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1 MICOLOGIA GUIA DE TRABAJOS PRACTICOS 2013
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MICOLOGIA GUIA DE TRABAJOS PRACTICOS
2013
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TRABAJOS PRÁCTICOS N° 1 y 2
TEMA: CANDIDIASIS
Objetivos
El alumno deberá:
> Reconocer la presencia de levaduras, seudomicelio y/o filamentos en materiales
biológicos por exámenes directos o coloración.
> Conocer la macro y micromorfología de los agentes productores de Candidiasis.
> Utilizar medios cromogénicos para la detección de mezcla de levaduras.
> Utilizar técnicas rápidas para la identificación de Candida albicans y Candida
dubliniensis.
> Utilizar otros métodos de identificación para especies de levaduras no Candida
albicans.
> Interpretar los resultados del laboratorio para los distintos materiales clínicos y
relacionarlos con las posibles causas predisponentes en una ficha de anamnesis.
Materiales
> Caja de trabajo
> Materiales clínicos; secreción vaginal, orina, escamas de piel o uñas, hisopados
de mucosa, hemocultivos.
> Extendidos de materiales clínicos teñidos con GN, MGG y ZN.
> Cultivos en Sabouraud glucosa de C albicans, C. dubliniensis, C glabrata, C.
krusei, C. parapsilosis, C. tropicalis.
> Cultivos en CHROMagar Candida de C albicans, C. krusei, C. tropicalis.
> Kit de identificación API 20 C Aux e ID32.
> Placas de Petri con Agar Harina de Maíz (AHM).
> Tubos de hemólisis con 0,5 ml de suero.
> Microscopio-
> Placas de CHROMagar Candida
Actividades:
> Análisis micológico de materiales clínicos y realización de las pruebas bioquímicas para la
identificación de las levaduras aisladas..
> Observar y describir los extendidos de materiales profundos teñidos con GN, MGG y
ZN.
> Observar y describir la macromorfología de las colonias de Candida. Efectuar un
preparado directo de estas colonias con Líquido de montar y Gueguén. Describir la
micromorfología.
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> Observar los diferentes colores de las colonias de Candida en medio CHROMagar
Candida.
> Sembrar las diferentes especies de Candida en suero. Incubar durante 2 hs 30 ' a
37 °C y observar la formación de tubos germinativos,
> Observar y describir la micromorfología de las colonias de Candida en AHM.
> Leer los resultados obtenidos para una levadura incógnita en un blister de ID 32 C.
Realizar la identificación de las levaduras utilizando el soporte informático
correspondiente.
> Observar los cultivos correspondientes a diferentes materiales clínicos con desarrollo de
colonias de levaduras e interpretar los resultados.
> En una ficha de anamnesis, señalar las posibles causas predisponentes, los materiales a
extraer y qué resultados se esperan obtener en caso de una Candidiasis.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRACTICO N° 3
TEMA: DERMATOFITOSIS: GENEROS MICROSPORUM Y EPIDERMOPHYTON
Objetivos:
El alumno deberá:
> Extraer material de las dermatofítias de las zonas convenientes y en forma correcta
para asegurar la mayor probabilidad de éxito en el examen micológico.
> Conocer y realizar correctamente el procedimiento para la observación
microscópica del material de las lesiones.
> Reconocer las formas parasitarias en material de piel y faneras, diferenciándolas de
las formas saprofíticas sobre material queratinoso.
> Ser capaz de sembrar el material proveniente correctamente en los medios de
cultivos adecuados, conociendo la composición y razón de uso de cada uno de ellos.
> Conocer las características macromorfológicas típicas (aspecto, color, superficie, etc.)
y las posibles variaciones (pleoinorfísmo) de las colonias de dermatofitos (géneros
Microsporum y Epidermophyton) más comunmente aisladas de las lesiones humanas en
nuestro medio.
Materiales:
Caja de trabajo: ansa, espátula, gancho, hilo, portaobjetos, cubreobjetos, papel de
filtro, gasa, colorante Gueguén, líquido de montar, KOH 20% P/V, Tinta china (1:2
con agua destilada), pinza, espátula de Drigalsky.
Microscopios.
Colonias en Sabouraud-glucosa de; Microsporum canis, Microsporum gypseum y
Epidermophyton floccosum.
Preparados provenientes de cultivos de adhesión de ; Microsporum canis, Microsporum
gypseum y Epidermophyton floccosum.
Escamas de piel y faneras con elementos fúngicos provenientes de dermatofitias.
Actividades;
Observar y describir macromorfológicamente las colonias de Microsporum canis,
Microsporum gypseum y Epidermophyton floccosum.
Observar y describir micromorfológicamente cepas de Microsporum canis, Microsporum
gypseum y Epidermophyton floccosum.
Observar exámenes directos de escamas de piel, pelos y uñas parasitados.
Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRACTICO N° 4
TEMA: DERMATOFITOSIS: GÉNERO TRICHOPHYTON
Objetivos:
El alumno deberá:
> Extraer material de las dermatofitias de las zonas convenientes y en forma correcta para
asegurar la mayor probabilidad de éxito en el examen micológico.
> Conocer y realizar correctamente el procedimiento para la observación microscópica
del material de las lesiones.
> Reconocer las formas parasitarias en material de piel y faneras, diferenciándolas de las
formas saprofíticas sobre material queratinoso.
> Ser capaz de sembrar el material proveniente correctamente en los medios de cultivos
adecuados, conociendo la composición y razón de uso de cada uno de ellos. Conocer las
características macromorfológicas típicas (aspecto, color, superficie, etc.) y las posibles
variaciones (pleomorfísmo) de las colonias de dermatofitos (género Trichophyton) más
comunmente aisladas de las lesiones humanas en nuestro medio.
> Reconocer por observación microscópica los elementos estudiados del micelio
vegetativo y de reproducción asexuada del género Trichophyton.
> Conocer el fundamento y ser capaces de realizar las siguientes técnicas para: formación
de órganos perforadores sobre pelos estériles in vitro, comprobación de la capacidad de
síntesis de la ureasa determinación de requerimientos nutricionales utilizando los
medios:"Trichophyton agar" y utilización del medio de agar púrpura de Bromo-cresol, glucosa
leche.
> Aplicar los resultados obtenidos del estudio morfológico y fisiológico a claves
taxonómicas con el objeto de ubicar un dermatofito dado en el género y especie
correspondiente,
> Saber aplicar los recursos con que cuenta el laboratorio micológico en el diagnóstico de
casos de cronicidad y de portador sano.
> Conocer los criterios a tener en cuenta en los diagnósticos diferenciales.
Materiales:
Caja de trabajo.
Microscopios.
Colonias en Sabouraud-glucosa de: T. rubrun, T. interdigitale y T. tonsurans.
Preparados provenientes de cultivos de adhesión de: T. rubrum, T. interdigitale y T.
tonsurans.
> Escamas de piel y faneras con elementos fúngicos provenientes de dermatofitias.
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> Medio de agar púrpura de Bromo-cresol, glucosa, leche.
> Medio de Christensen.
> Medio diferencial "Trichophyton agar":
-N° 1: Caseína agar
-N° 2: Caseína + Inositol agar
-N° 3 : Caseína + Inositol + Tiamina agar
-N° 4 - Caseína + Tiamina agar
-N° 5.- Caseína + ácido nicotínico agar
-N° 6:- Nitrato de amonio agar
-N° 7:- Nitrato de amonio + Histidina agar
Actividades;
> Observar y describir macromorfológicamente las colonias de T. rubrum, T. interdigitale
y T. tonsurans.
> Observar y describir micromorfológicamente cepas de T. rubrum, T. interdigitale y T.
tonsurans.
> Realizar examenes directos de materiales parasitazos: escamas de piel, pelos y uñas.
> Realizar la siembra de T. rubrum, T. interdigitale en medio de Christensen. Incubar
durante 4 días a 28 °C.
> Sembrar las cepas de T. rubrum, T. interdigitale por la técnica del anzuelo
queratinoso. Incubar durante 4 semanas a 28 °C.
> Realizar la siembra de T. rubrum, T. interdigitale en medio de agar púrpura de
Bromo-cresol, glucosa, leche. Incubar durante 7 días a 28 °C.
> Utilizar el test de Trichophyton agar":Nº1 y Nº4 (Incubado durante 15 días a 28 °C) para
diferenciar: T. rubrum, T. interdigitale y T. tonsurans.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRÁCTICO N° 5
TEMA: INFECCIONES POR ESPECIES DE MALASSEZIA
Objetivos:
El alumno deberá:
> Reconocer en examen microscópico directo de escamas la forma parasitaria del
agente etiológico de pitiriasis.
> Conocer la macro y micromorfología de especies de Malassezia spp.
> Conocer los fundamentos e interpretación de pruebas fisiológicas utilizadas par la
identificación de las distintas especies Malassezia.
Materiales
> Caja de trabajo
> Materiales clínicos: escamas de piel.
> Cultivos en Agar Dixon modificado (ADm) de Malassezia spp.
> Preparados de especies de Malassezia.
> Cultivos en CHROMAgar Malassezia de especies de Malassezia
> Tubos con Agar-Esculina en columna sembrados con especies de Malassezia.
Peróxido de hidrógeno 10%- Pipetas Pasteur de vidrio o palillos de madera.
Actividades:
> Realizar exámenes directos con KOH 20 % y Azul de lactofenol de escamas de piel.
> Observar y describir la macromorfología de las colonias de Malassezia spp.
> Observar y describir la micromorfología de las diferentes especies de Malassezia spp.
> Realizar prueba de la Catalasa:
La presencia de catalasa en la cepa en estudio se determina por el agregado de una
gota de peróxido de hidrógeno 10 vol. a una ansada de cultivo sobre un portaobjeto nuevo
y limpio. La aparición de burbujas es considerada una prueba positiva, sin importar la
magnitud de éstas.
> Interpretar los resultados de la prueba de desdoblamiento de la esculina:
Se evalúa la actividad -glucosidasa usando tubos de agar-esculina. Una ansada de
levaduras jóvenes se inocula por punción en el agar y se incuba 5 días a 32º C. El
desdoblamiento de la esculina en esculetina + glucosa se revela por el oscurecimiento del
medio, con liberación de sales de hierro soluble que se encuentran incorporadas al medio.
> Interpretar los desarrollos obtenidos en placas de CHROMAgar-Malassezia
modificado. Registrar los colores obtenidos, tamaño, producción o no de precipitado.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRACTICO N° 6
TEMA: TRICHOSPORONOSIS - GEOTRICOSIS
Objetivos
El alumno deberá:
> Conocer la macro y micromorfología de Trichosporon sp. y Geotrichum sp.
agentes productores de Trichosporinosis y Geotricosis.
> Reconocer la micromorfología de Trichosporon sp., Geotrichum sp. por
observación del desarrollo en agar harina de maíz, preparados directos de las
colonias y cultivos de adhesión,
Materiales
> Caja de trabajo
> Cultivos en Sabouraud glucosa de Trichosporon sp. y Geotrichum sp.
> Placas de Petri con Agar Harina de Maíz (AHM) sembrado con Trichosporon sp y
Geotrichum sp,
> Cultivos en CHROMagar Trichosporon sp. y Geotrichum sp.,
Actividades:
> Observar y describir la macromorfología de las colonias de Trichosporon
sp. y Geotrichum sp.
> Observar y describir la micromorfología de Trichosporon sp. y Geotrichum sp.
en AHM.
> Observar los diferentes colores de las colonias en medio CHROmagar Candida.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRACTICO N° 7
TEMA: CRIPTOCOCOSIS
Objetivos
El alumno deberá:
> Reconocer en examen microscópico directo de LCR, con tinta china y
Gueguén, la forma parasitaria del agente etiológico de la Criptococosis.
> Conocer y describir la macro y micromorfología de Cryptococcus neoformans en
medio Sabouraud glucosa.
> Conocer y describir la micromorfología de Cryptococcus neoformans en medio
agar chocolate y AHM.
> Desarrollar habilidad para identificar en forma presuntiva y definitiva las levaduras de este
género.
Materiales
> Caja de trabajo
> Materiales clínicos: LCR.
> Cultivos en Sabouraud glucosa de Cryptococcus neoformans.
> Placas de Petri con Agar Harina de Maíz (AHM) sembrado con
Cryptococcus neoformans.
> Placas de Petri con Agar chocolate sembrado con Cryptococcus neoformans.
> Placas con Agar Semilla de girasol
Actividades:
> Realizar exámenes directos con tinta china y Gueguén de LCR.
> Observar y describir la macromorfología de las colonias de Cryptococcus
neoformans.
> Observar y describir la micromorfología de Cryptococcus neoformans en
Sabouraud, agar chocolate y AHM.
> Realizar pruebas bioquímicas mínimas para identificación presuntiva
Prueba de ureasa
Siembra en medio semilla de girasol
Siembra en medio CGB, (diferencial de C neoformans y C Gatti)
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
Técnicas: Pruebas bioquímicas necesarias para la identificación del género Cryptococcus
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1) Siembra de levaduras en el medio diferencial Agar semillas de girasol.
La técnica se basa en la detección de la actividad de la enzima fenoloxidasa presente en estas levaduras, dando un compuesto de color marrón.
2) Determinación de la producción de ureasa en medio de Christensen (medio
empleado en pruebas bioquímicas bacteriológicas). Incubar por 4 días a 28º C
3) Prueba rápida para la detección de actividad ureasa en levaduras.
Reactivos: Solución A: (guardar en frasco color caramelo) REACTIVO 1 WIENER
Fenol 50g Nitropursiato de sodio 0.25 gr Agua destilada csp 1000ml
Solución B: (no usar luego de 3 meses) REACTIVO 2 WIENER
NaOH 25gr Hipoclorito de Na 80g/00 26.5 ml Agua destilada csp 1000ml
Solución de urea 0.6 g% en agua destilada (preparar en el momento)
Técnica:
Se parte de un cultivo de 24-48 hs, en Sb-G. 1. Suspender colonia en 0.5 ml de solución de urea 0.6%, 2. Incubar 10’ a 37ºC 3. Agregar 0.5 ml Rvo A REACTIVO 1 WIENER 4. Agregar 0.5 ml Rvo B REACTIVO 2 WIENER 5. Incubar 5’ 6. Usar controles positivo C neoformas, negativo C albicans
Interpretación: POSITIVO: Azul intenso NEGATIVO. Celeste o verde pálido
4) Prueba para diferencia C neoformans de C Gatti
Medio canavanina-glicina-azul de bromotimol (medio CGB)
El evaluar la capacidad de asimilar la L-canavanina y la glicina, nos permite realizar la determinación de la variedad del Cryptococcus en estudio. Datos todos estos, importantes en lo referente, al estudio epidemiológico de la criptococosis
Solución A: Glicina 10 g; fosfato de potasio monobásico KH2PO4 1 g; sulfato de magnesio MgSO4 1 g; tiamina-HCl 1 mg; sulfato de L-canavanina 30 mg; agua destilada100 ml; pH 5,6. Se esteriliza por filtración (0,45 m).
Solución B: Azul de bromotimol 0,4%; agua destilada 100 ml.
Para 100 ml del medio:
solución B 2 ml; agua destilada 88 ml; agar 2 g;
solución A 10 ml.
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Se mezcló la solución B con el agua destilada y el agar. Se esteriliza en autoclave y, al entibiar, se agrega la solución A. Se distribuye a razón de 4 ml por tubo, dejando solidificar con taco y bisel.
A partir de un cultivo de 48 horas de crecimiento a 35°C en medio de SbGl, se procedió a realizar la siembra en la superficie del bisel. Se dejaron a temperatura ambiente y se observaron diariamente hasta un máximo de 5 días.
Interpretación de los resultados:
Color amarillo o amarillo-verdoso = C. neoformans;
Color azul de cobalto = C. gattii.
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TRABAJO PRACTICO N° 8
TEMA: HISTOPLASMOSIS
Objetivos
El alumno deberá:
> Reconocer la macro y micromorfología de Histoplasma capsulatum.
> Reconocer la forma parasitaria de Histoplasma capsulatum.
Materiales
> Colonias de Histoplasma capsulatum en Sabouraud-glucosa cultivadas a 28°C.
> Colonias de Histoplasma capsulatum en Sabouraud-glucosa cultivadas a 37°C.
> Preparados directos de las colonias del hongo a 28° y 37°C.
> Coloraciones con la técnica de Giemsa y May Grunwald Giemsa de materiales
obtenidos de pacientes.
> Caja de trabajo
> Microscopio
Actividades
> Observar y describir la forma parasitaria a partir de materiales clínicos.
> Observar y describir la macromorfología de este hongo a 28° y 37°C.
> Observar y describir la micromorfología en los preparados directos de las colonias a
28° y 37°C.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRACTICO N° 9
TEMA: SENSIBILIDAD A ANTIFÚNGICOS
Objetivos:
> Conocer las distintas metodologías utilizadas para la determinación de
sensibilidad antifúngica para hongos filamentosos y levaduriformes.
> Utilizar le método de Difusión en Disco para la determinación de actividad
antifúngica de levaduras del género Candida.
> Interpretar los resultados de las distintas metodologías y evaluar su importancia
en el tratamiento del paciente.
Materiales:
> Caja de trabajo.
> Microscopio.
> Cultivos de cepas de Candida
> Placas de Petri con Agar Mueller Hinton modificado.
> Discos conteniendo Anfifúngicos comerciales
> Escala de Mac Farland
Actividades:
> Aplicar la técnica de Difusión en Disco para levaduras del género Candida.
> Interpretar los resultados obtenidos de determinaciones realizadas por el método de
Difusión en Disco, de Microdilución en Caldo y E-test.
> Evaluar ventajas y desventajas de las distintas metodologías.
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TRABAJO PRACTICO Nº 10
TEMA: PARACOCCIDIOIDOMICOSIS
Objetivos:
> Reconocer la macro y micromorfología de Paracoccidioides brasiliensis.
> Reconocer las formas parasitarias de Paracoccidioides brasiliensis.
Materiales:
> Caja de trabajo
> Microscopios
> Colonias de P. brasiliensis en Sabouraud glucosa cultivadas a 28°C y en SABHI
(Sabouraud glucosa:agar cerebro corazón) cultivadas a 37°C.
> Preparados directos de las colonias de P. brasiliensis a 28 y 37°C.
> Corte histológico teñido con Gomori-Groccott de testículo de cobayo infectado con P.
brasiliensis.
> Preparados de lesiones clínicas de pacientes teñidos con la técnica de May Grunwald-
Giemsa y Gomori-Groccott.
Actividades:
> Observar y describir la macromorfología de P. brasiliensis a 28 y 37°C..
> Observar y describir la micromorfología en los preparados directos de las colonias
correspondientes.
> Observar y describir las formas parasitarias de este hongo.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
.
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TRABAJO PRACTICO N° 11
TEMA: COCCIDIOIDOMICOSIS
Objetivos
El alumno deberá:
> Reconocer la macro y micromorfología de colonias de Coccidioides sp. en medio de
Sabouraud-glucosa.
> Reconocer las formas parasitarias de Coccidioides sp.
Materiales
> Colonias en Sabouraud-glucosa de Coccidioides sp.
> Cultivos de adhesión de Coccidioides sp.
> Preparados de esférulas de Coccidioides sp en de cortes histológicos realizados con
material de testículo de cobayo con PAS, y de biopsia con giemsa.
> Preparados con KOH de Coccidioides sp de biopsia
> Caja de trabajo
> Microscopio
Actividades
> Observar y describir la macromorfología del desarrollo de Coccidioides sp. En
Sabouraud-glucosa a 28°C.
> Observar y describir la micromorfología del desarrollo de Coccidioides sp. En
Sabouraud-glucosa a 28°C.
> Observar y describir las formas parasitarias de Coccidioides spp en cortes de tejido
en fresco y con coloraciones permanentes..
> En una ficha de anamnesis, señalar las posibles causas predisponentes, los
materiales a extraer y qué resultados se esperan obtener en caso de una posible
Coccidiodomicosis.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRÁCTICO N° 12
TEMA: ASPERGILOSIS
Objetivos
El alumno deberá:
> Reconocer la presencia de filamentos en materiales biológicos por exámenes directos
o coloración.
> Conocer la macro y micromorfología de los agentes productores de Aspergilosis.
> Interpretar los resultados del laboratorio para los distintos materiales clínicos y
relacionarlos con las posibles causas predisponentes en una ficha de anamnesis.
> Analizar la importancia de los estudios serológicos en pacientes inmunocompetentes
e inmunocomprometidos.
> Identificar taxonómicamente las especies frecuentemente involucradas en las
diferentes patologías en el hombre.
Materiales
> Caja de trabajo.
> Extendidos de materiales profundos teñidos con GN, MGG y ZN.
> Cultivos en Czapek y APD de Aspergillus fumigatus, A. flavus, A. niger y A. terreus.
> Preparados de cultivos de adhesión de Aspergillus fumigatus, A. flavus, A. niger y A.
terreus
> Microscopios.
Actividades;
> Observar y describir los extendidos de materiales profundos teñidos con GN, MGG y
ZN y Groccot.
> Observar y describir la macromorfología de las colonias de las especies de Aspergillus.
> Observar y describir la micromorfología de las colonias de Aspergillus.
> Discutir resultados de pruebas micoserológicas.
> En una ficha de anamnesis, señalar las posibles causas predisponentes, los
materiales a extraer y qué resultados se esperan obtener en caso de una posible
Aspergillosís. Señalar la importancia del diagnóstico serológico.
> Identificar taxonómicamente una cepa del género Aspergillus aislada de material
clínico.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRACTICO N° 13
TEMA: INMUNODIAGNOSTICO
Objetivos
El alumno deberá:
> Conocer los métodos de preparación de los antígenos usados en reacciones
serológicas para el estudio de las micosis
> Aprender a realizar la técnica de inmunodifusión de Outcherlony
> Conocer la técnica inmunológica de aglutinación de partículas de látex para el
diagnóstico de Criptococosis
> Interpretar los resultados obtenidos en el estudio del estado inmunológico de
pacientes afectados con las micosis sistémicas.
Materiales
> Portaobjetos con capa delgada de agar precipitinas. Tubos con agar precipitinas
> Antígenos y antisueros fúngicos. Sueros de pacientes.
> Plantilla y sacabocado, Agua destilada, cajas de petri.
> Caja de trabajo.
> Kit comercial de aglutinación de partículas de látex para diagnóstico de Criptococosis
Actividades
> Armado de los portaobjetos con la placa delgada de agar precipitinas.
> Preparación de agar precipitinas y realizar con la plantilla las perforaciones
correspondientes.
> Observar e interpretar resultados de reacciones inmunológicas practicadas según
técnica de Inmunodifusión de Outcherlony.
> Conocer y desarrollar técnicas auxiliares de diagnóstico: “producción de exoantígenos.
Técnica: INMUNODIFUSION DE OUTCHERLONY
Preparación de los portaobjetos:
Se diluye 1 ml de agar para inmunodifusión en 7 ml de agua destilada y se coloca en baño
de agua a 70 ºC; se cubre los portaobjetos perfectamente limpios y desengrasados con
alcohol; con una película de esta preparación, se desparrama con el dedo para que quede
rugoso y se deja secar en la estufa de 37 ºC hasta que se forme una capa seca y opaca.
Luego se agregan entre 2.5 y 2.8 ml de agar para inmunodifusión sin diluir por
portaobjetos. Una vez solidificados se los colocan en cámara húmeda y se conservan en
heladera hasta el momento de su uso. Pueden guardarse hasta una semana en estas
condiciones.
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Realización de la prueba:
Con un sacabocados de 4 mm, se cortan el agar de acuerdo con un esquema de 6 hoyos
periféricos y uno central. Previo El cortador se usa en posición vertical.
Los cilindros de agar se retiran con aguja o espátula. En el orificio central se coloca el
antígeno correspondiente y en los periféricos los sueros problema y un suero control
positivo. Todas las cavidades se llenan hasta el borde
La incubación se hace a temperatura ambiente durante 72 horas, pero es conveniente
observar diariamente la reacción.
Finalizada la incubación, los portaobjetos se cubren con una solución de citrato de sodio
pH 8.2 durante 2 horas con el objeto de hacer desaparecer los halos formados por los
sueros que dificultan la observación de las bandas de precipitación y para eliminar las
bandas producidas por una proteína llamada sustancia C. Luego de ese lapso se vuelca
el tampón y se procede a ver la existencia de bandas de precipitación que indican
presencia de anticuerpos precipitantes en el suero estudiado. Es necesario colocar una
fuente de iluminación debajo de la placa para la mejor visualización de los resultados. En
casos de pruebas positivas se debe realizar una titulación, efectuando diluciones seriadas
al doble y repitiendo la prueba.
Siempre se debe realizar una coloración final, sobre todo en casos de pruebas negativas
(para confirmarlas), y en casos de titulaciones; se observa que bandas muy débiles se
observan luego de esta maniobra.
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TRABAJO PRACTICO N° 14
TEMA: ZIGOMICOSIS
Objetivos;
> Reconocer en cortes histológicos de materiales clínicos la morfología de los
hongos causantes de Zigomicosis.
> Reconocer la macromorfología de cepas de Rhizopus, Mucor, Absidia y
Cunninghamella.
> Reconocer la micromorfología diferencial de los cultivos de Rhizopus, Mucor, Absidia
y Cunninghamella.
Materiales:
> Caja de trabajo.
> Microscopio.
> Cultivos de cepas de Rhizopus, Mucor, Absidia y Cunninghamella.
> Placas de Petri con Agar Sabouraud-glucosa.
> Placas de Petri estériles.
> Soportes en V.
> Agua destilada estéril.
> Vaspar.
> Cortes histológicos de tejidos de pacientes con Zigomicosis teñidos por las
técnicas de Hematoxilina-Eosina y Groccott.
Lupa estereoscópica.
Actividades;
> Observar y describir la macromorfología de las colonias de Rhizopus, Mucor, Absidia
y Cunninghamella.
> Observar las colonias con Lupa estereoscópica.
> Aplicar técnica de microcultivo y observar la micromorfología de las cepas
estudiadas.
> Establecer similitudes y diferencias entre las características morfológicas de las cepas
de Rhizopus, Mucor, Absidia y Cunninghamella.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRÁCTICO N° 15
TEMA: ESPOROTRICOSIS
Objetivos:
> Reconocer microscópicamente las formas parasitarias de Sporothrix schenkii.
> Reconocer macro y micromorfológicamente las colonias de Sporothrix schenkii.
> Relacionar las caracteísticas morfológicas observadas con el dimorfismo de
Sporothrix schenkii
> Relacionar el cuadro clínico de la enfermedad con los factores predisponentes y vías
de infección del hongo.
Materiales:
> Caja de trabajo.
> Microscopio.
> Cortes histológicos de cola y pata de rata teñidos por las técnicas de PAS y
Groccott.
> Cultivos de Sporothrix schenkii en Sabouraud-glucosa a 28 °C.
> Preparados obtenidos por la técnica de cultivo de adhesión a 28 °C en
Sabouraud-glucosa y Agar-harina de maíz.
Actividades:
> Observar la forma parasitaria de Sporothrix schenkii en cortes histológicos y
coloraciones.
> Observar y describir macro y micromorfológicamente las colonias de Sporothrix
schenkii.
> Observar cola de rata inoculados en forma experimental.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRÁCTICO N° 16
TEMA: HIALOHIFOMICOSIS
Objetivos
El alumno deberá:
> Reconocer la presencia de filamentos en materiales biológicos por exámenes directos o
coloración.
> Conocer la macro y micromorfología de los agentes productores de Hialohifomicosis:
Penicillium sp, Fusarium sp, Scopulariopsis sp. y Acremonium sp.
> Interpretar el valor de los resultados del laboratorio en los distintos materiales clínicos y
relacionarlos con las posibles causas predisponentes en una ficha de anamnesis.
> Identificar taxonómicamente las especies frecuentemente involucradas en las
diferentes patologías en el hombre.
Materiales
> Caja de trabajo: ansa, espátula, gancho, hilo, portaobjetos, cubreobjetos, papel de
filtro, gasa, colorante Gueguén, líquido de montar, KOH 20% P/V, pinza.
> Extendidos de materiales profundos teñidos con GN, MGG y ZN.
> Cultivos en Czapeck, APD, MEA y SNA de Penicillium sp., Fusarium sp.,
Scopulariopsis sp. y Acremonium sp.
> Preparados de cultivos de adhesión de Penicillium sp., Fusarium sp., Scopulariopsis sp. y
Acremonium sp.
> Microscopios.
Actividades;
> Observar y describir los extendidos de materiales profundos.
> Observar y describir la macromorfologia de las colonias de las especies de Penicillium
sp., Fusarium sp., Scopulariopsis sp. y Acremonium sp.
> Observar y describir la micromorfología de las colonias de Penicillium sp., Fusarium sp.
Scopulariopsis sp. y Acremonium sp.
> En una ficha de anamnesis, señalar las posibles causas predisponentes, los
materiales a extraer y qué resultados se esperan obtener en caso de una posible
Hialohifomicosis.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRACTICO N° 17
TEMA: MICETOMA.
Objetivos:
El alumno deberá:
> Reconocer las formas parasitarias de actinomicetales y eumicetes productores
de micetomas.
> Aplicar los conocimientos de los pasos del análisis micológico a un examen correcto
de un presunto micetoma.
> Reconocer la macromorfología y micromorfología de Madurella mycetomatis,
M.grisea, Pseudoalescheria boydii (Scedosporium apiospermum)
> Usar e interpretar guías que permiten diferenciar a los agentes productores de
micetomas eumicóticos.
Materiales;
> Caja de trabajo.
> Microscopios.
> Colonias desarrolladas en Sabouraud glucosa, Agar harina de maíz y Agar
papa dextrosa de las cepas mencionadas.
> Preparados de cultivo de adhesión de M. mycetomatis, M. grisae y Pseudoalescheria
boydii (Scedosporium apiospermum).
> Frotis y cortes histológicos con elementos parasitarios actinomicetales y eumicetes
productores de micetomas.
> Gránulos de muestras de micetomas.
Actividades;
> Observar y describir macroscópicamente las colonias de las cepas mencionadas.
> Diferenciar las formas parasitarias de actinomicetales y eumicetes productores de
micetomas.
> Observar microscópicamente los preparados provenientes de cultivos de adhesión de
M. mycetomatis, M. grisea y Pseudoalescheria boydii (S. apiospermum).
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRACTICO N° 18:
TEMA: NEUMOCISTOSIS
Objetivos
El alumno deberá:
> Realizar una observación / mostración de coloraciones de materiales respiratorios,
(BAL, esputo), provenientes de pacientes con esta micosis, para adquirir conocimiento
sobre las formas parasitarias de la misma.
Materiales
> Extendidos de materiales profundos teñidos con Azul de toluidina.
> Microscopios.
Actividades;
> Observación microscópica con aumento 100 x
Técnica: Búsqueda de Pneumocystis en Materiales Biologicos
Técnica de Tinción Azul de Toluidina
Preparación de reactivos Reactivo de Sulfatación
Acido Acético Glacial 45 ml
Acido Sulfúrico 15 ml Reactivo Azul de Toluidina
Azul de Toluidina 0.16 gr.
Agua Destilada 60 ml
Acido Clorhidrico 2 ml Alcohol Etílico Absoluto 140 ml
Preparación de la muestra a procesar:
Lavado broncoalveolar: centrifugar a 2.500 rpm 5 min. Y realizar con el sedimento al menos tres frotis
Esputo ó secreción bronquial: Agregar perlas de vidrio y dos o tres gotas de hidróxido de sodio al 10 %. Realizar al menos 6 frotis.
Técnica de coloración
1. Reactivo de Sulfatación 10 minutos 2. Agua corriente bajo la canilla (lado opuesto al preparado) 1 minuto 3. Reactivo azul de toluidina 5 minutos o 10 minutos o mas según la antiguedad del
reactivo 4. Alcohol etilico al 95 % 10 segundos 5. Alcohol etílico puro 10 segundos 6. Alcohol etílico puro 10 segundos 7. Xilol (no es indispensable) 10 segundos
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TRABAJO PRÁCTICO N° 19
TEMA: CROMOBLASTOMICOSIS
Objetivos:
> Reconocer en cortes histológicos de materiales clínicos la forma parasitaria de los
agentes de Cromoblastomicosis.
> Reconocer la macromorfología de estos hongos dematiáceos.
> Reconocer microscópicamente los distintos tipos de reproducción de estos
hongos: Cladosporium, Phialophora y Rhinocladiella.
Materiales:
> Caja de trabajo.
> Microscopio.
> Cultivos de cepas de Phialophora verrucosa, Fonsecaea pedrosoi, Rhinocladiella aquaspersa,
Cladophialophora carionii.
> Cortes histológicos de pata de ratón inoculado, teñidos por las técnicas de
Groccott.
> Preparados obtenidos por la técnica de cultivo de adhesión de Phialophora
verrucosa, Fonsecaea pedrosoi, Rhinocladiella aquaspersa, Cladophialophora carionii.
Actividades;
> Observar la forma parasitaria de los agentes de Cromoblastomicosis.
> Observar y describir la macromorfología y la micromorfología de estas especies.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
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TRABAJO PRÁCTICO N° 20
TEMA: FEOHIFOMICOSIS
Objetivos:
> Reconocer en cortes histológicos de materiales clínicos la forma parasitaria de los
agentes de Feohifomicosis.
> Reconocer la macromorfología de estos hongos dematiáceos.
> Reconocer microscópicamente los distintos tipos de reproducción de estos hongos:
anelides, fíalides, etc.
Materiales:
> Caja de trabajo.
> Microscopios.
> Cultivos de cepas de Curvularia Iunata, Alternaría sp., Wangiella dermatitidis.
> Cortes histológicos de pata de ratón, teñidos por las técnicas de Gomori-Groccott.
> Preparados obtenidos por la técnica de cultivo de adhesión de Curvularia Iunata,
Alternaría sp., Wangiella dermatitidis .
Actividades:
> Observar la forma parasitaria de los agentes de Feohifomicosis.
> Observar y describir la macromorfología de estas especies.
> Observar y describir la micromorfología de estas especies obtenidas por cultivo de
adhesión.
> Estudio de casos clínicos con fichas epidemiológicas
