bakteri disebabkan karena kurangnya faktor pertumbuhan seperti menurunnya suplai nutrisi yang terkandung dalam media formulasi karena telah lama disimpan. Jika nutrisi kurang maka pertumbuhan akan menurun. Sulistiani (2009) menyatakan bahwa, bahan pembawa yang cukup komplit dapat memenuhi kebutuhan nutrisi bakteri dan mendukung ketahanan hidup bakteri endofit selama penyimpanan.

Penelitian ini menunjukkan bahwa rata-rata populasi bakteri endofit pada bulan pertama lebih rendah dan meningkat pada bulan kedua. Pada bulan kedua sampai bulan keempat penyimpanan populasi cenderung stabil. Hal ini terjadi karena pada awal penyimpanan bakteri endofit membutuhkan waktu untuk beradaptasi dengan lingkungannya. Setelah mampu beradaptasi dengan baik, maka populasi akan cenderung stabil. Penyimpanan bulan kelima sampai bulan keenam, viabilitas bakteri rata-rata mengalami penurunan. Penurunan viabilitas bakteri disebabkan karena kurangnya faktor pertumbuhan seperti menurunnya suplai nutrisi yang terkandung dalam media formulasi karena telah lama disimpan. Jika nutrisi kurang maka pertumbuhan akan menurun. Selain itu penurunan populasi tersebut disebabkan oleh adanya kompetisi antar bakteri dalam memperoleh nutrisi untuk pertumbuhannya (Sulistiani 2009).

Uji Keefektifan Formulasi Tepung Bakteri Endofit secara In vivo

Keefektifan Formulasi Bakteri Endofit dalam Mengendalikan Nematoda Parasit pada Tanaman Lada

Berdasarkan hasil pengamatan, semua perlakuan formulasi tepung bakteri endofit secara nyata efektif mampu mengendalikan nematoda parasit pada tanaman lada dibandingkan dengan kontrol. Aplikasi formulasi tepung bakteri endofit efektif menurunkan populasi nematoda dan jumlah puru akar (Tabel 6).

Bakteri endofit diketahui memiliki interaksi mutualistik dengan tanaman inang. Bakteri endofit mampu berperan sebagai agen biokontrol baik secara langsung maupun tidak langsung. Secara tidak langsung keberadaan bakteri endofit di dalam jaringan tanaman mampu memicu tanaman untuk memproduksi senyawa-senyawa pertahanan terhadap patogen seperti asam salisilat. Secara langsung bakteri endofit mampu memproduksi senyawa anti bakteri dan anti cendawan, siderofor, dan mampu menghambat pertumbuhan patogen melalui kompetisi nutrisi dan ruang (Rosenblueth dan Martínez 2006).

Populasi nematoda akar dan nematoda tanah pada pot perlakuan lebih rendah dibandingkan pot yang tidak diberi formulasi tepung bakteri endofit. Formulasi AA2F4-50 merupakan perlakuan yang paling efektif dalam menekan populasi nematoda parasit baik di akar maupun di tanah jika dibandingkan dengan kontrol. Formulasi MERF1-25 merupakan perlakuan paling rendah dalam menekan populasi nematoda parasit di akar dan perlakuan formulasi MSJF1-25 paling rendah dalam menekan populasi nematoda parasit di tanah. Rata-rata persentase penekanan

30

populasi nematoda parasit di akar dibandingkan dengan kontrol yaitu 60.9 sampai 84.9%, sedangkan persentase penekanan nematoda parasit di tanah adalah 89.1 sampai 91.9% (Tabel 6).

Tabel 6 Populasi nematoda di akar, nematoda di tanah tanaman lada dengan

perlakuan formulasi tepung bakteri endofit

No Perlakuan formulasia

Populasi nematoda

parasit akarb

Persentase penekanan populasi

nematoda akarc

Populasi nematoda

parasit tanahb

Persentase penekanan populasi

nematoda parasit tanahc

1 AA2F1-25 720.3 cd 63.5 128.6 ef 75.8 2 AA2F1-50 419.6 jklm 78.7 67.6 ghij 87.2 3 MERF1-25 770.0 c 60.9 143.6 de 72.9 4 MERF1-50 430.6 ijklm 81.8 74.6 ghij 85.9 5 MSJF1-25 718.3 cd 63.6 191.6 c 63.9 6 MSJF1-50 529.0 fghijk 73.2 108.6 efg 79.5 7 AA2F2-25 659.3 cdefg 66.5 127.6 ef 76.0 8 AA2F2-50 420.0 jklm 78.7 71.6 ghij 86.5 9 MERF2-25 680.0 cdef 65.5 121.3 ef 77.1

10 MERF2-50 436.6 ijklm 77.8 72.3 ghij 86.4 11 MSJF2-25 691.6 cde 64.9 152.6 cde 71.3 12 MSJF2-50 554.3 efghij 71.9 93.6 fghi 82.3 13 AA2F3-25 598.6 defgh 69.6 97.3 fgh 81.7 14 AA2F3-50 370.6 lm 81.2 58.0 hij 89.1 15 MERF3-25 580.6 defghi 70.5 128.6 ef 75.8 16 MERF3-50 391.6 klm 80.1 65.3 ghij 87.7 17 MSJF3-25 707.3 cde 64.1 175.0 cd 67.1 18 MSJF3-50 520.6 ghijkl 73.6 91.3 fghi 82.8 19 AA2F4-25 581.3 defghi 70.5 83.6 fghij 84.2 20 AA2F4-50 297.3 a 84.9 43.0 j 91.9 21 MERF4-25 617.0 cdefgh 68.7 87.6 fghij 83.5 22 MERF4-50 385.6 klm 80.4 49.6 ij 90.6 23 MSJF4-25 709.3 cde 64.0 145.0 de 72.7 24 MSJF4-50 487.3 hijkl 75.3 84.6 fghij 84.0 25 Kontrol + 1974.0 m 0.0 532.0 a 0.0 26 Nematisida 1006.3 b 49.0 242.6 b 54.3

aF1 = formulasi 1, F2 = formulasi 2, F3 = formulasi 3, F4 = formulasi 4, AA2 = isolat bakteri Bacillus 1, MER = isolat bakteri Bacillus 2, MSJ = isolat bakteri 1, 25 = dosis talk 25 g, 50 = dosis talk 50 g, K+ = kontrol tanpa formulasi bAngka-angka pada kolom yang diikuti oleh huruf yang sama tidak berbeda nyata pada p-value 0.05 (uji selang berganda Duncan) cPersentase penekanan populasi nematoda di akar dan di tanah dihitung terhadap kontrol

Populasi nematoda parasit di akar berbanding lurus dengan jumlah puru akar.

Semakin sedikit populasi nematoda parasit di akar, maka semakin sedikit jumlah puru akar (Gambar 14). Persentase penekanan jumlah puru akar tertinggi adalah pada perlakuan AA2F4-50 dengan persentase penekanan 72.2%, sedangkan persentase penekanan terendah pada perlakuan MSJF4-25 sebesar 48.0% (Tabel 7). Perlakuan formulasi tepung bakteri endofit ini mampu menghambat perkembangan populasi nematoda parasit dan menekan puru akar.

31

Gambar 14 Akar tanaman lada. (a) perlakuan formulasi tepung bakteri endofit isolat MSJ, (b) perlakuan nematisida Carbofuran (c) tanpa perlakuan (tanda panah menunjukkan puru akar)

Tabel 7 Jumlah puru akar dan skala kerusakan akar pada tanaman lada dengan

perlakuan formulasi tepung bakteri endofit

No Perlakuan formulasia Jumlah puru akarb Persentase penekanan

jumlah puru akarc Skala kerusakan

akarb

1 AA2F1-25 863.0 c 53.2 5.3 bcd 2 AA2F1-50 632.6 ef 65.7 4.6 cde 3 MERF1-25 903.3 bc 51.0 5.6 bc 4 MERF1-50 700.3 de 62.0 4.6 cde 5 MSJF1-25 940.0 bc 49.0 6.3 b 6 MSJF1-50 836.6 cd 54.6 6.0 bc 7 AA2F2-25 830.0 cd 55.0 5.3 bcd 8 AA2F2-50 610.0 ef 66.9 4.6 cde 9 MERF2-25 891.6 bc 51.6 5.3 bcd

10 MERF2-50 678.3 e 63.2 4.6 cde 11 MSJF2-25 893.3 bc 51.5 6.3 b 12 MSJF2-50 864.6 c 53.1 6.0 bc 13 AA2F3-25 818.0 cd 55.6 5.0 cd 14 AA2F3-50 586.0 ef 68.2 4.3 def 15 MERF3-25 816.3 cd 55.7 4.6 cde 16 MERF3-50 675.0 e 63.4 4.3 def 17 MSJF3-25 958.6 bc 48.0 5.6 bc 18 MSJF3-50 844.3 c 54.2 5.6 bc 19 AA2F4-25 820.6 cd 55.5 4.6 cde 20 AA2F4-50 512.0 f 72.2 3.3 f 21 MERF4-25 824.6 cd 55.2 4.3 def 22 MERF4-50 670.6 e 63.6 3.6 ef 23 MSJF4-25 930.6 bc 49.5 5.6 bc 24 MSJF4-50 829.0 cd 55.0 5.0 cd 25 Kontrol + 1844.6 a 0.0 7.6 a 26 Nematisida 1022.0 b 44.5 6.0 bc

aF1 = formulasi 1, F2 = formulasi 2, F3 = formulasi 3, F4 = formulasi 4, AA2 = isolat bakteri Bacillus 1, MER = isolat bakteri Bacillus 2, MSJ = isolat bakteri 1, 25 = dosis talk25 g, 50 = dosis talk 50 g, K+ = kontrol tanpa formulasi bAngka-angka pada kolom yang diikuti oleh huruf yang sama tidak berbeda nyata pada p-value 0.05 (uji selang berganda Duncan) ) cPersentase penekanan jumlah puru akar dihitung terhadap kontrol

c b a

32

Perlakuan AA2F4-50 merupakan formulasi bakteri endofit Bacillus sp. AA2 dengan bahan pembawa talk, pepton, CMC, yeast extract, molase, bentonit, kalsium karbonat, dan dextrose. Bahan-bahan pembawa dan bahan tambahan dalam formulasi dapat mendukung viabilitas bakteri endofit tersebut diduga dapat menekan populasi nematoda dan pembentukan puru akar. Hasil penelitian Kiewnick dan Sikora (2004) melaporkan bahwa penambahan glukosa dalam formulasi P. lilanicus PL251 meningkatkan efektifitas pengendalian M. incognita dan M. hapla pada tanaman tomat.

Terjadinya penurunan populasi nematoda diduga bakteri endofit memiliki kemampuan sebagai agens antagonis dalam menekan perkembangan nematoda. Mekanisme penekanan diantaranya mengkolonisasi jaringan internal inang, mengkolonisasi jaringan korteks dan menghasilkan metabolit yang dapat menekan perkembangan patogen serta menginduksi ketanahan tanaman (Hallmann 2001). Penekanan populasi nematoda juga berhubungan dengan enzim ekstraselluler yang dihasilkan oleh bakteri endofit seperti enzim kitinase dan enzim protease. Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER menghasilkan enzim kitinase dan protease. Enzim tersebut diketahui dapat menekan populasi nematoda. Hal tersebut sesuai dengan yang dilaporkan oleh Kumar et al. (2005) Bacillus sp. mampu menghasilkan enzim protease dan kitinase. Enzim-enzim tersebut mampu mendegradasi telur dan larva nematoda. Sikora et al. (2007) melaporkan bahwa mekanisme bakteri endofit sebagai biokontrol nematoda, diantaranya dengan mempengaruhi penetrasi, reproduksi dan populasi nematoda.

Khan et al. (2004) menyatakan bahwa enzim protease dan enzim kitinase dari Paecilomyces lilacinus mampu menghambat penetasan telur Meloidogyne spp. Terjadi perubahan susunan dinding sel pada telur Meloidogyne sp. yang diberi enzim protease. Lapisan lipid pada dinding sel telur nematoda dapat terdisintegrasi dari bagian dinding sel telur ketika telur diberi enzim protease dan kitinase. Beberapa telur Meloidogyne sp. yang diberi perlakuan enzim protease dan kitinase mengalami kehampaan (tidak terbentuk J1 di dalam telur).

Mekanisme bakteri endofit dalam menekan pertumbuhan nematoda di dalam jaringan tanaman dapat juga berupa antibiosis, enzimatik dan induksi ketahanan. Kemampuan nematisida yang dimiliki oleh bakteri endofit mampu menstimulasi juga terbentuknya ketahanan berupa induced systemic resistance (ISR) pada tanaman inang (Elbanna et al. 2010). Ketahanan ISR muncul ketika tanaman diinduksi bakteri endofit atau bakteri non patogenik di dalam jaringannya (Kloepper dan Ryu 2006). Bukti adanya ISR dapat dilihat dengan adanya asam salisilat dan peroksidase setelah adanya kolonisasi bakteri endofit di dalam tanaman (Harni dan Ibrahim 2011). Pengaruh Formulasi Tepung Bakteri Endofit terhadap Pertumbuhan Tanaman Lada

Hasil pengamatan lada di rumah kaca memperlihatkan bahwa perlakuan formulasi tepung bakteri endofit mampu meningkatkan pertumbuhan tanaman seperti tinggi tanaman, jumlah daun, jumlah cabang, jumlah ruas, berat basah tajuk dan akar serta berat kering tajuk dan akar tanaman lada secara signifikan dibandingkan dengan kontrol. Tiga isolat bakteri endofit yang diformulasikan, isolat MSJ paling baik dalam meningkatkan pertumbuhan tanaman lada diikuti oleh formulasi Bacillus sp. MER dan Bacillus sp. AA2. Formulasi MSJF4-50 merupakan

33

yang paling efektif dalam meningkatkan pertumbuhan tanaman, baik tinggi tanaman, jumlah daun, jumlah cabang, dan jumlah ruas tertinggi dibandingkan dengan perlakuan formulasi lainnya. Perlakuan terendah untuk tinggi tanaman pada formulasi AA2F1-25, sedangkan untuk jumlah cabang, jumlah daun dan jumlah ruas terendah secara berurutan pada perlakuan MERF1-25, AA2F1-25 dan MERF1-25. Perlakuan formulasi lainnya mampu meningkatkan satu atau dua parameter pertumbuhan tanaman saja (Tabel 8). Tabel 8 Pengaruh formulasi tepung bakteri endofit terhadap tinggi tanaman, jumlah

cabang, jumlah daun, dan jumlah ruas tanaman lada di rumah kaca No Perlakuan Tinggi tanamanb Jumlah cabangb Jumlah daunb Jumlah ruasb

1 AA2F1-25 15.8 mnop 15.3 lmn 14.3 i 19.6 ijk 2 AA2F1-50 34.3 hi 22.6 hij 27.3 efg 28.6 gh 3 MERF1-25 19.5 lm 13.6 mn 17.6 hi 17.0 jk 4 MERF1-50 32.3 ij 22.3 hijk 27.0 efg 28.6 gh 5 MSJF1-25 31.0 ij 19.6 ijkl 24.0 gh 19.3 jk 6 MSJF1-50 60.3 c 31.6 cdef 34.3 de 34.0 fg 7 AA2F2-25 18.8 mn 17.6 jklm 15.3 i 17.3 jk 8 AA2F2-50 38.6 gh 26.0 fgh 27.6 efg 31.3 gh 9 MERF2-25 18.5 mno 13.3 mn 13.6 i 17.6 jk

10 MERF2-50 35.0 hi 22.3 hijk 32.0 ef 35.3 efg 11 MSJF2-25 32.1 ij 25.6 ghi 25.0 fg 24.3 hij 12 MSJF2-50 56.6 cd 35.0 bcd 31.0 efg 48.6 cd 13 AA2F3-25 24.1 kl 24.0 ghi 16.0 i 19.0 jk 14 AA2F3-50 45.3 ef 37.0 bc 24.0 gh 39.3 ef 15 MERF3-25 28.0 jk 15.6 lmn 17.3 hi 30.6 gh 16 MERF3-50 49.5 e 29.3 defg 33.3 de 42.6 de 17 MSJF3-25 40.5 fg 32.0 cde 28.6 efg 35.0 efg 18 MSJF3-50 68.6 b 38.3 b 52.6 c 65.0 b 19 AA2F4-25 32.6 ij 24.0 hij 24.0 gh 27.3 ghi 20 AA2F4-50 54.3 d 39.3 b 33.6 de 50.3 c 21 MERF4-25 30.5 ij 16.6 klmn 30.0 efg 24.3 hij 22 MERF4-50 55.8 cd 28.0 efgh 40.0 d 52.3 c 23 MSJF4-25 44.8 ef 31.6 cdef 59.6 b 54.0 c 24 MSJF4-50 91.1 a 60.0 a 87.6 a 102.0 a 25 K + 10.6 p 11.0 n 11.0 i 14.6 k 26 Nematisida 14.5 nop 11.3 n 13.3 i 16.0 jk

aF1 = formulasi 1, F2 = formulasi 2, F3 = formulasi 3, F4 = formulasi 4, AA2 = isolat bakteri Bacillus 1, MER = isolat bakteri Bacillus 2, MSJ = isolat bakteri 1, 25 = dosis talk 25 g, 50 = dosis talk 50 g, K+ = kontrol tanpa formulasi, bAngka-angka pada kolom yang diikuti oleh huruf yang sama tidak berbeda nyata pada p-value 0.05 (uji selang berganda Duncan)

Perlakuan MSJF4-50 dalam meningkatkan pertumbuhan tanaman berbanding lurus dengan peningkatkan berat basah tajuk dan akar serta berat kering tajuk dan akar tanaman lada. MSJF4-50 merupakan perlakuan yang dapat meningkatkan berat basah tajuk dan akar serta berat kering tajuk dan akar secara signifikan diantara perlakuan lainnya. Peningkatan berat basah tajuk dan akar diduga diakibatkan oleh kemampuan tanaman menyerap unsur hara lebih baik sehingga air dan hara yang diranslokasikan untuk proses fotosintesis juga lebih banyak. Berat basah tajuk dan akar tertinggi adalah 126.9 g dan 35.5 g, sedangkan berat kering tajuk dan akar tertinggi adalah 13.7 g dan 5.3 g. Berat basah tajuk dan akar terendah

34

adalah 62.3 g dan 17.7 g pada perlakuan formulasi AA2F1-25, sedangkan berat kering tajuk dan akar terendah adalah 7.4 g pada perlakuan formulasi AA2F1-25 dan 2.1 g pada perlakuan formulasi MERF2-25 (Tabel 9). Tabel 9 Pengaruh formulasi tepung bakteri endofit terhadap berat basah dan berat

kering pada tajuk dan akar tanaman lada

No Perlakuan Berat basah Berat kering Tajuk (g)b Akar (g)b Tajuk (g)b Akar (g)b

1 AA2F1-25 62.3 e 17.7 efgh 7.4 f 2.2 e 2 AA2F1-50 79.3 de 21.9 cdefg 8.8 ef 2.9 cde 3 MERF1-25 69.5 de 19.4 defgh 8.3 ef 2.6 cde 4 MERF1-50 83.8 cde 18.5 defgh 9.3 ef 2.4 e 5 MSJF1-25 77.6 de 21.3 cdefg 8.8 ef 3.0 cde 6 MSJF1-50 91.4 bcd 25.3 bcde 9.8 cdef 3.8 abcde 7 AA2F2-25 72.0 de 21.0 cdefgh 8.3 ef 2.9 cde 8 AA2F2-50 72.2 de 20.7 cdefgh 8.1 ef 2.8 cde 9 MERF2-25 66.8 de 16.9 efgh 8.0 ef 2.1 e 10 MERF2-50 82.2 de 17.8 efgh 9.4 def 2.3 e 11 MSJF2-25 76.4 de 19.7 defgh 8.8 ef 2.9 cde 12 MSJF2-50 108.2 abc 29.2 abc 12.3 abc 4.3 abcd 13 AA2F3-25 73.7 de 20.6 cdefgh 8.3 ef 2.9 cde 14 AA2F3-50 78.4 de 19.1 defgh 8.8 ef 2.6 de 15 MERF3-25 75.2 de 22.6 bcdef 8.6 ef 3.5 bcde 16 MERF3-50 76.4 de 20.9 cdefgh 8.3 ef 3.0 cde 17 MSJF3-25 86.9 bcde 23.0 bcdef 10.0 cdef 3.5 bcde 18 MSJF3-50 109.5 ab 31.0 ab 12.1 abcd 4.8 ab 19 AA2F4-25 78.7 de 20.9 cdefgh 9.2 ef 2.9 cde 20 AA2F4-50 92.9 bcd 25.4 bcde 10.2 cdef 3.7 abcde 21 MERF4-25 77.4 de 20.4 cdefgh 8.7 ef 3.1 cde 22 MERF4-50 93.4 bcd 27.7 abcd 10.8 bcde 4.4 abc 23 MSJF4-25 124.4 a 20.8 cdefgh 13.1 ab 3.3 bcde 24 MSJF4-50 126.9 a 35.5 a 13.7 a 5.3 a 25 K + 62.4 e 13.1 gh 7.3 f 2.4 e 26 Nematisida 60.5 e 12.4 h 7.3 f 2.2 e

aF1 = formulasi 1, F2 = formulasi 2, F3 = formulasi 3, F4 = formulasi 4, AA2 = isolat bakteri Bacillus 1, MER = isolat bakteri Bacillus 2, MSJ = isolat bakteri 1, 25 = dosis talk 25 g, 50 = dosis talk 50 g, K+ = kontrol tanpa formulasi, bAngka-angka pada kolom yang diikuti oleh huruf yang sama tidak berbeda nyata pada p-value 0.05 (uji selang berganda Duncan)

Tingginya penekanan populasi nematoda dan penekanan puru akar tidak selalu sejalan dengan peningkatan pertumbuhan tanaman. Perlakuan AA2F4-50 menggunakan Bacillus sp. AA2 sangat baik dalam menekan puru akar dan populasi nematoda, tetapi tidak diikuti dengan peningkatan berat tajuk tanaman, berat akar, tinggi tanaman, jumlah daun, jumlah cabang, jumlah ruas, berat basah dan berat kering tajuk serta berat basah dan berat kering akar. Peningkatan pertumbuhan tanaman lada terbaik pada perlakuan MSJF4-50. Hal ini disebabkan karena pada perlakuan MSJF4-50 bakteri isolat MSJ menghasilkan hormon pertumbuhan IAA yang lebih tinggi dibandingkankan Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER, sehingga formulasi dengan isolat MSJ lebih baik dalam memacu pertumbuhan tanaman lada. Kandungan IAA pada isolat MSJ adalah 181.355 ppm, Bacillus sp. AA2 sebesar 0.4851 ppm dan Bacillus sp. MER sebesar 0.0056 ppm.

35

Puspita et al. (2013) menyatakan bahwa kandungan hormon IAA yang dihasilkan berfungsi sebagai pemacu pertumbuhan tanaman dengan merangsang pembelahan sel dan pengatur pembesaran sel serta memacu menyerap air dan nutrisi yang mempengaruhi pertumbuhan tanaman. Penelitian sebelumnya juga melaporkan bahwa isolat Bacillus sp. dan Pseudomonas sp. mampu menghasilkan hormon IAA yang diketahui berfungsi meningkatkan panjang batang tanaman (Astuti 2008; Patten dan Glick 2002).

Tanaman yang menunjukkan gejala pertumbuhan yang terganggu, kemungkinan disebabkan oleh pengaruh serangan nematoda pada jaringan akar tersebut. Dropkin (1991) menyatakan bahwa apabila akar terinfeksi oleh Meloidogyne sp. maka diferensiasi jaringan xilem dan floem pada akar tanaman juga terganggu yang mengakibatkan pengangkutan zat hara ke bagian atas tanaman menjadi berkurang. Dengan demikian tanaman yang terinfeksi memerlukan lebih banyak energi untuk pertumbuhan tanaman.

Molase mengandung berbagai sumber karbohidrat seperti glukosa, sukrosa dan fruktosa (Paturau 1982). Garraway dan Evans (1984) juga menyatakan bahwa kandungan glukosa pada molase dapat digunakan sebagai sumber energi yang dibutuhkan untuk metabolisme di dalam sel sehingga pertumbuhannya menjadi optimal. Selain itu molase juga berfungsi sebagai bahan pengawet selama penyimpanan (Burges dan Jones 1998). Kandungan karbohidrat yang kompleks pada molase dapat menyebabkan bertambah lamanya waktu inkubasi bakteri sebelum mencapai populasi maksimum. Bahan-bahan dalam formulasi tersebut dapat mencukupi kebutuhan nutrisi dan unsur hara tanaman. Tersedianya unsur hara tersebut diserap oleh tanaman untuk mambantu proses fisiologis seperti proses fotosintesis. Proses fotosintesis menghasilkan karbohidrat sebagai sumber energi dan bahan baku asam amino dalam pembentukan protein. Protein adalah bahan penyusun inti sel dan pembelahan sel, yang berarti pertumbuhan tanaman berawal dari pembelahan sel yang membutuhkan energi dalam bentuk ATP (Puspita et al. 2013). Terjadinya pertumbuhan tinggi dari suatu tanaman disebabkan karena adanya peristiwa pembelahan dan perpanjangan sel. Berlangsungnya pembelahan dan perpanjangan sel-sel tanaman akan memacu pertumbuhan pada tunas-tunas pucuk tanaman dan akhirnya akan mendorong terjadinya pertambahan tinggi tanaman (Lestari et al. 2007).

Rendahnya berat akar yang diinokulasi nematoda disebabkan karena kerusakan akibat penusukan stilet dan sekresi enzim yang dikeluarkan nematoda sewaktu nematoda makan. Agrios (2005) melaporkan bahwa nematoda yang mengkonsumsi sel akar mampu menurunkan kemampuan tumbuhan menyerap air dan hara dari tanah sehingga menyebabkan gejala seperti kekurangan air dan hara. Selain itu, nematoda juga menyebabkan berkurangnya konsentrasi zat pengatur tumbuh tanaman seperti auksin, sitokinin, dan giberelin yang banyak terdapat di ujung akar sehingga pertumbuhan tanaman menjadi terhambat.

Pembahasan Umum

Beberapa jenis bakteri endofit dilaporkan banyak memiliki kemampuan

sebagai agens antagonis. Salah satu indikator yang digunakan untuk mengidentifikasi potensi bakteri sebagai agens antagonis adalah berdasarkan karakter fisiologisnya. Beberapa karakter fisiologis yang dapat digunakan

36

diantaranya kemampuan bakteri menghasilkan enzim ekstraseluler (kitinase, protease, selulase dan lipase), hidrogen sianida (HCN), pelarut fosfat, penambat N, dan produksi hormon IAA. Hasil karakterisasi fisiologis tiga isolat bakteri endofit yang diuji menunjukkan bahwa Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER bersifat Gram positif, menghasilkan enzim kitinase, protease dan hormon IAA, sedangkan isolat. MSJ menghasilkan enzim lipase dan hormon IAA. Penambat nitrogen hanya pada Bacillus sp. AA2 dan isolat MSJ. Viabilitas bakteri tertinggi adalah isolat MSJ yaitu 2.5 x 106 cfu mL-1 dalam formulasi 4, sedangkan Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER masing-masing 1.9 x 106 cfu mL-1. dan 1.2 x 106 cfu mL-1 dalam formulasi 3.

Enzim-enzim ekstraseluler yang dihasilkan oleh bakteri endofit dapat dihubungkan dengan kemampuan bakteri tersebut melakukan penetrasi secara aktif ke dalam jaringan tanaman. Bakteri yang telah melakukan penetrasi ke dalam jaringan tanaman dapat berkembang di dalam jaringan tanaman tanpa menimbulkan gangguan pada tanaman inang. Benhamou et al. (1996) melaporkan enzim selulase dan pektinase yang dihasilkan oleh bakteri endofit P. fluorescens dapat digunakan oleh bakteri tersebut untuk melakukan penetrasi pada jaringan akar kentang dan mengolonisasi daerah interselular jaringan korteks akar.

Pengujian karakter fisiologis bakteri endofit digunakan sebagai salah satu cara untuk menyeleksi bakteri-bakteri yang potensial digunakan untuk mengendalikan patogen terutama patogen tular tanah atau untuk meningkatkan pertumbuhan tanaman. Mitchell dan Alexander (1962) melaporkan bahwa enzim kitinase dan selulase yang dihasilkan oleh B. cereus dapat mendegradasi dinding sel patogen F. oxysporum. Beberapa jenis bakteri telah dilaporkan dapat menghasilkan enzim kitinase di antaranya B. cereus dan B. circulans (Chen et al. 2004).

Hasil pengujian bakteri endofit dalam menghambat pertumbuhan cendawan memperlihatkan bahwa F. oxysporum dapat dihambat oleh bakteri endofit. penghambatan dapat dilihat dengan adanya zona bening antara bakteri yang diuji dengan F. oxysforum, sedangkan pada daerah tanpa bakteri tidak ditemukan adanya zona bening. Chen dan Michailidaes (2004) melaporkan pada uji kultur ganda, Bacillus sp. dapat menghambat pertumbuhan Botryosphaeria dothidae dengan membentuk zona bening dengan diameter 19.3 sampai 20.8 mm. Bacillus sp. strain BC121 juga dapat menghambat pertumbuhan Curvularia lunata secara in vitro dengan diameter zona bening 0.5 sampai 1 cm (Basha dan Ulaganathan 2002). Pembentukan zona bening terjadi karena adanya senyawa antifungal yang dihasilkan oleh bakteri endofit. Tource et al. (2004) melaporkan bahwa bakteri kelompok Bacillus dapat menghasilkan senyawa antifungal diantaranya lipopeptida yang merupakan isomer dari kelompok iturin, fengycin dan surfactin. Selain itu, enzim kitinase yang dihasilkan oleh bakteri endofit dapat melisis dinding sel patogen cendawan yang disusun oleh senyawa kitin (Basha dan Ulaganathan 2002).

Untuk meningkatkan daya hidup sel bakteri dan mempermudah aplikasi dengan penyimpanan agens antagonis maka perlu dibuat formulasi. Formulasi adalah tahap dari proses pembuatan pupuk hayati yang diantaranya bertujuan agar bakteri atau mikroorganisme mudah diaplikasikan ke tanaman atau tanah, serta meningkatkan daya hidup sel bakteri dengan cara melindunginya dari kekeringan (Heijen et al. 1993). Bahan pembawa atau media untuk formulasi harus mengandung komponen penting yang mendukung viabilitas dan pertumbuhan

37

mikrob yang ada di dalamnya (Heijen et al. 1993; Habazar et al. 2015; Sikora et al. 2007). Parameter keberhasilan formulasi ini adalah bakteri endofit mampu bertahan pada bahan pembawa pada masa penyimpanan tertentu, mampu meningkatkan pertumbuhan tanaman dan mampu menekan populasi nematoda parasit penyebab penyakit kuning pada tanaman lada.

Aplikasi formulasi dengan bahan pembawa talk mampu meningkatkan pertumbuhan tanaman lada dan menekan jumlah puru akar serta populasi nematoda nematoda parasit pada tanaman lada di rumah kaca dibandingkan dengan tanpa perlakuan (kontrol). Peningkatan pertumbuhan tanaman lada dengan aplikasi formulasi disebabkan oleh pengaruh lansung dari bakteri endofit Bacillus sp. dan isolat MSJ dalam memacu pertumbuhan lada. Berdasarkan penelitian sebelumnya isolat bakteri endofit yang digunakan dalam penelitian ini mampu menghasilkan hormon pertumbuhan IAA. Hormon IAA berperan sebagai hormon pertumbuhan tanaman sehingga dapat meningkatkan pertumbuhan tanaman lada (Siregar 2011). Puspita et al. (2013) menyatakan bahwa kandungan hormon IAA yang dihasilkan berfungsi sebagai pemacu pertumbuhan tanaman dengan merangsang pembelahan sel dan pengatur pembesaran sel serta memacu menyerap air dan nutrisi.

Bentuk formulasi dalam bentuk tepung yang diaplikasikan pada tanaman lada juga mempengaruhi peningkatan pertumbuhan tanaman lada. Hal ini kemungkinan disebabkan oleh bahan pembawa dan bahan tambahan dalam formulasi. Talk merupakan media yang memiliki partikel dengan permukaan yang luas yang mampu menghasilkan konidia dalam jumlah maksimal (Yusufa et al. 2010). Kuenpech (2014) melaporkan bahwa talk yang dicampur dengan tepung gandum, sodium alginat, gliserin, sukrosa, yeast extract mampu mempertahankan viabilitas sel bakteri dan mampu menekan pertumbuhan cendawan Colletotrichum sp. pada tanaman anggrek. Sadi dan Masoud (2012) juga melaporkan, P. fluorescens yang diformulasikan dengan bahan pembawa talk mampu menekan Sclerotinia sclerotium penyebab penyakit damping off dan meningkatkan pertumbuhan pada bunga matahari.

Pembuatan formulasi dengan menggunakan bahan tambahan bentonit dan Carboxymethyl cellulose (CMC) yang berfungsi sebagai zat aditif agar formulasi dapat menempel pada permukaan organ tumbuhan serta penambahan CaCO3 sebagai sumber nutrisi dan kalsium untuk pertumbuhan bakteri dan menetralkan pH pada media bahan pembawa (Ardakani et al. 2010). Kandungan karbohidrat yang kompleks pada molase dapat menyebabkan bertambah lamanya waktu inkubasi bakteri sebelum mencapai populasi maksimum (Chick et al. 2001). Mushid et al. 2014 melaporkan bahwa formulasi B. substilis dan P. fluorescens yang diaplikasikan lansung pada tanah pertanaman bawang daun (Allium fustulosum) efektif dalam menekan nematoda puru akar dan meningkatkan panjang akar, panjang tunas, berat basah dan berat kering tunas, serta berat basah akar pada bawang.

Keberhasilan aplikasi formulasi tepung bakteri endofit dalam menekan populasi nematoda ini sejalan dengan penelitian sebelumnya. Munif dan Harni (2011) telah melakukan aplikasi bakteri endofit tanpa formulasi terlebih dahulu. Hasil penelitian tersebut menunjukkan bahwa bakteri endofit yang digunakan Bacillus sp. AA2, Bacillus sp. MER dan isolat MSJ dapat mengendalikan nematoda parasit pada tanaman lada. Hal ini menunjukkan bahwa formulasi tepung bakteri

38

endofit yang digunakan dalam penelitian ini tidak merubah atau mengurangi secara signifikan kemampuan bakteri endofit sebagai biopestisida (Siregar 2011).

Kemampuan bakteri endofit dalam menekan nematoda parasit pada tanaman lada juga disebabkan oleh fungsi enzim ekstraseluler (kitinase, protease dan lipase) yang dihasilkan oleh bakteri tersebut. Enzim kitinase dan protease yang dihasilkan oleh bakteri endofit Bacillus sp. tersebut diketahui dapat menekan populasi nematoda. Hal tersebut sesuai dengan yang dilaporkan oleh Kumar et al. (2005) Bacillus sp. mampu menghasilkan enzim protease dan kitinase. Enzim-enzim tersebut mampu mendegradasi telur dan larva nematoda. Sikora et al. (2007) melaporkan bahwa mekanisme bakteri endofit sebagai biokontrol nematoda, diantaranya dengan mempengaruhi penetrasi, reproduksi dan populasi nematoda.

Mekanisme tidak langsung juga dapat terjadi dalam menekan kejadian penyakit yang disebabkan oleh nematoda melalui induce systemic resistance (ISR). Mekanisme ISR terjadi akibat perubahan fisiologis tanaman yang kemudian menstimulasi terbentuknya senyawa kimia yang dapat menguatkan sistem pertahanan tanaman terhadap serangan patogen (Rammamoorthy et al. 2002). Sistem pertahanan yang terjadi dapat berupa modifikasi struktural dinding sel atau perubahan reaksi biokimia pada tanaman inang (Siregar 2011).

Salah satu faktor keberhasilan formulasi agens hayati adalah kemampuan bertahan bakteri endofit dalam bahan pembawa yang digunakan. Uji viabilitas dilakukan untuk mengetahui jangka waktu kemampuan bakteri endofit bertahan di dalam formulasi. Hasil uji viabilitas menunjukkan bahwa jumlah koloni bakteri endofit mengalami fluktuatif. Viabilitas sel bakteri dipengaruhi oleh media pembawa, media alternatif produksi dan kemampuan bertahan bakteri. Media pembawa seperti tepung talk bisa menjadi sumber bahan organik bagi bakteri untuk mempertahankan populasinya selama penyimpanan. Media tambahan bisa menjadi cadangan makanan bakteri selama penyimpanan. Kemampuan bertahan bakteri endofit dalam formulasi berbeda-beda antar spesies bakteri dan isolat bakteri. Kemampuan tersebut menunjukkan viabilitas sel selama penyimpanan. Bakteri dari golongan Bacillus sp. mempunyai struktur bertahan dengan menghasilkan endospora pada saat tidak ada sumber makanan atau dalam keadaan ekstrim. Endospora Bacillus sp. tersebut dapat bertahan bila dipanaskan sampai mendidih (Bai et al. 2003). Bacillus sp. dapat digunakan sebagai agens hayati pengendali penyakit tanaman yang aman dan lebih efektif daripada penggunaan bahan kimia (Kim et al. 2009). Bacillus merupakan bakteri gram positif, menghasilkan endospora sehingga mampu bertahan pada kondisi kering dan panas. Bacillus cocok untuk aplikasi di lapangan sebagai pengendali hayati tanaman (Mubarik et al. 2010).

Penelitian yang dilakukan ini menunjukkan sebuah potensi pengembangan teknologi formulasi pupuk hayati sebagai agens-agens pengendali patogen tanaman. Aplikasi dalam bentuk formulasi dimaksudkan agar dapat mempertahankan stabilitas agens hayati selama penyimpanan maupun pendistribusian, meningkatkan persistensi agens di lapangan, mempermudah aplikasi produk tersebut di lapangan, melindungi agens dari faktor lingkungan yang kurang mendukung dan menambah aktivitas agens pada target inang (Leland et al. 2004).

39

SIMPULAN DAN SARAN

Simpulan Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER menghasilkan enzim protease dan

kitinase, enzim lipase hanya dihasilkan oleh isolat MSJ. Uji penambat nitrogen dihasilkan oleh Bacillus sp. AA2 dan isolat MSJ. Ketiga isolat tersebut mampu menghasilkan hormon IAA tetapi tidak menunjukkan kemampuannya dalam memobilisasi fosfat. Kerapatan populasi bakteri tertinggi terdapat pada formulasi 4 isolat MSJ yaitu 2.5 x 106 cfu mL-1, sedangkan Bacillus sp. AA2 dan Bacillus sp. MER masing-masing adalah 1.9 x 106 cfu mL-1 dan 1.2 x 106 cfu mL-1. Formulasi tiga isolat bakteri endofit dalam bentuk tepung terbukti efektif dalam menekan serangan nematoda parasit penyebab penyakit kuning pada lada dan mampu meningkatkan pertumbuhan tanaman lada. Formulasi tepung bakteri endofit dapat menjadi alternatif untuk formulasi bakteri karena terbukti dapat menjaga viabilitas bakteri sampai di penyimpanan pada bulan kelima dan keenam. Formulasi terbaik adalah AA2F4-50 dengan persentase penekanan puru akar 72.2%, persentase penekanan nematoda dalam akar 84.9% dan persentase penekanan nematoda tanah 91.9%, sedangkan MSJF4-50 yang terbukti paling efektif dalam meningkatkan pertumbuhan tanaman lada.

Saran Formulasi tiga isolat bakteri endofit dalam bentuk tepung dengan bahan

pembawa talk dan berbagai bahan tambahan lainnya terbukti efektif dalam mengendalikan nematoda parasit dan meningkatkan pertumbuhan tanaman lada. Oleh karena itu perlu dilakukan lagi suatu formulasi dengan bahan pembawa serta bahan tambahan lain yang lebih sederhana guna kepraktisan dan dengan nilai ekonomis yang lebih rendah untuk aplikasi oleh para petani di lapang.

40

DAFTAR PUSTAKA

Abraham AG, De Antoni GL, Anon MC. 1993. Proteolytic activity of Lactobacillus bulgaricus grown in milk. J Dairy Sci. 76(6):1498-1505.

Agrios GN. 2005. Plant Pathology. 5th ed. New York (US): Academic Press. Agustina D, Yulvizar C, Nursanty R. 2013. Isolasi dan karakterisasi bakteri pada

ikan kembung (Rastrelliger sp.) asin berkitosan. Biospecies. 6(1):15-19. Ankardani SS. Heydari A, Khorasani N, Arjmandi R. 2010. Development of the

bioformulation of Pseudomonas fluorescens and evaluation of these products againts damping-off of cotton seedlings. J Plant Pathol. 92:83-88.

Astuti RP. 2008. Rizobakteria Bacillus sp. asal tanah rizosfer kedelai yang berpotensi sebagai pemacu pertumbuhan tanaman [tesis]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.

Athman SY. 2006. Review of the role of endophytes in biological control of plant parasitic nematodes with special reference to the banana nematode, Radopholus similis (Cobb) Thourne. University of Pretoria. hlm 5-28; [diunduh 2015 Sept 21]. Tersedia pada: http://www.upetd.up.ac.za/thesis/available/etd12072006105803/unrestricted/01 chapter 1.

Bacon CW, Hinton DM. 2006. Bacterial endophytes: The endophytic niche, its occupants, and its utility. Di dalam: Gnanamanickam SS, Gnanamanickam, editor. Plant Associated Bacteria. Netherlands. hlm 155-194.

Baehaki A, Rinto, Budiman A. 2011. Isolasi dan karakterisasi protease dari bakteri tanah rawa Indralaya Sumatera Selatan. J Teknol Indust Pangan. 1(22):37-42.

Bai Y, Zhuo X, Smith DL. 2003. Enhanced soybean plant growth resulting from co inoculation of Bacillus strains with Bradyrhizobium japonicum. Crop Sci. 43:1774-1781.doi:org/10.2135/cropsci2003.1774.

Baker KF, Cook RJ. 1974. Biological control of pathogen. San Fransisci: WH Freeman and Company.

Bandara WMMS, Seneviratne G, Kulasooriya SA. 2006. Interactions among endophytic bacteria and fungi: Effect and Potentials. J Biosci. 31:645-650.

Basha S, Ulaganathan K. 2002. Antagonism of Bacillus (Strain BC121) toward Curvularia lunata. Curr Sci. 82:1457-1463.

Benhamou N, Belanger RR, Paulitz TC. 1996. Induction of differential host responses by Pseudomonas fluorescens in Ri tDNA transformed pea roots after challenge with Fusarium oxysporum and Pythium ultimum. J Phytopathol. 86:1174-1185

Bonants PJ, Fitters PF, Thijs H, den Belder E, Waalwijk C, Henfling JWD. 1995. A basic serine protease from Paecilomyces lilacinus with biological activity against Meloidogyne hapla eggs. Microbiology. 141(4):775-784.

Bora T, Ozaktan H, Gore E, Aslan E. 2004. Biological control of Fusarium oxysporum f.sp. melonis by wettable powder formulatoin of the two strains of Pseudomonas putida. J Phytopathol. 152:471-475.

Boyetchko S, Pederzen E, Punja Z, Reddy M. 1999. Formulation of biopesticides. Di dalam: Methods in Biotechnology. Hall FR, Menn JJ, editor. Biopesticides: Use and Delivery. Canada: Humana Press.

41

Bric JM, Richard MB, Sara ES. 1991. Rapid in situ assay for indoleacetic acid production by bacteria immobilized on a nitro cellulose membrane. Appl Env Microbiol. 57:535-538.

Bridge J. 1978. Plant nematodes associated with cloves and black pepper in Sumatera and Bangka, Indonesia. ODM Technical Report on Visit to Indonesia. United Kingdom: Ministry of Overseas Development.

Burges HD, Jones KA. 1998. Trends in formulation of microorganisms and future research requirements. Di dalam: Burges HD, editor. Formulation of Microbial Biopesticides, Beneficial Microorganisms, Nematodes and Seed Treatment. Dordrecht (DE): Kluwer Academic Publication. hlm 311-332.

Caesar AJ, Burr TJ. 1991. Effect of conditioning, betaine, and sucrose on survival of rhizobacteria in powder formulations. Appl Env Microbiol. 57(1):168-172.

Chen C, Bauske EM, Musson G, Rodriguez-Kabana, Kloepper JW. 1995. Biological control of Fusarium wilt on cotton by use of endophytic bacteria. Bio Control. 5:83-91.

Chen WQ, Michailides TJ. 2004. Collection and trial of biocontrol agents against Botryosphaeria panicle and shoot blight of pistachio. Postdoctoral Research Associatite.

Chen CY, Wang YH, and Huang CJ. 2004. Enhancement of the antifungal activity of Bacillus subtilis by the chitinase encoded by Bacillus circulans chiA gene. J Microbiol. 50:451-454.

Chick H, Shin HS, Ustunol Z. 2001. Growth and acid production by lactid acid bacteria and bifidobacteria grown in skim milk containing honey. J Food Sci. 66:478-481.

Compants BD, Nowak J, Clement, Barka EA. 2005. Use of plant growth-promoting bacteria for biocontrol of plant diseases: Principles, Mechanisms of Action, and Future Prospects. Appl Env Microbiol. 71:4951-4959.

Cook RJ, Baker KF. 1983. The Nature and Pratice of Biological Control of Plant Pathogens. St Paul Minnsota (ID): APS Press.

Cronin D, Moënne-Loccoz Y, Dunne C, O'Gara F. 1997. Inhibition of egg hatch of the potato cyst nematode Globodera rostochiensis by chitinase producing bacteria. Euro J Plant Pathol. 103(5):433-440.

Davies J, Winsor G. 1967. Effect of nitrogen, phosphorus, potassium, magnesium and liming on the composition of tomato fruit. J Sci Food Agri. 18(10):459-466.

Demse P. 2008. Pembuatan material selulosa bakteri dalam medium kelapa melalui penambahan sukrosa kitosan dan gliserol menggunakan Acetobacter xylinum [tesis]. Medan (ID): Universitas Sumatera Utara.

Derakhshan A, Rabindra RJ, Ramanujam B, Rahimi M. 2008. Evaluation of different media and methods of cultivation on the production and viability of entomopathogenic fungi Verticillium lecanii (Zimm.) Viegas. J Bio Sci. hlm 1-4.

Dixon JB. 1989. Kaolinit and serpentine group mineral. Di dalam: Dixon JB, Weed SB, editor. Minerals in Soil Environments. Ed ke-2. USA: Wisconsin. hlm 357-398.

Dropkin V. 1991. Pengantar Nematologi Tumbuhan. Edisi ke-2. Suprotoyo, penerjemah. Yogyakarta (ID): Gadjah Mada Univ Press. Terjemahan dari: Introduction to Plant Nematology.

42

Egamberdiyeva D. 2007. The effect of plant growth promoting bacteria on growth and nutrient uptake of maize in two different soil. Appl soil eco. 36:184-189.

Eisenback JD. 2003. Nematology laboratory investigations: Morpholgy and Taxonomy. Mactode Publications: Blacksburg, Va. and Hamburg, Germany. ISBN:1-893961-13-3.

Elbanna K, Gamal-Eldin H, Abuzaed E. 2010. Characterization of egyptian rhizosphere Pseudomonad fluorescens isolates with high nematicidal activity against the plant parasitic nematode Meloidogyne incognita. J Biofertil Biopestic. 1(1):1-7.doi:org/10.4172/2155-6202.1000102.

Garraway MO, Evans RC. 1984. Fungal Nutrition and Physiology. New York: John Wiley and Sons.

Giyanto A, Suhendar, Rustam. 2009. Kajian pembiakan bakteri kitinolitik Pseudomonas fluorescens dan Bacillus sp. pada limbah organik dan formulasinya sebagai pestisida hayati (BIO-Pesticide). Prosiding Seminar Hasil Penelitian. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor. hlm 849-858.

Habazar T, Resti Z, Yanti Y, Sutoyo, Imelda. 2015. Formulasi bakteri endofit akar kedelai untuk pengendalian pustul bakteri. J Fitopatol Indones. 11(2):51-58.doi:10.14692/jfi.11.2.51.

Hallmann J, Mahaffe WF, Kloepper JW. 1997. Bacterial endophytes in agricultural crop. J Microbiol. 43:895-914.

Hallmann J. 1999. Plant interactions with endophytic bacteria; [diunduh 2014 Jan 7]. Tersedia pada: http://www.bspp.org.uk/archives/bspp1999/session3.php.

Hallmann J. 2001. Plant Interaction with Endophytic Bacteria. Di dalam: Jeger MJ, Spence NJ, editor. Biotic Interaction in Plant Pathogen Associations. CAB International. hlm 171.

Harahap ST. 2011. Pengaruh lama penyimpanan beberapa formula isolat bakteri endofit untuk pengendalian penyakit hawar daun bakteri (Xanthomonas axonopodis pv. allii) pada tanaman bawang merah. Laporan Penelitian DIPA Universitas Andalas. Padang (ID): Universitas Andalas.

Hariprasad P, Divakara S, Niranjana S. 2011. Isolation and characterization of chitinolytic rhizobacteria for the management of Fusarium wilt in tomato. Crop Protection. 30(12):1606-1612.

Harni R. 2010. Bakteri endofit untuk mengendalikan nematoda peluka akar (Pratylenchus brachyurus) pada tanaman nilam [disertasi]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.

Harni R, Ibrahim MSD. 2011. Potensi bakteri endofit menginduksi ketahanan tanaman lada terhadap infeksi Meloidogyne incognita. J Littri. 17(3):118-123.

Harni R, Munif A, Supramana, Mustika I. 2007. Pemanfaatan bakteri endofit untuk mengendalikan nematoda peluka akar (Pratylenchus brachyurus) pada tanaman nilam. J Hayati. 14(1):7-12.

Harni R, Munif A. 2012. Pemanfaatan agens hayati endofit untuk mengendalikan penyakit kuning pada tanaman lada. Bul ristri. 3(3):201-206.

Harni R, Supramana MS, Sinaga, Giyanto, Supriyadi. 2010. Pengaruh filtrat bakteri endofit terhadap mortalitas, penetasan telur, dan populasi Pratylenchus brachyurus pada nilam. J Pen Tan Indust. 16(1):43-47.

43

Heijen CE, Burgers SLGE, Van Veen JA.1993. Metabolic activity and population dynamics of rhizobia introduced into unamended and betonite amended loamy sand. Appl Env Microbiol. 59:743-747.

Hoitink HAJ, Boehm MJ. 1999. Biocontrol within the context as soil microbial communities: A Substrate-Dependent Phenomenon. Ann Rev Phytopathol. 37:427-446.

Jaramillo MA, Manos PS. 2001. Phylogeny and patterns of floral diversity in the genus Piper (Piperaceae). American J Botany. 88(4):706-716.

Jayaningrum C, Sunarto T, Istifadah N. 2014. Keefektifan formulasi mikroba antagonis dalam bahan organik untuk menekan nematoda Meloidogyne spp. secara in vitro. J Agri Sci. 1(4):269-274.

Jones KA, Burges HD. 1998. Technology of formulation and application. Di dalam: Burges HD, editor. Formulation of Microbial Biopesticides: Beneficial Microorganisms, Nematodes and Seed Treatments. Netherlands: Kluwer Academic Publishers.

Kaga H, Mano H, Tanaka F, Watanabe A, Kaneko S, Morisaki H. 2009. Rice seeds as sources of endophytic bacteria. Microbiol Env. 24(2):154-162.

Khan A, Williams KL, Nevalainen HK. 2004. Effects of Paecilomyces lilacinus protease and chitinase on the eggshell structures and hatching of Meloidogyne javanica juveniles. Biological Control. 31(3):346-352.

Kim GH, Lim MT, Hur JS, Yum KJ, Koh YJ. 2009. Biological control of tea anthracnose using an antagonistic bacterium of Bacillus subtilis isolated from tea leaves. J Plant Pathol. 25:99-102.

Kiewnick S, Sikora RA. 2004. Optimizing the biological control of plant parasitic nematodes with Paecilomyces lilacinus strain 251. Phytopathology. 94:51.

Kloepper JW, Ryu CM. 2006. Bacterial endophytes as elicitors of induced systemic resistance. Di dalam: Schulz B, Boyle C, Sieber TN, editor. Microbial Root Endophytes. Berlin: Springer-Verlag Berlin Heidelberg. 9:33-50.

Kloepper JW, Zablotowicz RM, Tipping EM, Lifshitz R. 1999. Plant root bacterial interactios in biological control of soilborne disease and potential extension to systemic and foliar disease. Australas Plant Pathol. 28:21-26.

Kobayahi DY, Palumbo JD. 2000. Bacterial endophytes and their effects on plants and uses in agriculture. Di dalam: Bacon CW, White JW, editor. Microbial Endophytes. New York: Marcel Dekker inc.

Kouker G, Jaeger K. 1987. Spesific and sensitive plate assay for bacterial lipases. Appl Env Microbiol. 53(1):211-213

Kresnawaty IS, Andanawarsih, Suharyanto, Panji T. 2008. Optimasi dan pemurnian IAA yang dihasilkan Rhizobium sp. dalam medium serum lateks dengan suplementasi triptofan dari pupuk kandang. Menara perkebunan. 76(2):74-82.

Kuenpech W, Akarapisan A. 2014. Biological control of antrhracnose disease in lady’s slipper using Bacillus substilis B6. J Sci Microbiol. 116:1-4.doi:10.7237/sjmb/116.

Kumar RS, Ayyadurai N, Pandiaraja P, Reddy AV, Venkateswaru Y, Prakash O. 2005. Characterization of fungal metabolite produced by a new strain Pseudomonas aeruginosa that exhibits broad-spectrum antifungal activity and biofertilizing traits. J Appl Microbiol. 98(1):145-154.

44

Leland JE, Stoneville MS, Behle RB, Peoria IL. 2004. Formulation of the entomopathogenic fungus Beauveria with resistance to UV degradation for control of Tarnished plant bug Lygus lineolaris. Beltwide Cotton Conferences, San Antonio TX. hlm 177-180.

Lestari P, Dwi NS, Eny IR. 2007. Pengaruh hormon asam indol asetat yang dihasilkan Azospirillum sp. terhadap perkembangan akar padi. J Agro Biogen. 3(2):66-72.

Leveau JH, Lindow SE. 2005. Utilization of the plant hormone indole-3-acetic acid for growth by Pseudomonas putida strain 1290. Appl Env Microbiol. 71:2365-2371.

Leyns FB. Lambert, Joos H, Swings J. 1990. Antifungal bacteria from different crops. Di dalam: Hornby D, editor. Biological Control of Soil borne Plant Pathogens. CAB International.

Long, Hoang H, Schmidt, Dominik D, Baldwin, Ian T. 2008. Native bacterial endophytes promote host growth in a species-specific manner: Phytohormone Manipulations Result in Common Growth Responses. [diunduh 2014 Mei 29]; doi/:10.1371/journal.pone.0002702. Tersedia pada: http://www.plosone.org/article/info.

Mekete T, Hallmann J, Sebastian K, Sikora RA. 2009. Endophytic bacteria from Ethiopian coffee plants and their potential to antagonist Meloidogyne incognita. J Nematology. 11(1):117-127.

Mitkowski NA, Abawi GS. 2003. Root knot nematodes [Internet]; [diunduh 2013 April 25]. Tersedia pada: http://www.apsnet.org/Nematodes/Pages/Rootknot/Nematode/aspx.

Mitchell R, Alexander M. 1962. Lysis of soil fungi by bacteria. J Microbiol. 9:169-177.

Mubarik NR, Mahagiani I, Putri AA, Santoso S, Rusmana I. 2010. Chitinolytic bacteria isolated from chili rhizosphere: Chitinase Characterization and Application as Biocontrol for Whitefly (Bemisia tabaci Genn.). Am J Agric Biol Sci. 5:430-535.

Muis A. 2006. Biomass production and formulation of Bacillus substilis for biological control. J Agri Sci. 7(2):51-56.

Munif A. 2001. Studies on the importance of endophytic bacteria for the biological control of the root-knot nematode Meloidogyne incognita on tomato [disertasi]. Bonn (DE): Universitas Bonn.

Munif A, Hallmann J, Sikora RA. 2013. The influence of endophytic bacteria on Meloidogyne incognita infection and tomato plant growth. J ISSAAS. 19(2):68-74.

Munif A, Harni R. 2011. Keefektifan bakteri endofit untuk mengendalikan nematoda parasit Meloidogyne incognita pada tanaman lada. Bul Ristri. 2(3):377-382.

Munif A, Sulistiawati I. 2014. Pengelolaan penyakit kuning pada tanaman lada oleh petani di wilayah Bangka. J Fitopatol Indones. 10(1):8-16.doi:10.14692/jfi.10.1.8.

Munshid H, Simon S, Lal AA. 2014. Antagonistic potential of Bacillus substilis and Pseudomonas fluorescens on Meloidogyne incognita of Green onion (Allium fistulosum). IJBR. 3(3):15-22.

45

Mustika I. 1990. Studies on the interaction of Meloidogyne incognita, Radopholus similis and Fusarium solani on Black pepper (Piper ningrum L.) [disertasi]. The Netherland (ID): Wageningen Agric Univ.

Mustika I. 2005. Penyakit kuning pada tanaman lada dan cara pengendaliannya. Materi Pelatihan Teknologi Imunisasi Silang untuk Pengendalian OPT Vanili, Lada dan Jambu Mete. Bogor (ID): Balai Penelitian Tanaman Rempah dan Obat.

Mustika I, Djiwanti RS, Harni R. 2000. Pengaruh agensia hayati, bahan organik dan pestisida nabati terhadap nematoda tanaman nilam. Laporan Penyelesaian DIP Bagian Proyek Penelitian Tanaman Rempah dan Obat Tahun 1999/2000. hlm. 85-92.

Neuhaus JM. 1999. Plant chitinase (PR-3, PR-4, PR-8, PR-11). Di dalam: Datta SK, Muthukrishnan S, editor. Pathogenesis related protein in plant. London. hlm 77-105.

Noble R, Conventry E. 2005. Suppression of soilborne plant disease with compost: A review. Biocontrol Sci and Technol. 15:3-20.

Noviana L, Raharjo B. 2009. Viabilitas Rhizobakteria Bacillus sp. DUCC-BR- K1.3 pada media pembawa tanah gambut disusbtitusi dengan padatan limbah cair industri rokok. BIOMA. 11:30-39.

Patten CL, Glick BR. 2002. Role of Pseudomonas putida indoleacetic acid in development of the plant root system. Appl Env Microbiol. 68:3795-3801.

Paturau JM. 1982. By-Peoduct of The Cane Sugar Industry. Amsterdam (ID): Elsevier Scientific Publishing Company.

Prakamhang J. 2007. Microbial communities and their nifH gene expression in rice endophytic diazotroph bacteria [tesis]. Thailand (ID): University of Technology.

Puspita F, Zul D, Khoiri A. 2013. Potensi Bacillus sp. asal rizosfer Giam Siak Kecil Bukit Batu sebagai rhizobacteria pemacu pertumbuhan dan antifungsi pada pembibitan kelapa sawit. JOM FAPERTA. 2014: 1-2.

Rajendaran L, Samiyappan R. 2008. Endophytic Bacillus species confer increased in cotton against Damping off disease caused by Rhizoctonia solani. J Plant Pathology. India: Asian Network for Scientific Information. 7(1):1-12.

Ramamoorthy V, Raguchander T, Samiyappan R. 2002. Induction of defense related proteins in tomato roots treated with Pseudomonas fluorescens Pf1 and Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici. Plant Soil. 239:55-68.doi:10.1023/A:1014904815352.

Ratdiana. 2007. Kajian pemanfaatan air kelapa dan limbah cair peternakan sebagai medium alternatif perbanyakan Pseudomonas fluorescens serta uji potensi antagonismenya terhadap Ralstonia solanacearum [skripsi]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.

Rodewald MTF, Scherwinski K, Fekete A, Schmidt S, Eberl L, Schmid JCS, Hartmann A, Kopplin PS, Trognitz B, Sessitsch A. 2009. Interaction between potato and the endophyte Burkholderia phytofi. ISBN: 978-3-902559-28-9.

Roland N, Marcus W. 1986. Ultrastructure of the eggshell of Heterodera schachtii and H. glycines (Nematoda: Tylenchida). Rev Nematol. 9(4):399-403.

Rosenblueth M, Martinez RE. 2006. Bacterial endophytes and their interactions with hosts. Molecular Plant Microbe Interactions. 19(8):827-837.

46

Sadi MS, Masoud A. 2012. Effect of pH on stability, Sun flower growth promotion and biocontrol potential of a talc based formulation of Pseudomonas fluorescens UPTPF61. AJCS. 6(3):463-469.

Schaad NW, Jones JB, Chun W. 20001. Plant Pathogenic Bacteria. Third Edition. The American Phytopathological Society. Minnesota USA: St Paul. hm7-8.

Schuz BJE, Boyle CJC. 2006. What are endophyte? Di dalam: Schulz BJE, Boyle CJC, Siebet TN, editor. Microbial Root Endophytes. Berlin: Springer-Verlag. hlm 1-3.

Setyati WA, Subagiyo. 2012. Isolasi dan seleksi bakteri penghasil enzim ekstraseluler (proteolitik, amilolitik, lipolitik dan selulolitik) yang berasal dari sedimen kawasan mangrove. J Ilmu Kelautan. 17(3):164-168.

Setyorini D, Saraswati R, Anwar, Kosman E. Kompos dalam pupuk organik dan hayati. 2006. BBSDLP-Badan Litbang Pertanian. hlm 11-40.

Shivas R, Beasley D. 2005. Pengelolaan Koleksi Patogen Tanaman. Departemen Pertanian, Perikanan dan Kehutanan Pemerintah Australia (Department of Agriculture, Fisheries and Forestry, DAFF) [Internet]; [diunduh 2015 September 14]. Tersedia pada: http://daff.gov.au.

Siddiqui IA, Haas D, Heeb S. 2005. Extracellular protease of Pseudomonas fluorescens CHA0, a biocontrol factor with activity against the root-knot nematode Meloidogyne incognita. Appl Env Microb. 71(9):5646-5649.

Sikora RA, Schafer K, Dababat. 2007. Modes of action associated with microbially induced in planta suppression of plant parasitic nematodes. Australas Plant Pathol. 36:124-134.

Siregar BA. 2011. Teknologi pupuk hayati rizobakteria dan aplikasinya sebagai pemacu pertumbuhan tanaman kedelai dan biofungisida pada tanah masam [tesis]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.

Southey JF. 1982. Plant Nematology. London: ADAS. Plant Pathology Laboratory. Harpenden.

Strobel G, Daisy B. 2003. Bioprospecting for microbial endophytes and their natural products. Micro Mol Bio Rev. 67:498-502.

Sulistiani. 2009. Formulasi Spora Bacillus subtilis sebagai agens hayati dan PGPR (Plant Growth Promoting Rhizobacteria) pada berbagai bahan pembawa [skripsi]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.

Suparman U, Supandi A, Burhan A. 1992. Beberapa keuntungan penggunaan bibit lada. Bul Littro. 7(1):5-9.

Suprapto, Yani A. 2008. Teknologi budidaya lada. Balai Besar pengkajian dan Pengembangan Teknologi Pertanian. ISBN: 978-979-1415-37-8.

Sutariati GAK, Widodo, Sudarsono, Ilyas S. 2006. Karakter fisiologis dan keefektifan isolat Rizobakteri sebagai agens antagonis Colletotrichum capsici dan Rizobakteri pemacu pertumbuhan tanaman cabai. J Ilmiah Pertanian Kultura. 41(1):28-34.

Tarigan RS, Jamilah I, Elimasni.2013. seleksi bakteri penambat nitrogen dan penghasil hormon IAA (Indole Acetid Acid) dari rizosfer tanah perkebunan kedelai (Glycine max L.). Medan (ID): Universitas Sumatera Utara.

Thakuria D, Talukdar NC, Goswami C, Hazarika S, Boro RC, Khan MR. 2004. Characterization and screening of bacteria from rhizosphere in rice grown in acidic soil from Assam. Curr Sci. 86:978-985.

47

Tian B, Yang J, Zhang KQ. 2007. Bacteria used in the biological control of plant‐parasitic nematodes: populations, mechanisms of action, and future prospects. FEMS microb eco. 61(2):197-213.

Ting ASY, Fang MT, Tee CS. 2009. Assesment on the effect of formulative materials on the viability and efficacy of Serratia marcescens a biocontrol agent againts Fusarium oxysporum f.sp. cubense race 4. J Agri Bio Sci. 4:283-288.

Toure Y, Ongena M, Jacques P, Guiro A, Thonart P. 2004. Role of lipopeptides produced by Bacillus subtilis GA1 in the reduction of grey mould disease caused by Botrytis cinerea on Apple (Abstract). Appl Microbiol. 96:1115-1160.

Trinayanti T. 2012. Keanekaragaman dan potensi antimikroba pada bakteri endofit rizosfer Ageratum conyzoides L. [tesis]. Bandung (ID): Universitas Pendidikan Indonesia.

Van DRG, Bellows TS. 1996. Biologycal Control. USA: Chapman and halt An International Thomson Publishing Company.

Vidhyasekaran P, Rabindran R, Muthamilan M, Nayar K, Rajappan R, Subramanian R, Vasumathi K. 1997. Development of a powder formulation of Pseudomonas fluorescens for control of rice blast. J Plant Pathol. 46:291-297.

Vidhyasekaran P, Muthamilan M. 1999. Evaluation of a powder formulation of Pseudomonas fluorescens Pf1 for control rice sheath blight. Bio Sci Technol. 9:67-74.

Vigliar R, Sdepanian VL, Neto UF. 2006. Biochemichal profile of coconut wate from coconut palms planted in inland region. J Pediatria. 82(4):308-312.

Wahab NIA, Nulit R, Seman IA, Omar H. 2014. Capability of powder fromulation of bioorganic containing Pseudomonas GanoEB3 for promoting the growth of Oil Palm seedling. Int J Agri Crop Sci. 7(12):988-992.

Warrior PK, Konduru, Vasudevan. 2002. Formulation of biological control agens for pests and disease management. Di dalam: Gnanamanickam SS, editor. Biocontrol Crop Diseases. New York: Marcel Dekker. hlm 387-416.

Wick R. 2010. Tobacco hypersensitivity: the first test to screen bacteria for pathogenicity; [diunduh 2014 Sept 15]. Tersedia pada: http://www. Npdn.org/webfm_send/1230.

Widarti BN, Wardhini WK, Sarwono E. 2015. Pengaruh rasio C/N bahan baku pada pembuatan kompos dari kubis dan kulit pisang. J Integ Pros. 5(2):75-80.

Widyawati A. 2008. Bacillus sp. asal rizosfer kedelai yang berpotensi sebagai pemacu pertumbuhan tanaman dan biokontrol fungi patogen akar [tesis]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor

Wijayanti G. 2010. Viabilitas Azospirillum brasilense pada enkapsulasi menggunakan campuran natrium alginat dan tepung tapioka (skripsi). Semarang (ID): Universitas Dipoenogoro.

Yelti SN, Zul D, Fibriarti BL. 2014. Formulasi biofertilizer cair menggunakan bakteri pelarut fosfat indigenus asal tanah gambut Riau. JOM FMIPA. 1(2):651-662.

Yim WJ, Poonguzhali S, Madhaiyan M, Palaniappan P, Siddikee M, Sa T. 2009. Characterization of plant growth promoting diazotrophic bacteria isolated

48

from field grown Chinese cabbage under different fertilization conditions. J Microbiol. 47(2):147-155.

Yusufa MH, Padaga MC, Oktavianie DA. 2012. Identifikasi dan studi ativitas protease Bacillus sp. asal limbah cair rumah potong ayam tradisional sebagai kandidat penghasil biodeterjen Universitas Brawijaya; [diunduh 2015 Mar 1].

49

LAMPIRAN

50

Lampiran 1 Hasil analisis konsentrasi hormon IAA yang dihasilkan bakteri endofit

51

Lampiran 2 Pertumbuhan bibit tanaman mentimun. (a) perlakuan bakteri endofit isolat MSJ, (b) kontrol

Lampiran 3 Viabilitas bakteri endofit Bacillus sp. MER selama penyimpanan dalam formulasi tepung. (1) disimpan satu bulan, (2) disimpan dua bulan, (3) disimpan tiga bulan, (4) disimpan empat bulan, (5) disimpan lima bulan, (6) disimpan enam bulan

b a

1 2

4 3

52

Lampiran 4 Tanaman lada di rumah kaca. (a) setelah perlakuan formulasi isolat MSJ (b) nematisida Carbofuran (c) tanpa perlakuan

c b a

6 5

53

Lampiran 5 Tanaman lada di rumah kaca. (a) sebelum perlakuan formulasi tepung bakteri endofit, (b) setelah perlakuan formulasi tepung bakteri endofit Bacillus sp. AA2, Bacillus sp. MER dan isolat MSJ

a b

54

RIWAYAT HIDUP Penulis dilahirkan pada tanggal 27 Desember 1991 di Durian Tinggi,

Kecamatan Kapur 1X, Kabupaten Lima Puluh Kota, sebagai anak kelima dari lima bersaudara dari pasangan Bapak Jasad dan Ibu Jasminar. Pada tahun 2009 penulis lulus dari SMA N 1 Kecamatan Kapur 1X dan pada tahun yang sama diterima di Universitas Negeri Padang. Penulis memilih Program Studi Biologi, Fakultas Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam, Universitas Negeri Padang dan lulus pada tahun 2013.

Pada tahun 2013 berkesempatan melanjutkan pendidikan Magister pada Program Studi Fitopatologi, Departemen Proteksi Tanaman, Sekolah Pascasarjana, Institut Pertanian Bogor, yang dibiayai oleh DIKTI melalui jalur BPPDN sebagai calon dosen. Pada saat menempuh pendidikan Magister, penulis pernah menjadi asisten praktikum Pengantar Nematologi Tumbuhan pada tahun 2014 dan 2015. Selain itu, penulis juga ikut serta menjadi Pengurus Forum Mahasiswa Pascasarjana Entomologi-Fitopatologi periode 2013-2014. Penulis aktif dalam menghadiri berbagai macam kajian dan diskusi ilmiah di dalam dan di luar kampus, diantaranya adalah menjadi pemakalah pada Seminar Nasional Pengendalian Penyakit pada Tanaman Pertanian Ramah Lingkungan yang diselenggarakan oleh Fakultas Pertanian Universitas Gadjah Mada pada 20 September 2014 dan menjadi pemrasaran poster dalam acara Seminar Nasional Perlindungan Tanaman II yang diselenggarakan oleh Departemen Proteksi Tanaman Fakultas Pertanian Institut Pertanian Bogor pada 13 November 2014.