Modul Ajar Praktek Bioproses

MODUL AJAR

PRAKTIKUM BIOPROSES

Modul ajar ini dibiayai dari dana DIPANomor : 0622/023-04.2.01/15/2012 tanggal 9 Desember 2011

Politeknik Negeri Malang

Oleh :………………

NIP. ……………………………….

POLITEKNIK NEGERI MALANG

2013

i

LEMBAR PENGESAHAN

1. Judul Modul Ajar : PRAKTEK BIOPROSESDigunakan Pada Mata KuliahSemester

::

BIOPROSES1

2. Penulis Utama1. Nama Lengkap2. NIP3. Pangkat/golongan4. Jabatan5. Program Studi6. Jurusan

:::::::

IR. DIAH MEILANY, MT.19670505 199303 200 1Penata Tk 1/3dStaf PengajarTEKNIK KIMIATEKNIK KIMIA

3. Jumlah AnggotaTim Penulisa. Nama Anggota 1b. Nama Anggota 2

:::

3 orang……………………………….....……………………………….....

4. Bidang Ilmu : ……………………………….....5. Sumber Dana : Modul ajar ini dibiayai dengan dana DIPA Nomor :

0622/023-04.2.01/15/2012 tanggal 9 Desember 2012 Politeknik Negeri Malang

Malang, ................................Menyetujui,

Ketua Jurusan Teknik Kimia, Penulis Utama,

Ir. Hardjono, MT Ir. Diah Meilany, MTNIP. 19600205 198803 100 1 NIP. 19670505 199303 200 1

Mengetahui,Direktur

Politeknik Negeri Malang

Ir. Tundung Subali Patma, MT NIP. 19590424.1988031.002

ii

SURAT PERNYATAAN

Yang bertanda tangan di bawah ini:

Nama Lengkap : Ir Diah Meilany, MT inuri, ST.NIP : 19670505 199303 200 1Bidang Ilmu : Bioproses Pangkat/Golongan : Penata Tk 1/3d I / IIIbJabatan Fungsional : LektorJurusan/Program Studi : Teknik Kimia/Teknik Kimia.Perguruan Tinggi : Politeknik Negeri Malang

Dengan ini menyatakan bahwa:

1. Naskah modul ajar bidang ilmu “Bioproses ” dengan judul:

”PRAKTEK BIOPROSES”

Belum pernah diterbitkan dan bebas dari plagiarisme.2. Bersedia menuntaskan naskah modul ajar sesuai waktu yang ditentukan. Demikian surat pernyataan ini dibuat dengan sebenarnya.

Malang, ……………….. 2012

Disahkan oleh,Ketua Jurusan Teknik Kimia, Yang membuat,

Ir. Hardjono, MT Ir. Diah Meilany, MT NIP 19600205 198803 100 1 NIP 19670505 199303 200 1

Mengetahui:Direktur

Ir. Tundung Subali Patma, M.T.NIP 19590424 198803 1 002

iii

KATA PENGANTAR

iv

DAFTAR ISI

KATA PENGANTAR i

DAFTAR ISI ii

DAFTAR TABEL vii

DAFTAR GAMBAR viii

TATA TERTIB LABORATORIUM BIOPROSES 1

BAB 1 STERILISASI.........................................................................................2

1.1 KOMPETENSI............................................................................2

1.2 METODOLOGI...........................................................................2

1.2.1 ALAT DAN BAHAN......................................................2

1.2.2 CARA KERJA.................................................................2

1.3 HASIL PENGAMATAN.............................................................5

BAB 2 MIKROSKOP.........................................................................................6

2.1 KOMPETENSI............................................................................6

2.2 METODOLOGI...........................................................................6

2.2.1 ALAT DAN BAHAN......................................................6

2.2.2 CARA KERJA.................................................................6

2.3 HASIL PENGAMATAN.............................................................9

2.3.1 PREPARAT JAMUR PERBESARAN 40 X...................9

2.3.2 PREPARAT JAMUR PERBESARAN 100 X...............10

2.3.3 PREPARAT JAMUR PERBESARAN 1000 X.............10

2.3.4 PREPARAT RAGI/YEAST PERBESARAN 40X........11

2.3.5 PREPARAT RAGI/YEAST PERBESARAN 100 X....11

2.3.6 PREPARAT RAGI/YEAST PERBESARAN 1000 X..12

2.3.7 PREPARAT BAKTERI PERBESARAN 40X..............12

2.3.8 PREPARAT BAKTERI PERBESARAN 100X............13

2.3.9 PREPARAT BAKTERI PERBESARAN 1000X..........13

2.3.10 PREPARAT ALGA PERBESARAN …………………

14

2.3.11 PREPARAT ALGA PERBESARAN ………………. 14

v

2.3.12 PREPARAT ALGA PERBESARAN

………………….......................................................................15

BAB 3 ISOLASI MIKROORGANISME METODE CAWAN TUANG........16

3.1 KOMPETENSI..........................................................................16

3.2 METODOLOGI.........................................................................16

3.2.1 ALAT DAN BAHAN....................................................16

3.2.2 CARA KERJA...............................................................16

3.3 HASIL PENGAMATAN...........................................................19

3.3.1 KOLONI ……………...................................................19

3.3.2 KOLONI ………….......................................................19

3.3.3 KOLONI ………….......................................................20

3.3.4 KOLONI ………….......................................................20

3.3.5 KOLONI ………….......................................................21

3.3.6 KOLONI ………….......................................................21

3.3.7 KOLONI ………...........................................................22

3.3.8 KOLONI ………...........................................................22

3.3.9 KOLONI ………...........................................................23

BAB 4 ISOLASI MIKROORGANISME METODE CAWAN GORES.........24

4.1 KOMPETENSI..........................................................................24

4.2 METODOLOGI.........................................................................24

4.2.1 ALAT DAN BAHAN....................................................24

4.2.2 CARA KERJA...............................................................24

4.3 HASIL DAN PENGAMATAN.................................................28

4.3.1 KOLONI …...................................................................28

4.3.2 KOLONI ……...............................................................28

4.3.3 KOLONI ………...........................................................29

4.3.4 KOLONI ……...............................................................29

BAB 5 PENYIMPANAN KULTUR MURNI DI AGAR MIRING.................30

5.1 KOMPETENSI..........................................................................30

5.2 METODOLOGI.........................................................................30

5.2.1 ALAT DAN BAHAN....................................................30

5.2.2 CARA KERJA...............................................................30

vi


5.3.1 Koloni …………............................................................32

5.3.2 Koloni ………................................................................33

5.3.3 Koloni ……………........................................................33

BAB 6 PERHITUNGAN MIKROORGANISME............................................34

6.1 KOMPETENSI..........................................................................34

6.2 METODOLOGI.........................................................................34

6.2.1 ALAT DAN BAHAN....................................................34

6.2.2 CARA KERJA...............................................................34


BAB 7 PEWARNAAN NEGATIF...................................................................43

7.1 KOMPETENSI..........................................................................43

7.2 METODOLOGI.........................................................................43

7.2.1 ALAT DAN BAHAN....................................................43

7.2.2 CARA KERJA...............................................................43


7.3.1 PERBESARAN 100 X...................................................45

7.3.2 PERBESARAN 1000 X.................................................45

BAB 8 PEWARNAAN SEDERHANA............................................................46

8.1 KOMPETENSI..........................................................................46

8.2 METODOLOGI.........................................................................46

8.2.1 ALAT DAN BAHAN....................................................46

8.2.2 CARA KERJA...............................................................46


8.3.1 PERBESARAN 100 X...................................................49

8.3.2 PERBESARAN 1000 X.................................................49

BAB 9 PEWARNAAN GRAM........................................................................50

9.1 KOMPETENSI..........................................................................50

9.2 METODOLOGI.........................................................................50

9.2.1 ALAT DAN BAHAN....................................................50

9.2.2 CARA KERJA...............................................................51


vii

9.3.1 PERBESARAN 100 X...................................................53

9.3.2 PERBESARAN 1000 X.................................................53

BAB 10 PEWARNAAN SPORA.......................................................................54

10.1 KOMPETENSI..........................................................................54

10.2 METODOLOGI.........................................................................54

10.2.1 ALAT DAN BAHAN..................................................54

10.2.2 CARA KERJA.............................................................54


10.3.1 PERBESARAN 100 X.................................................56

10.3.2 PERBESARAN 1000 X...............................................57

BAB 11 PEWARNAAN ACID FAST................................................................58

11.1 KOMPETENSI..........................................................................58

11.2 METODOLOGI.........................................................................58

11.2.1 ALAT DAN BAHAN..................................................58

11.2.2 CARA KERJA.............................................................58


11.3.1 PERBESARAN 100 X.................................................60

11.3.2 PERBESARAN 1000 X...............................................61

BAB 12 PEMBUATAN KURVA PERTUMBUHAN.......................................62

12.1 KOMPETENSI..........................................................................62

12.2 METODOLOGI.........................................................................62

12.2.1 ALAT DAN BAHAN..................................................62

12.2.2 CARA KERJA.............................................................62


BAB 13 PEMBUATAN EKSTRAK KASAR RENNIN DARI MUCOR

PUSILLUS.............................................................................................................65

13.1 KOMPETENSI..........................................................................65

13.2 METODOLOGI.........................................................................65

13.2.1 ALAT DAN BAHAN..................................................65

13.2.2 CARA KERJA.............................................................66


BAB 14 PEMBUATAN KEJU CHEDDAR.......................................................68

viii

14.1 KOMPETENSI..........................................................................68

14.2 METODOLOGI.........................................................................68

14.2.1 ALAT DAN BAHAN..................................................68

14.2.2 CARA KERJA.............................................................68


ix

DAFTAR TABEL

Tabel 6-1 Contoh penghitungan jumlah koloni (SPC) dengan pengulangan.........35

Tabel 6-2 Contoh penghitungan jumlah koloni (SPC) dengan lebih dari satu

cawan memenuhi syarat.........................................................................................36

x

DAFTAR GAMBAR

Gambar 1-1 Tampak atas autoclave........................................................................4

Gambar 2-1 Langkah pembuatan preparat secara aseptic.......................................7

Gambar 3-1 urutan proses isolasi metode cawan tuang........................................17

Gambar 3-2 bentuk, tepian dan elevasi koloni hasil isolasi..................................18

Gambar 4-1 Sektor penggoresan cawan petri.......................................................25

Gambar 4-2 Pola goresan dan hasilnya.................................................................27

Gambar 4-3 Bentuk, tepian dan elevasi koloni.....................................................27

Gambar 6-1 Haemocytometer...............................................................................37

Gambar 6-2 Pembagian kotak hemasitometer......................................................38

Gambar 6-3 Ruang hitung hemasitometer dan cara menghitung..........................38

Gambar 7-1 Langkah – langkah pewarnaan negatif.............................................44

Gambar 8-1 Langkah kerja pembuatan preparat pewarnaan sederhana................48

Gambar 9-1 Langkah kerja pewarnaan gram........................................................52

Gambar 10-1 Langkah kerja pewarnaan spora.....................................................56

Gambar 11-1 Langkah kerja pewarnaan acid fast.................................................60

xi

TATA TERTIB LABORATORIUM BIOPROSES

1. Jangan membawa barang-barang berharga yang tidak akan digunakan dalam

praktikum ke dalam laboratorium (handphone atau gadget lainnya)

2. Pakaian kerja harus bersih untuk menghindari kemungkinan infeksi, atau

kontaminasi

3. Tidak boleh makan, minum dan merokok di dalam laboratorium, kecuali hal

tersebut ada hubungannya dengan acara praktikum seperti uji organoleptik

4. Dilarang memasukkan alat atau benda seperti pensil, bolpen ke dalam mulut

5. Alat-alat yang dipakai (mikroskop, meja praktikum) harus dalam keadaan

bersih

6. Ose yang telah dipakai harus dalam keadaan bersih, bila ada bahan yang

melekat di ose maka bakar hingga menjadi abu dan dapat dilepas

7. Apabila suatu biakan jatuh atau tumpah, harus didisinfeksi dengan sebaik-

baiknya. Tuangkan etanol 70% lalu seka dengan tisu dan selanjutnya tisu

dibakar

8. Semua bahan yang sudah tidak dipergunakan lagi seperti ose, pipet mikro,

korek api, kapas, kertas, benang harus diletakkan kembali ke tempatnya

semula

9. Semua biakan mikroba yang sudah tidak dipergunakan lagi harus dibuang di

tempat khusus yang disediakan dan disterilkan dalam otoklaf

10. Apabila terjadi kecelakaan (tertusuk, terluka, mata kemasukan sesuatu) harus

dilaporkan kepada dosen pembimbing supaya dapat mengambil tindakan yang

sesuai.

11. Setelah pekerjaan selesai, bersihkan semua peralatan dan meja kerja dengan

mendisinfeksi menggunakan etanol 70%

12. Sebelum meninggalkan laboratorium ,matikan keran air, cabut kabel listrik

peralatan dan cuci tangan dengan sabun desinfektan

xii

BAB 1 STERILISASI

1.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum STERILISASI, mahasiswa dapat

a. Menerapkan prinsip sterilisasi alat dan media di bidang ilmu Bioproses.

b. Menggunakan autoclave, oven dengan baik dan benar sesuai SOP

autoclave

1.2 METODOLOGI

1.3 ALAT DAN BAHAN

Cawan petri

Tabung reaksi beserta rak

Pipet ukur 10 ml

Labu takar 1000 ml

Batang pengaduk

Cawan arloji

Kertas pembungkus

Kain kassa

Kapas berlemak

Tali kasur

Hot plate

Gunting

Oven

Autoclave

Neraca analitis

Nutrient Agar bubuk (NA)

Potato Dextrose Agar bubuk

(PDA)

Aquadest

BAB 2 CARA KERJA

A. Sterilisasi alat

a. Cuci alat yang digunakan dengan air dan sabun hingga tidak terasa

berminyak, bilas dengan air mengalir kemudian dengan aquadest atau

alcohol. Tiriskan hingga kering.

b. Untuk tabung reaksi dan peralatan berleher disumbat dengan kapas

berbungkus kain kassa steril. Sumbatan harus padat dibagian luar agar

dapat menahan debu dan kotoran.

c. Bungkus semua peralatan dengan kertas kecuali erlenmeyer yang memiliki

sumbatan kapas.

xiii

d. Masukkan dalam autoclave pada suhu 121°C, selama 30 menit.

e. Setelah selesai disterilisasi, simpan alat dalam oven bersuhu 80ºC selama

24 jam. Selanjutnya alat disimpan dalam kotak peralatan steril yang sudah

disediakan.

B. Sterilisasi media NA/PDA

a. Larutkan nutrient agar (NA) atau Potato Dextrose Agar (PDA) bubuk

dengan aquadest sesuai keperluan

b. Panaskan larutan dengan hot plate sampai larut semua. Kehilangan

aquadest selama pemanasan diganti dengan penambahan aquadest.

c. Saring dengan kapas atau kain steril.

d. Sterilisasi dalam autoclave pada 121ºC selama 30 menit.

C. SOP Autoclave

Persiapan

a. Buka pengunci autoclave

b. Periksa kedalaman air. Tinggi air harus tepat di bawah plat berlubang

c. Jika kurang tambahkan aquadest dari bagian atas autoclave

d. Pasang keranjang sesuai kebutuhan

e. Tata alat/media yang akan disterilkan dalam keranjang sedemikan hingga

masih ada ruang untuk lewatnya kukus

Pelaksanaan

a. Tutup autoclave dan kunci dengan rapat, pastikan tidak ada yang bocor

b. Tutup kran kukus (20) dan kran udara (19)

c. Pilih tanda gunting untuk sterilisasi alat dan tanda erlenmeyer untuk

sterilisasi media menggunakan tombol (18). Pastikan penunjuk waktu

menunjukkan angka ”0” dan penunjuk suhu menunjukkan angka di bawah

102C dan tidak ada indikasi error.

d. Tekan tombol pilihan program (13) dan pilih sesuai kebutuhan. Untuk

modifikasi program :

e. Suhu, tekan tombol 9 dan 14/15 berbarengan

f. Waktu, tekan tombol 11 dan 14/15 berbarengan

g. Tekan tombol start (16)

xiv

h. Tunggu hingga proses pemanasan selesai, misal untuk program 2 (suhu

121C dan waktu 30 menit) dibutuhkan waktu sekitar 30 menit dan

mencapai tekanan ± 1 bar. Selama proses itu lampu heater (7) dan lampu

exhaust (6) menyala.

i. Bila tekanan sudah mencapai 1 bar, lampu heater dan lampu exhaust

padam sedangkan lampu steril (5) akan menyala berkedip-kedip selama 7

menit diiringi dengan penurunan suhu, waktu dan tekanan selama ± 30

menit

j. Setelah itu lampu steril (5) akan padam dan alarm (1) akan berbunyi

selama 10 detik , menandakan proses sterilisasi sudah selesai.

k. Tekan tombol stop (17) biarkan autoclave tertutup sampai tekanan dalam

autoclave turun dan menunjukkan 0,2 bar

l. Buka keran udara (19) dan keran steam (20)

m. Buka pengunci autoclave

n. Angkat dan keluarkan keranjang

Penyelesaian

a. Putar tombol (18) ke posisi off jika suhu sudah menunjukkan 40C

b. Bersihkan sisa-sisa air di sekitar autoclave

c. Tutup autoclave tanpa dikunci

Gambar 1-1 Tampak atas autoclave

2.1 HASIL PENGAMATAN

xv

Laporkan hasil pengamatan anda dalam tabel di bawah ini. Sesuaikan

dengan langkah kerja di atas.

NO KONDISI AUTOCLAVE DATA PENGAMATAN KETERANGAN

1. PERSIAPAN

2. PELAKSANAAN

3. PENYELESAIAN

xvi

BAB 3 MIKROSKOP

3.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “MIKROSKOP”, maka mahasiswa dapat :

a. Membuat preparat mikroorganisme untuk dapat diamati dengan baik

dan benar

b. Menggunakan mikroskop binokuler dengan baik dan benar sesuai SOP

c. Mengamati bermacam-macam mikroorganisme seperti jamur, bakteri,

dan alga

d. Membedakan morfologi bermacam-macam mikroorganisme

3.2 METODOLOGI

3.3 ALAT DAN BAHAN

Mikroskop binokuler

Gelas benda (gelas

preparat)

Gelas penutup (cover

glass)

Tempe, roti atau makanan

yang sudah berjamur

Ragi roti yang sudah

diinkubasi 4 jam

sebelumnya

Biakan bakteri

Pipet tetes

Tisu bebas serat

Air selokan, air yang

tergenang, air aquarium

Pinset atau jarum suntik

Lup inokulasi (ose)

Pembakar spiritus

Korek api

Ethanol 70 %

Air steril

BAB 4 CARA KERJA

1. PEMBUATAN PREPARAT BAKTERI

Cuci gelas benda dengan air sabun dan bilas bersih hingga tak ada sisa

sabun. Seka dengan tissue beralkohol dan kering anginkan.

Untuk gelas penutup seka dengan tissue beralkohol, lalu kering

anginkan.

xvii

Nyalakan pembakar spiritus, letakkan pada jarak ± 30 cm dari tubuh

anda

Tambahkan air steril ke permukaan gelas preparat menggunakan lup

inokulasi hingga membentuk kumpulan air berukuran ± 0,5 cm.

Pegang lup inokulasi di tangan kanan dan tabung berisi biakan di tangan

kiri anda. Lihat gambar 1, untuk lebih jelasnya, perhatikan posisi jari

tangan.

Pijarkan lup inokulasi hingga memerah supaya steril di seluruh bagian

lupnya. Lewatkan juga batang pemegangnya pada nyala api beberapa

kali.

Buka kapas tabung agar miring dengan jari kelingking tangan kanan

dan jepitkan ke telapak tangan anda. Lihat gambar 1 no 5, jangan

letakkan kapas di meja.

Gambar 2-2 Langkah pembuatan preparat secara

xviii

aseptic

Panaskan mulut tabung dengan api pembakar spiritus beberapa kali.

Jaga jarak lup di tangan kanan anda agar tidak lebih jauh dari 30 cm

terhadap api.

Masukkan lup inokulasi steril dan sentuhkan ujungnya ke cairan biakan

untuk mengambil biakan. Bila biakan murni berupa tabung agar miring,

sentuhkan ujung lup inokulasi ke permukaan agar miring beberapa kali.

Jangan ditekan terlalu keras supaya agar miring tidak terluka.

Keluarkan dengan hati-hati sedemikian hingga tidak menyentuh dinding

tabung

Panaskan lagi mulut tabung reaksi beberapa kali di api pembakar

spiritus lalu tutup tabung dengan kapas penutupnya.

Goreskan isi lup inokulasi ke permukaan gelas preparat yang sudah

terisi air steril lalu tutup dengan gelas penutup

Preparat siap untuk diamati dengan mikroskop

2. PEMBUATAN PREPARAT JAMUR




anginkan.

Letakkan sejumlah air steril di permukaan gelas preparat dengan

menggunakan lup inokulasi secara aseptik

Sterilkan jarum suntik dengan api pembakar spiritus. Ambil miselia

jamur dari tempe/menjes/roti berjamur/nasi berjamur.

Letakkan miselia jamur di gelas preparat lalu tutup dengan gelas

penutup secara aseptik


xix

3. PEMBUATAN PREPARAT ALGA




anginkan

Letakan sejumlah air kolam/air selokan di permukaan gelas benda

dengan lup inokulasi secara aseptik

Tutup dengan gelas penutup



4.2 PREPARAT JAMUR PERBESARAN 40 X

JAMUR ………………………………… KETERANGAN

xx

BAB 5 PREPARAT JAMUR PERBESARAN 100 X


BAB 6 PREPARAT JAMUR PERBESARAN 1000 X


xxi

BAB 7 PREPARAT RAGI/YEAST PERBESARAN 40X

RAGI ………………………………… KETERANGAN

BAB 8 PREPARAT RAGI/YEAST PERBESARAN 100 X


xxii

BAB 9 PREPARAT RAGI/YEAST PERBESARAN 1000 X


BAB 10 PREPARAT BAKTERI PERBESARAN 40X

BAKTERI ………………………………… KETERANGAN

xxiii





xxiv

BAB 13 PREPARAT ALGA PERBESARAN …………………

ALGA ………………………………… KETERANGAN

BAB 14 PREPARAT ALGA PERBESARAN ………………


xxv

BAB 15 PREPARAT ALGA PERBESARAN …………………..


xxvi

BAB 16 ISOLASI MIKROORGANISME METODE CAWAN TUANG

16.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “ISOLASI MIKROORGANISME METODE

CAWAN TUANG”, mahasiswa diharapkan dapat :

Menerapkan prinsip isolasi mikroorganisme metode cawan tuang

dengan baik dan benar

Menggunakan pipet mikro, vortex mixer dengan baik dan benar

Membuat pengenceran biakan secara aseptik dengan baik dan benar

Memindahkan biakan ke dalam cawan petri steril secara aseptic dengan

baik dan benar

Mengisolasi mikroorganisme dengan metode cawan tuang dengan baik

dan benar

16.2 METODOLOGI

16.3 ALAT DAN BAHAN

Cawan petri steril

Tabung reaksi steril

Pembakar spritus

Korek api

Pipet mikro 100 – 1000 µL

Tip pipet mikro steril

Pipet ukur steril 10 mL

Ball pipette

Vortex mixer

Incubator oven

Autoclave

Air steril

Ethanol 70%

Media (NA/PDA)

Biakan campuran

mikroorganisme

BAB 17 CARA KERJA

Tuliskan kode kelompok dan tanggal pada permukaan luar dasar cawan

petri .Beri nomor di bagian atasnya.

Ambil 6 tabung reaksi berisi air steril masing-masing 9 ml, letakkan di

rak tabung reaksi dan beri penomoran.

xxvii

Kocok tabung reaksi berisi suspensi campuran bakteri (disediakan)

dengan gerakan kesamping, jangan sampai sumbatnya basah.

Langkah selanjutnya dapat dilihat pada gambar 3-1 berikut.

Gambar 3-3 urutan proses isolasi metode cawan tuang

Ambil 1 ml campuran biakan secara aseptic dengan pipet mikro,

pindahkan ke tabung reaksi 1 , kocok.

Ambil 1 ml dari tabung reaksi 1 campuran biakan secara aseptic dan

pindahkan ke tabung reaksi 2, kocok. Lakukan hal yang sama sampai

kelima tabung reaksi berisi bakteri.

Dari masing-masing tabung, pindahkan 1 ml campuran biakan secara

aseptic ke 5 petridish steril (beri penomoran dan keterangan

pengenceran pada petridish sesuai dengan asal biakan tabung)

Untuk variasi pengenceran tanyakan pada dosen pembimbing

Tambahkan agar cair bersuhu ± 40C secukupnya ke dalam petridish

secara aseptik. Dengan posisi cawan petri di meja kerja, putar-putarkan

cawan petri searah jarum jam sebanyak 5 kali kemudian berlawanan

arah jarum jam juga sebanyak 5 kali. Selanjutnya putarkan cawan petri

hingga membentuk angka delapan sebanyak 5 kali. Kemudian biarkan

xxviii

beku. Bungkus dengan kertas pembungkus dan inkubasi selama 2 x 24

jam dalam incubator oven dalam keadaan terbalik (tutup cawan di

bawah) pada suhu yang sesuai.

Amati diameter (mm), warna, ketinggian koloni, tepian, bentuk,

konsistensi serta bau, lihat gambar 3-2 berikut.

Gambar 3-4 bentuk, tepian dan elevasi koloni hasil isolasi

CATATAN :setelah pengamatan, jangan dibuang atau dibersihkan

untuk digunakan dalam perhitungan koloni (colony counter).

xxix


Data yang didapat ditampilkan dalam tabel di bawah. Untuk tiap cawan

diamati bentuk, tepian dan elevasi tiap koloni yang tumbuh. Untuk kontaminan

(bila ada) dilaporkan tersendiri.

BAB 18 KOLONI ……………

CAWAN ………………….. BENTUK, TEPIAN, ELEVASI

BAB 19 KOLONI …………..

CAWAN …………………. BENTUK, TEPIAN, ELEVASI

xxx

BAB 20 KOLONI …………..

CAWAN …………………….. BENTUK, TEPIAN, ELEVASI

BAB 21 KOLONI …………

CAWAN …………….. BENTUK, TEPIAN, ELEVASI

xxxi

BAB 22 KOLONI ………….

CAWAN ………………… BENTUK, TEPIAN, ELEVASI

BAB 23 KOLONI …………


xxxii

BAB 24 KOLONI ………..


BAB 25 KOLONI ……….


xxxiii

BAB 26 KOLONI ……….


xxxiv

BAB 27 ISOLASI MIKROORGANISME METODE CAWAN GORES

27.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “ISOLASI MIKROORGANISME METODE

CAWAN GORES”, mahasiswa diharapkan dapat :

Menerapkan prinsip isolasi mikroorganisme metode cawan gores

dengan baik dan benar

Menginokulasi biakan secara aseptic ke dalam cawan petri dengan baik

dan benar

Mengisolasi mikroorganisme dari lingkungan asalnya menggunakan

metode cawan gores dengan baik dan benar

27.2 METODOLOGI

27.3 ALAT DAN BAHAN

cawan petri steril

lup inokulasi

pembakar spiritus

media agar NA/PDA steril

suspensi campuran bakteri, atau

cawan petri hasil isolasi dengan metode cawan tuang

BAB 28 CARA KERJA

Siapkan cawan petri kering dan steril

Nyalakan pembakar spiritus, bekerjalah pada radius 30 cm maksimal

dari api.

Panaskan bibir cawan beberapa kali di api pembakar spiritus

Letakkan di meja dan buka tutup cawan petri. Jangan terlalu lebar,

cukup untuk menuangkan media agar cair bersuhu ± 60C ke dalamnya

Isikan ± ½ bagian dari kedalaman cawan petri

xxxv

Biarkan tutup cawan terbuka sedikit untuk mendinginkan media agar

dan uap panas tidak mengembun di tutup cawan. Pastikan bekerja di

radius 30 cm dari nyala api spiritus!

Bila sudah beku, berarti cawan sudah siap untuk digores.

Tuliskan kode kelompok dan tanggal pada permukaan luar dasar cawan

petri .Beri nomor di bagian atasnya.

Baliklah cawan petri dan buatlah sketsa area penggoresan dengan

spidol, lihat gambar 4-1 di bawah

Gambar 4-5 Sektor penggoresan cawan petri

Dengan berpedoman pada gambar 4-1 di atas, lakukan langkah-langkah

berikut :

Letakkan cawan petri di atas meja dengan posisi tutup terletak di sisi

atas dan sector 0 di sisi kiri

Kocoklah tabung reaksi berisi campuran suspensi mikroba dengan

gerakan ke samping. Jaga agar sumbat kapas tidak basah. Atau gunakan

biakan yang sudah anda dapat dari isolasi dengan metode cawan tuang.

Pilih koloni yang bukan kontaminan, konsultasikan dengan dosen

pembimbing.

Panaskan bibir cawan petri dengan pembakar spiritus ± 3 putaran

Dengan lup inokulasi, pindahkan secara aseptik satu lup penuh biakan

miroba pada sektor 0 dan goreskan membentuk pola zig zag. Perhatikan

xxxvi

agar tutup cawan petri tidak terbuka terlalu lebar. Karena permukaan

agar dapat terlukai oleh lup, maka goresan dilakukan tanpa tekanan

berlebih tetapi mantap. Lingkaran di ujung lup harus terletak datar dan

horisontal terhadap permukaan agar. Bila biakan campuran tersedia

dalam bentuk padat, jaga agar inokulum yang dipindahkan tidak terlalu

banyak, cukup sentuhkan lup pada biakan yang akan digoreskan.

Pijarkan kembali lup dan biarkan dingin. Suhu lup dapat diperiksa

dengan menyentuhkannya ke pinggiran media agar dan bila mendesis

berarti masih panas. Pemijaran lup yang kedua kali ini akan mematikan

sel-sel yang masih tersisa sehingga membantu pengenceran jumlah sel.

Goreskan lup ke sektor 0 satu sampai tiga kali saja dan susul dengan

goresan ke arah tepi luar sektor 1. Lanjutkan dengan goresan zig zag

pada sektor 1 dan tidak tumpang tindih.

Putar cawan petri hingga sektor 1 terletak di sisi kiri anda, ulangi

langkah 5 di atas untuk mengencerkan biakan dari sektor 1 ke sektor 2.

Putar cawan petri hingga sektor 2 terletak di sisi kiri anda, ulangi

langkah 5 di atas untuk mengencerkan biakan dari sektor 2 ke sektor 3.

Perhatian : JANGAN LUPA UNTUK SELALU MEMIJARKAN LUP

SETIAP KALI BERPINDAH SEKTOR!!!

Panaskan sekali lagi bibir cawan petri dengan pembakar spiritus

kemudian bungkus rapi.

Inkubasikan cawan petri terbalik dalam inkubator oven pada suhu yang

sesuai selama 2 x 24 jam.

Amati diameter (mm), warna, ketinggian koloni, tepian, bentuk,

konsistensi serta bau, lihat gambar 4-2 dan 4-3 berikut

xxxvii

.

Gambar 4-6 Pola goresan dan hasilnya

Gambar 4-7 Bentuk, tepian dan elevasi koloni

xxxviii

28.1 HASIL DAN PENGAMATAN

Data yang didapat ditampilkan dalam tabel di bawah. Untuk tiap cawan

diamati bentuk, tepian dan elevasi tiap koloni yang tumbuh. Untuk kontaminan

(bila ada) dilaporkan tersendiri.

BAB 29 KOLONI …..


BAB 30 KOLONI …….


xxxix

BAB 31 KOLONI ………


BAB 32 KOLONI ……..


xl

BAB 33 PENYIMPANAN KULTUR MURNI DI AGAR MIRING

33.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “PENYIMPANAN KULTUR MURNI DI

AGAR MIRING”, mahasiswa diharapkan dapat :

Membuat agar miring di tabung reaksi

Menginokulasi biakan secara aseptic ke agar miring dengan baik dan

benar

33.2 METODOLOGI

33.3 ALAT DAN BAHAN

Tabung reaksi steril

Rak tabung reaksi

Batang penyangga

Lup inokulasi

Pembakar spiritus

Korek api

Media agar NA/PDA cair steril

Biakan dari hasil isolasi cawan gores

Etanol 70%

Incubator oven

BAB 34 CARA KERJA

A. PEMBUATAN AGAR MIRING

Siapkan tabung reaksi kering dan steril lengkap dengan sumbat

kapasnya.

Nyalakan pembakar spiritus, bekerjalah pada radius 30 cm maksimal

dari api.

xlii

Pegang tabung reaksi di tangan kiri, buka sumbat kapas dengan tangan

kanan, gunakan jari kelingking dan jari tengah. Jangan letakkan sumbat

di meja kerja!!!!!!!!!

Panaskan bibir tabung reaksi dengan api pembakar spiritus beberapa

kali.

Tuangkan media agar cair bersuhu ± 60C hingga ± 1/3 tinggi tabung

reaksi (sesuaikan lagi dengan diameter tabung reaksi)

Panaskan lagi bibir tabung lalu tutup kembali sumbat kapasnya

Simpan dalam posisi miring, atur sedemikian rupa hingga media agar di

dasar tabung tidak terlalu tebal dan ujung agar miring cukup jauh (± 8

cm) dari mulut tabung.

Agar miring dinyatakan jadi bila tak ada embun di dalam tabung

B. INOKULASI

Tuliskan kode kelompok dan tanggal pada permukaan luar tabung agar

miring

Letakkan api pembakar spiritus pada jarak ± 30 cm dari anda.

Bersihkan meja kerja dan tangan anda dengan etanol 70%

Pegang cawan petri berisi isolat di tangan kiri dan lup inokulasi di

tangan kanan. Pijarkan lup inokulasi hingga memerah, kemudian

panaskan bibir cawan petri dalam beberapa putaran.

Gerakkan ibu jari tangan kiri ke arah atas sedemikian hingga tutup

cawan petri terangkat sedikit dan tahan dengan telunjuk dan jari tengah

tangan kiri.

Ambil satu lup biakan isolat yang sudah dipilih dan cepat tutup cawan

petri. Jangan lupa untuk memanaskan sekali lagi bibir cawan petri.

Pegang tabung reaksi dengan tangan kiri dan lup inokulasi di tangan

kanan. Buka tutup kapasnya dengan kelingking tangan kanan dan

jepitkan ke telapak tangan kanan. Jangan letakkan kapas di meja!!!!!

Panaskan bibir tabung reaksi dalam beberapa putaran, lalu masukkan

lup inokulasi dan goreskan ke agar miring dalam tabung reaksi dengan

xliii

pola zig zag.

Panaskan bibir tabung sebelum kapasnya ditutupkan lagi. Lalu inokulasi

selama 2x24 jam dalam incubator oven pada suhu yang sesuai.

Lup inokulasi harus dipijarkan sebelum disimpan.


Tempelkan foto masing-masing tabung agar miring hasil inokulasi anda

dalam tabel berikut. Jelaskan kondisi masing-masing inokulum dalam agar miring

anda.

BAB 35 Koloni ………….

TABUNG KE …………. KETERANGAN

BAB 36 Koloni ……….

xliv


BAB 37 Koloni ……………


xlv

BAB 38 PERHITUNGAN MIKROORGANISME

38.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “PERHITUNGAN MIKROORGANISME”,

mahasiswa diharapkan dapat :

Mengetahui jumlah mikroorganisme dengan menggunakan metode

yang sesuai

Mengoperasikan colony counter dengan baik dan benar

Menentukan jumlah mikroorganisme dengan menggunakan colony

counter

Menggunakan haemocytometer dengan baik dan benar

Menentukan jumlah mikroorganisme dengan menggunakan

haemocytometer

38.2 METODOLOGI

38.3 ALAT DAN BAHAN

Biakan campuran yang sudah disediakan (yeast, bakteri dll)

Biakan hasil isolasi metode cawan tuang

Pipet mikro

Tip pipet mikro steril

Pembakar spiritus

Haemocytometer

Colony counter

Mikroskop binokuler

BAB 39 CARA KERJA

A. PERHITUNGAN DENGAN COLONY COUNTER

Siapkan cawan petri hasil isolasi dengan metode cawan tuang.

Perhatikan faktor pengencernya.

xlvi

Hidupkan colony counter, letakkan cawan petri di wadah yang sudah

disediakan dengan posisi tutup di bawah.

Tunjuk tiap titik koloni dengan spidol permanen hingga tercatat angka

yang menunjukkan jumlah koloni yang ada dalam cawan petri tersebut.

Angka yang diperoleh dikalikan dengan factor pengencernya. Misal :

koloni yang berasal dari cawan petri dengan pengenceran 1:1000000

memilki koloni sejumlah 155, maka jumlah mikroba per ml biakan

adalah 155 x 106 = 1,6 x 108 mikroba per ml biakan (dipakai 1 desimal

saja)

Bila dilakukan pengulangan, maka harus di rata-rata. Lihat tabel di

bawah.

Tabel 6-1 Contoh penghitungan jumlah koloni (SPC) dengan pengulangan

Biakan

10-2 10-3 10-4 SPC Keterangan

A 175

208

15

20

5

2

= (17.500+20.800)/2

= 1,9 x 104

Data lain < 30

B 135

165

45

45

5

8

= (13.500+16.500)/2

= 1,5 x 104

45.000/13.500 >2

45.000/16.500 >2, maka dilaporkan pengenceran terendah

C 275

285

35

40

5

7

= (27.500 + 35.000)/2 = a

= (28.500 + 40.000)/2 = b

(a+b)/2 = 3,3 x 104

35.000/27.500 < 2

40.000/28.500 < 2, maka dilaporkan hasil rata-rata

D 290

305

25

28

5

0

= (29.000+30.500)/2

= 3 x 104

25 < 30, dirata-rata meskipun 305 > 300

Bila ada lebih dari satu cawan yang memenuhi syarat, maka di lakukan

perhitungan sebagai berikut :

xlvii

Urutkan data anda sesuai faktor pengenceran dari yang paling kecil ke

yang paling besar

lakukan perhitungan seperti tabel di bawah.

Tabel 6-2 Contoh penghitungan jumlah koloni (SPC) dengan lebih dari satu cawan memenuhi syarat

Biakan 10-2 10-3 10-4 SPC Keterangan

A 295 40 5 = (29.500+40.000)/2

= 3,5 x 104

40.000/29.500 < 2

B 140 35 1 1,4 x 104 35.000/14.000 > 2

Demikian seterusnya sampai akhirnya hanya di dapat satu angka yang

menunjukkan jumlah koloni biakan.

Jumlah koloni adalah perkalian dari hasil perhitungan dengan angka

pengencerannya. (cfu/ml), (colony forming unit/ml)

B. PERHITUNGAN DENGAN HAEMOCYTOMETER

Bersihkan permukaan hitung hemasitometer dengan secarik tissue dan

setetes etanol 70%. Jangan digosok terlalu kuat karena kaca

hemasitometer mudah tergores. Bersihkan juga kaca penutup sampai

bersih.

Letakan kaca tutup hemasitometer di atas permukaan hitung

hemasitometer

Buat berbagai pengenceran (lihat SOP pengenceran) untuk suspensi

biakan mikroba hasil isolasi dengan metode cawan gores atau tuang.

Kocoklah suspensi biakan mikroba yang akan dihitung dengan baik

agar rata, jangan sampai sumbat basah. Kemudian gunakan pipet tetes

untuk mengambil suspensi sebanyak 0,1 – 0,5 ml.

Dengan cermat taruhlah ujung pipet tetes anda pada lekukan berbentuk

huruf V pada tepi kaca tutup hemasitometer dan biarkan ruang hitung

terpenuhi suspensi secara kapiler. Gunakan telunjuk anda untuk

mengatur laju aliran suspensi agar bagian bawah kaca tutup tidak terisi

xlviii

oleh cairan berlebihan. Usahakan agar tidak ada cairan masuk di antara

kaca tutup dan penyangga kaca tutup. Bila sampai terjadi, maka harus

diulang dari awal.

Gambar di bawah adalah haemocytometer yang dipakai dalam

praktikum.

Gambar 6-8 Haemocytometer

Letakkan hemasitometer di atas pentas mikroskop dengan hati-hati.

Amatilah dengan lensa obyektif berkekuatan rendah (40 x) dan

hitunglah jumlah sel yang terdapat pada 80 buah kotak kecil yang

terletak di dalam kotak bagian tengah yang berukuran 1 mm2

Perhatikan gambar 6-2 di bawah, pembagian ruang hitung

hemasitometer. Seluruhnya ada sembilan area, masing-masing

berukuran 1 mm². Kotak yang di tengah , yang kesemua sisinya dibatasi

garis ganda juga berukuran sama, dibagi menjadi 25 kotak besar. Setiap

kotak besar ini dibagi lagi menjadi 16 kotak kecil. Sehingga di dalam

kotak tengah tersebut seluruhnya terdapat 25 x 16 kotak atau 400 kotak

kecil yang merupakan ruang hitung.

xlix

Gambar 6-9 Pembagian kotak hemasitometer

Sedangkan pembagian ruang hitung hemasitometer disajikan dalam

gambar 6-3 berikut.

Gambar 6-10 Ruang hitung hemasitometer dan cara menghitung

Kotak yang merupakan tempat sampling hitungan adalah 4 kotak besar

di ujung dan 1 kotak besar di tengah. Tiap kotak ini terdiri atas 16 kotak

kecil, hingga totalnya adalah 80 kotak kecil.

Bila ditemukan sel mikroba tepat di garis batas, maka yang boleh

dihitung HANYALAH yang terletak di sudut kiri atas kotak (lihat

gambar 6-3 kanan)

Andaikanlah menurut pengamatan anda terdapat 150 sel khamir di

dalam 80 kotak kecil. Maka jumlah sel khamir dalam setiap ml suspensi

asal adalah :

l

80 kotak kecil mempunyai luas 0,2 mm². Jadi dalam setiap mm²

terdapat 150 x 5 atau 750 sel. Kedalaman cairan di hemasitometer ialah

0,1 mm. Maka volume cairan yang tercakup oleh kotak berukuran 1

mm² ialah 0,1 mm³ . Artinya, terdapat 750/0,1 mm³ atau 7500 sel/mm³.

1 ml = 1 cm³ atau 1000 mm³ , Maka jumlah sel khamir dalam suspensi

asal ialah 7,5 x 10 sel/ml.

Jumlah yang akurat adalah bila sel terhitung dalam 80 kotak kecil antara

120 – 200 sel tetapi bila didapat sel lebih besar dari 200, maka encerkan

sampel. Sedang bila didapat jumlah sel lebih kecil dari 120, maka

prosedur perhitungan mengikuti prosedur seperti berikut :

Hitung sel dalam 4 kotak A, B, C dan D (lihat gambar 6-2) lalu bagi 4

jumlah sel ( per mm3) dan selanjutnya kalikan 104 untuk mendapatkan

jumlah sel tiap ml sampel.


a. PERHITUNGAN DENGAN COLONY COUNTER

PENGENCERAN KE …………. HASIL PERHITUNGAN

li



lii



liii


B. HASIL PERHITUNGAN DENGAN HEMASITOMETER


liv

BAB 40 PEWARNAAN NEGATIF

40.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “PEWARNAAN NEGATIF”, maka

mahasiswa dapat :

a. Membuat preparat bakteri untuk dapat diwarnai dengan baik dan benar

b. Mewarnai bakteri dengan baik dan benar

c. Mengidentifikasi bermacam-macam morfologi bakteri

40.2 METODOLOGI

40.3 ALAT DAN BAHAN

Mikroskop

kaca preparat

kaca penutup

lup inokulasi

pembakar spiritus

penjepit kayu

rak tabung reaksi

biakan bakteri murni atau hasil isolasi sebelumnya

Larutan nigrosin

kertas serap/tissue

etanol 70%

BAB 41 CARA KERJA

Bersihkan kaca obyek dengan sabun, bilas lalu seka dengan alcohol

sehingga bebas lemak, kemudian panggang di atas api pembakar

spiritus.

Setelah dingin ambil suspensi biakan murni bakteri atau hasil isolasi

anda dengan lup inokulasi secara aseptis, dan letakkan di atas gelas

preparat.

lv

Kemudian ambil nigrosine dengan lup inokulasi dan campurkan dengan

suspensi bakteri yang telah diletakkan di atas gelas obyek. Ratakan

suspensi ini sehingga membentuk lapisan yang tipis, lihat gambar 1.

Selanjutnya preparat dikering anginkan, jaga kesterilan area kerja anda.

Amatilah dengan mikroskop menggunakan pembesaran kuat (1000 X)

Gambar 7-11 Langkah – langkah pewarnaan negatif


Gambar dengan baik data yang anda dapat dalam tabel berikut. Gunakan

pinsil berwarna.

lvi

BAB 42 PERBESARAN 100 X

GAMBAR KETERANGAN


GAMBAR KETERANGAN

lvii

BAB 44 PEWARNAAN SEDERHANA

44.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “PEWARNAAN SEDERHANA”,




c. Mengidentifikasi bermacam-macam morfologi bakteri berdasar sifatnya

terhadap pewarna sederhana

44.2 METODOLOGI

44.3 ALAT DAN BAHAN

Gelas benda

Lup inokulasi

Pembakar spiritus

Mikroskop

Gelas benda

Bak pewarna

Botol semprot

Penjepit kayu

Kertas serap/tissue

Tabung reaksi berisi isolat

cair

Tabung agar miring/cawan

petri berisi isolat

Larutan zat warna biru

metilene Loffler

Larutan zat warna

karbolfuchsin

Air steril

Alkohol 70%

BAB 45 CARA KERJA

A. PEMBUATAN PREPARAT

Bersihkan dan cuci gelas benda dengan baik sehingga bebas lemak dan

kotoran

Dengan kaca obyek di tangan kiri, basahi telunjuk dan jari tengah

tangan kanan anda

Gosokkan kedua jari yang basah itu pada sabun pembersih

lviii

Gosok kedua permukaan gelas benda dengan kedua jari yang basah tadi

Bilas gelas benda dengan air hingga bersih dan tidak ada lagi sisa

sabun.

Bila gelas benda yang akan dipakai bekas diwarnai maka ulangi

langkah a hingga e hingga bersih betul.

Bilas gelas benda dengan alkohol, tiriskan dan biarkan kering

Setelah bersih pegang gelas benda hanya di bagian pinggirnya.

Buat gambar lingkaran di tengah gelas benda dengan pinsil kaca

berdiameter± 2 cm

a. Mikroba dalam media padat

Letakkan sejumlah air steril di permukaan gelas benda, sisihkan

Pegang biakan mikroba di tangan kiri dan lup inokulasi di tangan

kanan.

Pijarkan lup inokulasi hingga memerah, panaskan bibir tabung reaksi

atau cawan petri dalam beberapa putaran di api.

Buka tutup tabung reaksi atau cawan petri, ambil sejumlah biakan

dengan lup steril

Campurkan biakan dengan air steril di permukaan gelas benda hingga

rata.

Biarkan olesan kering di udara, lalu fiksasi dengan api pembakar

spiritus hingga terasa agak panas bila ditempelkan di punggung tangan.

Proses ini disebut fiksasi panas dan dimaksud untuk mematikan

organisme dan membuatnya menempel pada kaca obyek

b. Mikroba dari media cair

Kocok terlebih dahulu tabung reaksi dengan cara meutar-mutar tabung

diantara dua sisi tangan yang berisi biakan, jangan sampai sumbatnya

basah

Pegang biakan mikroba di tangan kiri dan lup inokulasi di tangan

kanan.

Pijarkan lup inokulasi hingga memerah, panaskan bibir tabung reaksi

dalam beberapa putaran di api.

Buka tutup tabung reaksi, ambil sejumlah biakan dengan lup steril

lix

Oleskan biakan di permukaan gelas benda hingga rata.

Biarkan olesan kering di udara, karena berupa cairan maka

membutuhkan waktu sekitar 30 menit.

Lalu fiksasi dengan api pembakar spiritus hingga terasa agak panas bila

ditempelkan di punggung tangan. Proses ini disebut fiksasi panas dan

dimaksud untuk mematikan organisme dan membuatnya menempel

pada kaca obyek

Gambar 8-12 Langkah kerja pembuatan preparat pewarnaan sederhana

lx


45.2 PERBESARAN 100 X

GAMBAR KETERANGAN


GAMBAR KETERANGAN

lxi

BAB 47 PEWARNAAN GRAM

47.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “PEWARNAAN GRAM”, mahasiswa

diharapkan dapat :



c. Mengidentifikasi bermacam-macam morfologi bakteri berdasar sifatnya

terhadap pewarna gram

47.2 METODOLOGI

47.3 ALAT DAN BAHAN

mikroskop

gelas benda

kaca penutup

lup inokulasi

bak pewarna

rak tabung reaksi

pembakar spiritus

botol semprot

penjepit kayu


seperangkat pewarna gram :

i. ungu kristal (modifikasi hucker)

ii. Larutan KI

iii. Alkohol 95 % p.a

iv. Safranine

air suling

kertas serap/tissue

lxii

BAB 48 CARA KERJA

Ambillah sebuah gelas benda, bersihkan dengan tissue

Supaya debunya hilang, kemudian panaskan kira-kira 10-20 x di atas

nyala api sehingga lemaknya hilang.

Letakkan kaca obyek, dengan sisinya yang tidak berlemak pada bagian

atas rak tabung reaksi dan biarkan sampai dingin.

Kemudian taruhlah setetes air di atasnya (tetesan ini harus menyebar

sama rata). Jika tidak menyebar berarti lemaknya masih belum hilang

dan pekerjaannya harus diulang.

Bakar lup inokulasi hingga pijar. Dengan jarum ini, ambil sedikit

bakteri dari biakkannya dan letakkan di pinggir tetesan tersebut.

Kemudian campurkan bakteri dalam tetesan air dengan menggosokkan

lup inokulasi dalam suspensi tersebut hingga terdapat suatu lingkaran

dengan garis tengah kira-kira 1 cm.

Jumlah bakteri yang tepat ditunjukkan jumlah bakteri yang tepat keruh.

Pijarkan jarum yang telah dipakai. Keringkan suspensi bakteri

tersebut, sebaiknya jangan dipanaskan. Tetapi jika ingin mempercepat

keringnya suspensi tersebut, preparat boleh dipanaskan dengan hati-

hati dengan menggoyangkannya selama 30 menit di atas nyala api kecil

Buatlah dua garis tebal di kanan kiri peparat dengan sebuah potlot

kaca. Hal ini berguna untuk menahan aliran larutan zat warna keluar

dan sebagai penandaan.

Fikser-kan preparat tersebut dengan menggerakkan kaca obyek, dengan

bagian atas yang ada preparatnya. Hal ini dilakukan beberapa kali

dengan melalui api pembakar spiritus.

Warnailah dengan karbon kristal violet, diamkan selama 20 detik

Cuci sebentar dengan air

Teteskan larutan lugol (iodium) pada preparat dan diamkan selama 1

menit

Cuci dengan menggunakan alcohol 95% selama 10 – 20 detik dengan

menggoyangkan preparat di dalam gelas kimia yang berisi alcohol.

Bilas dengan air sebentar saja

lxiii

Taruhlah preparat ini tegak lurus di atas kertas serap/tissue, sehingga

sebagian besar airnya diserap.

Warnailah dengan larutan safranine selama 20 detik

Cuci dengan air dan keringkan dengan kertas serap/tissue.

Amati dengan mikroskop perbesaran kuat tanpa gelas penutup

Catat jenis mikroba yang diperiksa, dan bedakan antara gram negatif

dan gram positif.

Gambar 9-13 Langkah kerja pewarnaan gram

lxiv



GAMBAR KETERANGAN


GAMBAR KETERANGAN

lxv

BAB 50 PEWARNAAN SPORA

50.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “PEWARNAAN SPORA”, mahasiswa

diharapkan dapat :



c. Mengidentifikasi morfologi spora bakteri

50.2 METODOLOGI

50.3 ALAT DAN BAHAN

mikroskop

gelas benda

lup inokulasi

bak pewarna

rak tabung reaksi

pembakar spiritus

botol semprot

penjepit kayu


seperangkat pewarnaan spora :

i. biru metilena Loffler

ii. safranine 0,5%

iii. malachite green 5%

iv. asam cuka 5%

air suling

kertas serap/tissue

BAB 51 CARA KERJA

Ambillah sebuah gelas benda, bersihkan dengan tissue

Supaya debunya hilang, kemudian panaskan kira-kira 10-20 x di atas

nyala api sehingga lemaknya hilang.

lxvi

Letakkan gelas benda, dengan sisinya yang tidak berlemak pada bagian

atas bejana untuk mewarna atau rak tabung reaksi dan biarkan sampai

dingin.

Kemudian taruhlah setetes air steril di atasnya (tetesan ini harus

menyebar sama rata). Jika tidak menyebar berarti lemaknya masih

belum hilang dan pekerjaan di atas harus diulang.

Bakar lup inokulasi hingga pijar. Dengan lup ini, ambil sedikit bakteri

dari biakkannya secara aseptis dan letakkan di pinggir tetesan tersebut

.Kemudian campurkan bakteri dalam tetesan air dengan

menggosokkan lup inokulasi dalam suspensi tersebut hingga terdapat

suatu lingkaran dengan garis tengah kira-kira 1 cm.

Jumlah bakteri yang tepat ditunjukkan jumlah bakteri yang tepat keruh.

Kemudian angin-anginkan, setelah itu fiksasi di atas nyala api

pembakar spiritus

Teteskan pada noda larutan malachite green berlebih dan biarkan

½ - 1 menit. Kemudian tutuplah olesan menggunakan kertas serap

dan uapkan di atas air mendidih selama kurang lebih 5 menit.

Cat yang berlebihan cuci dengan air mengalir selama 30 detik dan

keringkan dengan cara diangin-anginkan

Tetesi dengan cat safranin selama 30 detik.

Cuci dengan air mengalir dan keringkan dengan cara diangin-anginkan.

Amati dengan menggunakan mikroskop pembesaran kuat.

Gambar hasil pengamatan dan tentukan letak spora (sentral, terminal

atau sub terminal)

lxvii

Gambar 10-14 Langkah kerja pewarnaan spora



GAMBAR KETERANGAN

lxviii


GAMBAR KETERANGAN

lxix

BAB 53 PEWARNAAN ACID FAST

53.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “PEWARNAAN ACID FAST”, mahasiswa

diharapkan dapat :



c. Mengidentifikasi bakteri berdasar sifatnya terhadap pewarna acid fast

53.2 METODOLOGI

53.3 ALAT DAN BAHAN

mikroskop

gelas benda

lup inokulasi

bak pewarna

rak tabung reaksi

pembakar spiritus

botol semprot

penjepit kayu


seperangkat pewarna tahan asam :

i. karbon fuksin Kinyoun 4%

ii. biru metilena Loeffler

iii. alcohol-asam (3%HCI dalam etanol 95 % )

air suling

kertas serap/tissue

BAB 54 CARA KERJA

Sediakan gelas benda yang bersih.

Siapkan olesan campuran mikroorganisme secara aseptis pada kaca

obyek dan sebarkan hingga rata.

lxx

Setelah selesai difiksasi, letakkan gelas bend anda di atas rak kawat

pada bak pewarna. Genangi olesan tersebut dengan karbolfuksin dan

uapi dengan air mendidih selama 5 menit. Lihat gambar 5. Tambahkan

pewarna bila pewarnanya teruapkan

Dengan gelas benda dalam posisi miring, setelah dingin lakukan

pemucatan terhadap olesan dengan alcohol – asam sampai latar

belakang olesan tampak merah muda pucat. Pemucatan biasanya

membutuhkan waktu 15 – 20 detik.

Hentikan pemucatan, bilaslah olesan baik-baik dengan botol pijit.

Kembalikan gelas benda di atas rak dan genangi olesan dengan biru

metilena selama 30 detik.

Miringkan gelas benda dan bilaslah dengan air dari botol pijit.

Tiriskan gelas benda dan seraplah kelebihan air pada olesan dengan

menggunakan kertas serap.

Sediakan gelas benda yang bersih.

Siapkan olesan campuran mikroorganisme secara aseptis pada kaca

obyek dan sebarkan hingga rata.

Setelah selesai difiksasi, letakkan gelas bend anda di atas rak kawat

pada bak pewarna. Genangi olesan tersebut dengan karbolfuksin dan

uapi dengan air mendidih selama 5 menit. Lihat gambar 5. Tambahkan

pewarna bila pewarnanya teruapkan

Dengan gelas benda dalam posisi miring, setelah dingin lakukan

pemucatan terhadap olesan dengan alcohol – asam sampai latar

belakang olesan tampak merah muda pucat. Pemucatan biasanya

membutuhkan waktu 15 – 20 detik.

Hentikan pemucatan, bilaslah olesan baik-baik dengan botol pijit.

Kembalikan gelas benda di atas rak dan genangi olesan dengan biru

metilena selama 30 detik.

Miringkan gelas benda dan bilaslah dengan air dari botol pijit.

Tiriskan gelas benda dan seraplah kelebihan air pada olesan dengan

menggunakan kertas serap.

lxxi

Gambar 11-15 Langkah kerja pewarnaan acid fast



GAMBAR KETERANGAN

lxxii


GAMBAR KETERANGAN

lxxiii

BAB 56 PEMBUATAN KURVA PERTUMBUHAN

56.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “PEMBUATAN KURVA

PERTUMBUHAN”, mahasiswa diharapkan dapat :

a. Membuat kultur mikroorganisme dalam media cair atau padat dengan baik

dan benar

b. Menentukan massa mikroorganisme dengan metode yang tepat secara baik

dan benar

c. Membuat kurva pertumbuhan mikroorganisme dengan baik dan benar

56.2 METODOLOGI

56.3 ALAT DAN BAHAN

Erlenmeyer 250 ml

Kapas berbungkus kassa

Labu ukur 1000 mL

Lup inokulasi

Incubator shaker

Pipet mikro dan tip

Vortex mixer

Spatula

Gelas arloji

Oven

Pembakar spiritus

Corong gelas

Cawan arloji

Kertas saring Whatman 42

Neraca analitik 4 digit

Air steril

Inokulum padat

Aspergillus oryzae

Sukrosa 30 g

MgSO4.7H2O 0,5 g

NaNO3 2 g

K2HPO4 1 g

KCl 0,5 g

FeSO4.7H2O 0,01 g

BAB 57 CARA KERJA

A. PERTUMBUHAN INOKULUM ASPERGILLUS ORYZAE

Larutkan semua bahan media pada erlenmeyer atau gelas kimia dengan

aquadest sampai 1000 mL.

lxxiv

Kemudian pindahkan ke erlenmeyer 250 ml milik tiap kelompok,

sesuaikan volumenya.

Tutup erlenmeyer dengan kapas berbungkus kasa lalu sterilkan dalam

autoclave

Siapkan tabung reaksi berisi biakan inokulum Aspergillus oryzae, lalu

tambahkan air steril kedalam tabung inokulum

Kocok tabung reaksi hingga air steril menjadi keruh, kalau perlu

gunakan lup inokulasi untuk mengaduk seluruh spora yang yang ada di

permukaan agar miring

Pindahkan air yang sudah keruh ke dalam erlenmeyer berisi media steril

secara aseptik

Inkubasi dalam incubator shaker pada kecepatan 150 rpm dan 30C

(Langkah pengamatan konsultasikan ke dosen pembimbing)

B. ANALISA MASSA SEL KERING

Oven kertas saring pada 105C selama 2 jam, simpan dalam desikator

untuk menurunkan suhunya (± 10 menit).

Timbang dan catat massa kertas saring hingga didapat berat konstannya

Bila kultur mikroba berupa pellet maka dapat langsung disaring dengan

kertas saring Whatman 42. Tetapi bila kultur mikroba berupa suspensi,

maka harus dipisahkan dengan sentrifugasi terlebih dahulu.

Tabung sentrifuge dikeringkan pada suhu 80C selama 24 jam,

dinginkan dalam desikator dan timbang

Sebanyak 10 ml cairan kultur dimasukan ke dalam tabung sentrifuse,

dan disentrifuse pada 3000 x g dalam 15 menit (untuk kultur yang peka

digunakan 1500 x g).

Cairan jernih (supernatant) dituangkan secara hati-hati ke dalam labu

erlenmeyer, dan dapat dipakai untuk analisa produk-produk metabolism

dan pengukuran konsentrasi sisa substrat (S)

Massa sel di cuci dengan 10 - 20 ml aquadest, disentrifugasi kembali,

dan supernatant dipisahkan dengan hati-hati dengan menggunakan

corong yang diberi kertas saring. Tetapi pellet mikroba dapat langsung

dioven.

lxxv

Massa sel pada kertas saring dikeringkan dalam oven atau pada suhu

80C selama 48 jam, atau dalam oven vakum pada suhu 40C selama 24

jam, timbang sampai beratnya konstan

Berat sel kering =


Tabulasikan hasil pengamatan dari tiap Erlenmeyer ke dalam tabel berikut.

No. Kel. Hari keMassa kertas saring

(g)

Massa kertas saring

+ sel (g)Massa sel, g

1.

2.

3.

4.

5.

6.

7.

8.

9.

10.

11.

12.

lxxvi

BAB 58 PEMBUATAN EKSTRAK KASAR RENNIN DARI MUCOR PUSILLUS

58.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “PEMBUATAN RENNIN DARI MUCOR

PUSILLUS”, mahasiswa diharapkan dapat :

a. Membuat kultur pertumbuhan Mucor pusillus dalam media cair dengan

baik dan benar

b. Menumbuhkan Mucor pusillus dengan baik dan benar

c. Memisahkan ekstrak kasar rennin menggunakan sentrifus dengan baik dan

benar

d. Menentukan aktivitas ekstrak kasar rennin dengan baik dan benar

58.2 METODOLOGI

58.3 ALAT DAN BAHAN

Erlenmeyer 500 ml

Cawan arloji

Pemusing sentrifugal

Oven

Tabung reaksi

Rak tabung reaksi

Gelas kimia 1000 mL

Batang pengaduk

Stopwatch

a. Media pertumbuhan :

Aquadest 100 mL

4 % tepung maizena

0,2 % KH2PO4

0,05 % MgSO4.7H2O

0,5 % KCl

0,1 % urea

lxxvii

1 % pepton

b. Substrat uji aktivitas rennin

Susu skim

Ekstrak kasar rennin

Larutan CaCl2 0,05 M

BAB 59 CARA KERJA

a. Pembuatan ekstrak kasar rennin

Masukkan semua media pertumbuhan ke dalam Erlenmeyer 500 mL

Lalu sterilkan dalam autoclave

Inokulasikan 10 ml suspensi Mucor pusillus yang mengandung 4,7 x 10 5 spora per ml

Inkubasikan selama 116 jam pada suhu 37°C

Selanjutnya pisahkan dalam pemusing sentrifugal dan filtrat yang

diperoleh dipekatkan dalam oven vakum

b. Penentuan aktivitas ekstrak kasar rennin

Panaskan gelas kimia berisi air hingga bersuhu ± 50°C.

Larutkan 12 g susu skim dalam 100 mL CaCl2 0,05 M, panaskan hingga

bersuhu 40°C dalam beaker tersebut

Tempatkan 1 mL ekstrak kasar rennin pada tabung reaksi dan panaskan

enzim dalam beaker yang sama selama 5 menit. Proses di atas bertujuan

untuk mengaktifkan ekstrak kasar rennin

Campurkan ekstrak kasar rennin dan larutan susu tadi lalu diamkan

pada suhu 40°C

Catat waktu yang dibutuhkan untuk menggumpalkan susu

Hitung aktivitas ekstrak kasar rennin sesuai rumus berikut :

Dengan P = waktu yang diperlukan untuk menggumpalkan substrat uji

q = jumlah enzim yang digunakan

lxxviii

Unit aktivitas didefinisikan sebagai kemampuan1 ml ekstrak kasar

rennin untuk menggumpalkan susu dalam 1 menit


Tabulasikan hasil pengamatan di tabel berikut untuk setiap hasil yang

didapat.

No. Kel.Volume ekstrak kasar

rennin, mlWaktu menggumpal

Aktivitas ekstrak

kasar renin

1.

2.

3.

4.

5.

6.

7.

8.

9.

10.

11.

12.

lxxix

BAB 60 PEMBUATAN KEJU CHEDDAR

60.1 KOMPETENSI

Setelah mengikuti praktikum “PEMBUATAN KEJU CHEDDAR”,


a. Membuat keju cheddar secara baik dan benar

b. Menerapkan prinsip higinitas dalam pembuatan produk makanan

60.2 METODOLOGI

60.3 ALAT DAN BAHAN

Seperangkat alat pasteurisasi susu (kompor, panci, penangas air,

thermometer)

Seperangkat alat pemecah curd (pisau, pengaduk/sendok)

Seperangkat alat pengepres keju (Alat pengepres, kain saring,)

Pipet ukur 10 ml

Lidi bersih

Timbangan

Susu sapi (jumlah ditentukan oleh pembimbing)

Enzim rennin Mucor miehei 0,25 % dari volume susu sapi

Larutan CaCl2 25 % sebanyak 0,04 % dari volume susu sapi

Suspensi starter keju berupa biakan Lactobacillus bulgaricus dan

Streptococcus thermophilus (2 : 1) sejumlah 2 % dari volume susu sapi

Garam halus

BAB 61 CARA KERJA

Susu dipasteurisasikan pada suhu 72-73C selama 15 detik

Dinginkan sampai 44C dan tambahkan starter keju, diaduk rata dan

setelah itu biarkan selama 15 menit pada suhu tersebut (harus

dipertahankan)

Tambahkan enzim rennin dan larutan CaCl2 25 % dengan suhu tetap

dipertahankan 44C, selama 30-60 menit (sampai terbentuk

lxxx

gumpalan/curd)

Uji kekompakan curd dengan cara menekan perlahan permukaan curd

dalam panci dengan pisau

Jika kekompakan curd masih pecah dan terlihat ada sisi curd yang

terikut (curd sulit lepas dari permukaan pisau), berarti curd belum

kompak. Maka diamkan lagi dengan suhu tetap 43-44C sampai kompak

Uji lagi, kekompakan curd dengan cara menekan perlahan permukaan

curd dalam panci dengan pisau

Jika pada permukaan pisau tidak terlihat ada sisa curd yang terikut

(curd mudah memisah), berarti curd sudah kompak.

Jika telah kompak, curd dipotong kecil-kecil berbentuk kubus 1 x1 x 1

cm3 dengan pisau

Diamkan selama 5 menit, sehingga terpisah antara curd dan whey

(cairan/dadih)

Keluarkan whey dengan mengunakan sendok sampai tersisa ½ bagian

whey

Curd di potong-potong kecil lagi, kemudian ditambah air panas (suhu

40C) selanjutnya diamkan sampai curd menyatu kembali

Proses cheddaring dilakukan, dengan cara whey dibuang dan curd

dikumpulkan ke tengah panci dengan menggunakan sendok

Setiap 15 menit curd dibalik dan sisa whey dibuang

Curd/gumpalan dicetak/dipres dengan pemberat

Hasil cetakan dikeluarkan dan direndam dalam larutan garam jenuh

selama 1 jam kemudian tiriskan selama 2 jam, pada suhu 17C


Tabulasikan hasil keju cheddar anda di tabel berikut.

lxxxi

No. Kel.Massa keju

(g)

Data pendukung (jumlah

garam, masa rendam)Hasil

1.

2.

3.

4.

lxxxii

No. Kel.Massa keju

(g)



5.

6.

7.

8.

lxxxiii

No. Kel.Massa keju

(g)



9.

10.

11.

12.

DAFTAR PUSTAKA

lxxxiv

Modul Ajar Praktek Bioproses

Documents

Transcript of Modul Ajar Praktek Bioproses