JAMUR ENTOMOPATOGEN DAN AKTIVITAS ENZIM …
Transcript of JAMUR ENTOMOPATOGEN DAN AKTIVITAS ENZIM …
131
Suciatmih et al – Jamur Entomopatogen dan Aktifitas Enzim Ekstraselulernya
*Diterima: 10 Desember 2014 - Disetujui: 09 Juli 2015
JAMUR ENTOMOPATOGEN DAN AKTIVITAS ENZIM EKSTRASELULERNYA [Entomopathogenic fungi and their extracellular enzyme activity]
Suciatmih1, Titik Kartika2 dan Sulaeman Yusuf2 1Bidang Mikrobiologi, Pusat penelitian Biologi – LIPI
2Pusat Penelitian Biomaterial - LIPI CSC Jl. Jakarta – Bogor Km 46, Cibinong, Bogor
email: [email protected]
ABSTRACT Isolation of entomopathogenic fungi and their extracellular enzyme activity from rhizosphere soil were carried out. Soil samples were col-lected from rhizosphere under Arecaceae plant collection and a shrub in Bogor Botanic Garden, West Java; and another samples were gath-ered from forest floor on peat land in Sebangau National Park, Central Kalimantan. Insect bait method was used to catch fungi from soil samples by using Coptotermes sp. termites and Xystrocera festiva larva in the laboratory. A total of 38 fungal isolates belonging to 18 spe-cies and 12 genera were successfully isolated and identified. Isolated fungi were dominated by Deuteromycotina; and Fusarium is the most common (5 species). Peat and Pinanga coronata rhizospheres; and termites bait gave the highest fungal diversity of 9 species respectively. All fungal isolates did not indicate chitinase activity, but 60.53 %, 10.53 % and 13.16 % had both of lipase and protease; lipase and protease activities, respectively. Only 15.79 % fungal isolates were negatively in lipase or protease activities. Key words: insect-associated fungi, chitinase, lipase, protease
ABSTRAK Telah dilakukan isolasi jamur entomopatogen dan aktivitas enzim ekstra selulernya dari tanah rizosfer tanaman. Sampel tanah dikoleksi dari rizosfer di bawah koleksi tanaman Arecaceae dan semak belukar yang ada di Kebun Raya Bogor, Jawa Barat; dan sampel lainnya dikumpul-kan dari lantai hutan pada lahan gambut Taman Nasional Sebangau, Kalimantan Tengah. Di laboratorium, untuk menangkap jamur dari sampel tanah menggunakan metode umpan serangga dengan ulat Xystrocera festiva dan rayap Coptotermes sp. Berhasil diisolasi dan diiden-tifikasi sebanyak 38 isolat jamur yang masing-masing termasuk dalam 18 spesies dan 12 marga (genus). Jamur yang terisolasi didominasi oleh Deuteromycotina; dan Fusarium merupakan marga jamur yang banyak ditemukan, yaitu 5 spesies. Rizosfer gambut dan Pinanga coronata; serta umpan rayap menghasilkan diversitas jamur tertinggi masing-masing 9 spesies. Semua isolat jamur tidak menghasilkan aktivitas kitinase, tetapi 60,53 %, 10,53 % dan 13,16 % masing-masing mempunyai aktivitas lipase dan protease; lipase serta protease. Han-ya 15,79 % isolat jamur tidak mempunyai aktivitas lipase atau protease. Kata kunci: jamur yang berasosiasi dengan serangga, kitinase, lipase, protease
PENDAHULUAN
Penggunaan insektisida untuk mengendalikan
hama tanaman dapat merugikan pada banyak organ-
isme non-target di alam. Penggunaan insektisida
yang tidak bijaksana juga dapat mengakibatkan tim-
bulnya strain hama yang resisten terhadap bahan
kimia tersebut. Pengendalian hayati pada hama tana-
man dengan menggunakan jamur entomopatogen
merupakan pendekatan alternatif yang perlu dikem-
bangkan sebab relatif murah, mudah dilakukan dan
bersifat ramah lingkungan.
Ravensberg (2010) menginformasikan bahwa
jamur memainkan peranan penting sebagai patogen
serangga dan dapat menekan serangga melalui epi-
zootic di alam. Jamur dapat menginfeksi rentang
yang sangat luas dari serangga termasuk larva Lepi-
doptera (Kulkarni and Lingappa, 2002), nematoda
(Kiewnick and Sikora, 2006), kutu daun (Ujjan and
Shahzad, 2012) dan thrips (Ugine et al., 2005) yang
banyak menimbulkan masalah besar pada tanaman
pertanian di seluruh dunia.
Jamur diketahui juga sebagai agen yang men-
janjikan untuk pengendalian vektor, seperti nyamuk
(Mnyone et al., 2010; Paula et al., 2011; Singh and
Prakash, 2011), triatomine (Gutiérrez et al., 2003;
Forlani et al., 2011) dan kutu (Stafford III and Allan,
2010) yang masing-masing menyebabkan penyakit
demam berdarah, filariasis dan malaria; penyakit
chagas dan penyakit lyme. Fungsi jamur pada pen-
gendalian vektor menjadi penting untuk mengatasi
kecepatan transmisi beberapa parasit yang me-
nyebabkan penyakit-penyakit tersebut.
Ravensberg (2010) melaporkan bahwa hanya
sedikit spesies jamur dengan aktivitas entomopato-
gen yang digunakan untuk pengendalian hama. Oleh
karena itu, penting untuk mengintensifkan isolasi
jamur tersebut untuk mendapatkan spesies dan strain
baru yang lebih kuat. Isolasi jamur entomopatogen
diperlukan untuk memberikan pemahaman baru ke
depan dalam pemanfaatan keanekaragaman hayati
jamur, dan untuk menyediakan sumber agen pengen-
dalian hayati.
132
Berita Biologi 14(2) - Agustus 2015
Tanah rizosfer tumbuhan, salah satunya ber-
fungsi untuk menyimpan atau menyediakan jamur
patogen terhadap serangga. Tanaman Arecaceae
yang ditanam di Kebun Raya Bogor adalah salah
satu koleksi tanaman yang dibudidayakan (ada
gangguan) secara monokultur yang spesiesnya cukup
banyak. Semak belukar dan gambut merupakan
ekosistem yang ditumbuhi beraneka tumbuhan yang
tidak dibudidayakan (tidak terganggu). Kedua
ekosistem yang berbeda tersebut tentunya akan
mempengaruhi keberadaan jamur yang ada.
Beberapa spesies jamur entomopatogen yang
ditemukan baik di tanah yang digunakan untuk budi-
daya tanaman maupun yang tidak adalah Beauveria
spp., Metarhizium anisopleae var. anisopleae
(Metschn.) Sorokin, dan Paecilomyces spp. (Keller
and Zimmerman, 1989). Spesies jamur lainnya yang
termasuk patogen oportunis dan pengkoloni sekunder
juga dapat mempengaruhi serangan terhadap serang-
ga dan dapat menekan populasinya (Gunde-
Cimerman et al., 1998).
Produksi enzim ekstraseluler dari jamur ento-
mopatogen merupakan salah satu rangkaian dari
proses infeksi pada serangga. Enzim penting yang
disekresikan oleh jamur entomopatogen adalah kiti-
nase, lipase dan protease (Smith et al., 1981). Be-
berapa jamur yang sudah dilaporkan menghasilkan
enzim kitinase adalah jamur B. bassiana (Fang et al.,
2005; Sanivada and Challa, 2014), M. anisopliae
(Rustiguel et al., 2012; Sanivada and Challa, 2014)
dan P. lilacinus (Park et al., 2004). Isolat jamur B.
bassiana menghasilkan aktivitas protease (Feng,
1998); M. anisopliae menghasilkan aktivitas lipase
and protease (Nahar et al., 2004); serta P. lilacinus
menghasilkan aktivitas protease (Park et al., 2004).
Tujuan penelitian adalah mengisolasi, meng-
identifikasi dan mengevaluasi aktivitas enzim ekstra-
seluler dari jamur entomopatogen pada tanah rizosfer
tanaman yang dibudidayakan (ada gangguan) dan
tidak dibudidayakan (tidak terganggu). Jamur yang
terisolasi merupakan sumber genetik yang dapat di-
manfaatkan untuk tujuan pengendalian hayati.
BAHAN DAN CARA KERJA
Bahan penelitian
Bahan hidup yang digunakan dalam penelitian
berupa ulat Xystrocera festiva (Coleoptera) diperoleh
dari pasar dan rayap Coptotermes sp. merupakan
koleksi Pusat Penelitian Biomaterial, LIPI. Bahan
kimia yang digunakan adalah agar (Oxoid), alkohol
70 % (teknis), bayclin (Johnson), glukosa (Merck),
HCl 37 % (Merck), KH2PO4 (Oxoid), kitin Crustacea
(Oxoid), kloramfenikol (Oxoid), MgSO4.7H2O
(Oxoid), Na2CO3 (Oxoid), NaOH 1 M (Oxoid)), par-
afin cair (teknis), pepton (Oxoid), Potato Dextrose
Agar (PDA) (Oxoid), susu skim (Dancow), triglycer-
ide (Merck), tween 80 (Merck) dan yeast extract
(Oxoid).
Tanah rizosfer tanaman
Tanah rizosfer tanaman sebagai tempat
penyimpanan atau penyediaan jamur entomopatogen
diambil dari Arecaceae koleksi Kebun Raya Bogor,
seperti (1) Eugeissona utilis Becc.; (2) Pactris major
(Jacq) Kosterm. C & S; (3) Pinanga coronata (Blume
ex Mart.) Blume; (4) Cyrtostachys microcarpa Burn.;
(5) Ptychosperma macarthurii (H.A. Wendl.) Nichol-
son; dan (6) semak belukar di dekat koleksi tanaman
Arecaceae. Tanah rizosfer tanaman gambut dikoleksi
dari Taman Nasional Sebangau, Kalimantan Tengah.
Sebanyak 250 g masing-masing tanah rizosfer tana-
man diambil dari kedalaman 5-15 cm pada beberapa
lokasi di sekitar tanaman kemudian dimasukkan ke
dalam kantong plastik. Masing-masing tanah rizosfer
tanaman dikering anginkan selama 1 minggu
kemudian diayak dengan ayakan 600 mesh.
Pengumpanan
Rayap Coptotermes sp. (Insecta: Isoptera:
Rhinotermitidae) dan ulat Xystrocera festiva Pascoe
(Insecta: Coleoptera: Cerambycidae) digunakan se-
bagai umpan untuk mendeteksi dan mengisolasi
jamur entomopatogen dari tanah rizosfer tanaman
(Sun et al., 2008a yang dimodifikasi). Sebanyak 25 g
masing-masing tanah rizosfer tanaman dimasukkan
dalam cawan Petri kemudian diberi 3 ulat atau 3 ra-
yap sebagai umpan agar terserang jamur. Cawan
Petri diinkubasi dalam suhu ruang (27o C) selama 2
minggu (ulat dan rayap sudah mati). Masing-masing
perlakuan diulang 3 x. Ulat dan rayap mati akibat
perlakuan selanjutnya dibersihkan dari tanah yang
melekat dengan kuas dan disterilisasi permukaannya
dengan 1% natrium hipoklorit selama 3 menit. Ulat
dan rayap kemudian dibilas dengan air yang telah
disterilisasi sebanyak 3 kali dan dikering
anginkan diatas kertas saring yang telah disterilisasi.
133
Suciatmih et al – Jamur Entomopatogen dan Aktifitas Enzim Ekstraselulernya
Isolasi jamur
Isolasi jamur entomopatogen menggunakan
metode Hasan et al. (2012) yang dimodifikasi. Ma-
sing-masing ulat atau rayap mati dihancurkan dan
dimasukkan dalam tabung reaksi berisi air yang telah
disterilisasi kemudian divortek selama ½ jam.
Sebanyak 0,2 ml suspensi ulat atau rayap dari masing
-masing tanah rizosfer tanaman disebarkan dengan
batang kaca bengkok diatas media Potato Dextrose
Agar (PDA) yang mengandung 0,01 g/l kloramfeni-
kol. Cawan Petri kemudian diinkubasi pada suhu
ruang (27oC) selama tiga hari. Koloni tunggal dari
jamur pada masing-masing cawan Petri diambil dan
ditransfer ke media PDA dan diinkubasi selama 1-4
minggu.
Identifikasi jamur
Isolat tunggal dari jamur kemudian diidentifi-
kasi secara morfologi meliputi pengamatan makros-
kopis maupun mikroskopis. Pengamatan makros-
kopis jamur meliputi: (1) pemeriksaan warna dan
permukaan koloni (granular; seperti tepung;
menggunung; licin; ada atau tidak adanya tetes-tetes
eksudat); (2) ada atau tidak adanya garis-garis radial
dari pusat koloni ke arah tepi koloni; (3) ada atau
tidak adanya lingkaran konsentris, sedangkan penga-
matan mikroskopis jamur meliputi: (1) ada atau tidak
adanya septum pada hifa; (2) pigmentasi hifa (tidak
berwarna atau berwarna gelap); (3) bentuk hifa
(seperti spiral, bernodul atau mempunyai rizoid); dan
(4) ukuran, warna, hiasan serta bentuk spora atau
konidia (Domsch et al., 1980). Isolat jamur yang
sudah teridentifikasi dan berpotensi menghasilkan
enzim disimpan dalam InaCC, Cibinong (dalam
proses migrasi dari LIPI MC ke InaCC). Oleh karena
itu, dalam tulisan ini masih menggunakan No LIPI
MC.
Aktivitas kitinase
Aktivitas kitinase dari jamur diuji
menggunakan metode Lingappa and Lockwood
(1962). Medium yang mengandung koloid kitin
digunakan sebagai sumber karbon dan nitrogen. Me-
dium kitin agar dituang ke dalam cawan petri ber-
diameter 5 cm kemudian diinokulasi dengan masing-
masing isolat jamur dan diinkubasi pada suhu ruang
(27 oC) selama 3 hari. Aktivitas kitinase
diindikasikan dengan adanya zona bening di sekitar
masing-masing koloni jamur.
Aktivitas lipase
Metode yang digunakan untuk determinasi
aktivitas lipase adalah modifikasi metode Peterson
and Johnson (1949). Triglyceride digunakan sebagai
subtrat untuk menguji aktivitas lipase. Sebanyak 35
µl triglyceride ditambahkan pada 5 ml medium dan
dikocok dengan vortex selama 1 menit kemudian
dituang ke dalam cawan Petri berdiameter 5 cm.
Cawan Petri berisi medium diinokulasi dengan
masing-masing isolat jamur dan diinkubasi pada
suhu ruang (27oC) selama 3 hari. Aktivitas lipase
ditunjukkan dengan adanya zona bening di sekitar
masing-masing koloni jamur.
Aktivitas protease
Susu skim digunakan sebagai subtrat untuk
menguji aktivitas protease dengan menggunakan
metode Uria et al. (2006 unpublihed). Medium
protease dituangkan ke dalam cawan petri
berdiameter 5 cm kemudian diinokulasi dengan
masing-masing isolat jamur dan diinkubasikan pada
suhu ruang (27oC) selama 3 hari. Aktivitas protease
ditunjukkan dengan adanya zona bening di sekitar
masing-masing koloni jamur.
HASIL
Isolasi dan identifikasi jamur
Diversitas jamur yang terisolasi dengan
metode umpan ulat dari tanah rizosfer tanaman Are-
caceae dan gambut diperlihatkan dalam Tabel 1 dan
Gambar 1. Berhasil diisolasi 17 dan 9 spesies jamur
masing-masing dari tanah rizosfer tanaman Are-
caceae (Eugeissona utilis, Pactris major dan
Pinanga coronata); dan gambut. Tanah rizosfer
tanaman gambut yang digunakan untuk menempat-
kan ulat menghasilkan 9 spesies jamur, sedangkan
tanah rizosfer P., coronata, E. utilis dan P. major
menghasilkan jumlah jamur masing-masing 9, 5 dan
3 spesies. Tujuh belas spesies jamur yang diisolasi
dari tanah rizosfer tanaman Arecaceae diketahui
semuanya termasuk dalam Deuteromycotina, se-
dangkan 9 spesies jamur yang diisolasi dari tanah
rizosfer tanaman gambut termasuk dalam Deutero-
mycotina dan Zygomycotina.
Tabel 2 dan Gambar 1 menyajikan diversitas
jamur yang terisolasi dengan metode umpan ulat dan
134
Berita Biologi 14(2) - Agustus 2015
rayap dari tanah rizosfer tanaman Arecaceae dan
semak belukar. Dengan rizosfer tanaman yang sama
(Cyrtostachys microcarpa, Ptychosperma macarthu-
rii dan semak belukar), umpan rayap menghasilkan
lebih banyak jamur yang terisolasi (9 spesies) da-
ripada umpan ulat (3 spesies). Jamur yang terisolasi
dengan umpan ulat termasuk dalam Deuteromycotina
dan Zygomycotina, sedangkan jamur yang terisolasi
dengan umpan rayap termasuk dalam Ascomycotina,
Deuteromycotina dan Zygomycotina.
Deteksi enzim
Tabel 3 dan Gambar 2 menunjukkan bahwa
dari 29 isolat jamur yang terisolasi dari umpan ulat,
semuanya tidak menghasilkan aktivitas kitinase, teta-
pi beberapa isolat menghasilkan aktivitas lipase dan
protease. Tujuh belas isolat (58,62 %), 3 isolat
(10,34 %) dan 4 isolat (13,79 %) dari 29 isolat jamur
masing-masing menghasilkan aktivitas lipase dan
protease; lipase serta protease. Lima isolat (17,24 %)
dari 29 isolat jamur, yaitu C. elegans (952), G. virens
(849), P. lilacinus (838), Syncephalastrum sp. (865)
dan T. harzianum (966) selain tidak menghasilkan
aktivitas kitinase juga diketahui tidak menghasilkan
aktivitas lipase maupun protease.
Tabel 3 dan Gambar 2 menunjukkan pula
bahwa dari 9 isolat jamur yang terisolasi dari umpan
rayap, semuanya tidak menghasilkan aktivitas kiti-
nase, tetapi beberapa isolat menghasilkan aktivitas
lipase dan protease. Enam isolat (66,67 %), 1 isolat
(11,11 %) dan 1 isolat (11,11 %) dari 9 isolat jamur
masing-masing menghasilkan aktivitas lipase dan
protease; lipase serta protease. Hanya 1 isolat (11,11
%) dari 9 isolat jamur, yaitu Penicillium sp. 2 (959)
selain tidak menghasilkan aktivitas kitinase juga
No Jamur (Fungi) E. utilis P. major P. coronata Gambut (Peat)
Deuteromycotina
1. Acremonium sp. (745; 958) + - - +
2. Aspergillus chevalieri (L. Mangin) Thom & Church (842)
- - - +
3. Aspergillus sp. (790; 843; 856) + - + +
4. Beauveria bassiana (Bals.-Criv.) Vuill. (759)
- - + -
5. Fusarium oxysporum Schlecht. (853; 916; 754; 854)
+ + + +
6. F. solani (Mart.) Sacc. (951) - - + -
7. Fusarium sp. 1 (944) - - + -
8. Fusarium sp. 2 (941) - + - -
9. Gliocladium (Trichoderma) virens Miller, Giddens and Foster (849; 947)
- - + +
10. Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) Sorokin (1543)
- - + -
11. Paecilomyces lilacinus (Thom) Samson (861; 860; 838)
+ - + +
12. Penicillium sp. 1 (799; 945) + - - +
13. Trichoderma harzianum Rifai (837; 850; 862)
- + + +
Zygomycotina
14. Syncephalastrum sp. (865) - - - +
Total 5 3 9 9
Catatan: + = ada; - = tidak ada (Note: + = present; - = absent)
Tabel 1. Diversitas jamur yang ter isolasi dar i umpan ulat (Diversity of fungi isolated from larva bait)
135
Suciatmih et al – Jamur Entomopatogen dan Aktifitas Enzim Ekstraselulernya
diketahui tidak menghasilkan aktivitas lipase mau-
pun protease.
PEMBAHASAN
Jamur entomopatogen dapat diisolasi dari ulat
dan rayap mati setelah ditempatkan pada semak be-
lukar dan berbagai tanah rizosfer tanaman Arecaceae
koleksi Kebun Raya Bogor; dan tanah rizosfer tana-
man gambut Taman Nasional Sebangau, Kalimantan
Tengah (Tabel 1 dan 2). Tanah rizosfer tanaman me-
mainkan peranan penting sebagai tempat penyim-
panan atau penyediaan jamur entomopatogen.
Tiga puluh delapan isolat jamur yang di-
peroleh dari penelitian ini didominasi oleh Deutero-
mycotina (89,47%), diikuti Zygomycotina (7,89%)
dan Ascomycotina (2,63%). Karakter morfologi
jamur dari Deuteromycotina memiliki sejumlah besar
konidia yang berukuran kecil sehingga konidia dapat
menyebar dalam jarak yang jauh untuk meningkat-
kan populasinya (Swer et al., 2011). Penelitian ini
menunjukkan pula bahwa dengan metoda umpan ulat
dan rayap, Fusarium merupakan marga jamur yang
banyak ditemukan, yaitu 5 spesies diikuti oleh
Aspegillus and Penicillium, masing-masing dengan
2 species. Marga Fusarium dan Penicillium diisolasi
dari setiap percobaan (Tabel 1 dan 2) sehingga dapat
dilaporkan bahwa ke duanya adalah jamur yang
umum pada ulat dan rayap.
Hasil penelitian menunjukkan bahwa dengan
umpan yang sama (ulat), diversitas jamur yang
terisolasi dari masing-masing tanaman Arecaceae (E.
utilis, P. major dan P. coronata) yang tumbuh di
Kebun Raya Bogor dan gambut menunjukkan perbe-
daan (Tabel 1). Demikian pula dengan umpan yang
berbeda (rayap dan ulat), diversitas jamur yang
terisolasi dari masing-masing tanaman Arecaceae (C.
microcarpa dan P. macarthurii) dan semak belukar
yang masing-masing tumbuh di Kebun Raya Bogor
menunjukkan perbedaan (Tabel 2). Komposisi popu-
lasi dan aktivitas mikroba tanah banyak dipengaruhi
oleh sifat-sifat fisika dan kimia tanah, iklim serta
vegetasi (Jha et al., 1992) dan aktivitas manusia (Sun
et al., 2008a). Dalam hal ini vegetasi dan aktivitas
manusia dapat mempengaruhi diversitas jamur ento-
No Jamur (Fungi)
C. microcarpa P. macarthurii Semak belukar (Shrub)
Ulat/ Larva
Rayap/ Termites
Ulat/ Larva
Rayap/ Termites
Ulat/ Larva
Rayap/ Termites
Ascomycotina
1. Byssochlamys sp. (Anamorf: Paecilomyces) (983)
- - - + - -
Deuteromycotina
2. Acremonium sp. (1503) - + - - - -
3. Fusarium oxysporum Schlecht. (965)
- - - + - -
4. Fusarium sp. 2 (877) - - - - - +
5. Fusarium sp. 3 (954) - - - - + -
6. Penicillium sp. 2 (962; 959) - - - + - +
7. Trichoderma harzianum Rifai (966; 1904; 967)
+ + - - - +
Zygomycotina
8. Cunninghamella elegans Lendner (952; 963)
- - + - - +
Total 1 2 1 3 1 4
Tabel 2. Diversitas jamur yang ter isolasi dar i umpan ulat dan rayap (Diversity of fungi isolated from larva and termites bait)
Catatan: + = ada; - = tidak ada (Note: + = present; - = absent)
136
Berita Biologi 14(2) - Agustus 2015
Gambar 1. Jamur entomopatogen (Entomopathogenic fungi) 1000 x. a . Acremonium sp., b. Aspergillus chevalieri, c. Aspergillus sp., d. Beauveria bassiana, e. Byssochlamys sp., f. Cunninghamella ele-gans, g. Fusarium oxysporum, h. Fusarium solani, i. Fusarium sp. 1, j. Fusarium sp. 2, k. Fusarium sp. 3, l. Gliocladium virens, m. Metarhizium anisopliae, n. Paecilomyces lilacinus, o. Penicillium sp. 1, p. Penicillium sp. 2, q. Syncephalastrum sp., dan r. Trichoderma harzianum.
a b c
d e f
g h i j
k l m n
o p q r
137
Suciatmih et al – Jamur Entomopatogen dan Aktifitas Enzim Ekstraselulernya
mopatogen. Gambut dan semak belukar dengan veg-
etasi campuran dan relatif tidak terganggu oleh
manusia memiliki diversitas jamur tinggi masing-
masing 9 dan 5 spesies. Demikian pula di antara
tanaman Arecaceae yang tumbuh secara monokultur
dan agak terganggu, P. coronata juga memiliki diver-
sitas jamur tinggi (9 spesies). Meskipun gambut dan
P. coronata memiliki diversitas jamur yang sama (9
spesies), tanah gambut memiliki jamur yang lebih
bervariasi (Deuteromycotina dan Zygomycotina),
sedangkan P. coronata hanya memiliki jamur yang
termasuk dalam Deuteromycotina.
Umpan yang berbeda (ulat dan rayap) pada
masing-masing tanaman Arecaceae (C. microcarpa
No Jamur (Fungi)
Aktivitas enzim (Enzyme activity)
Kitinase (Chitinase)
Lipase Protease
Umpan ulat (Baityng by larva)
1. Acremonium sp. (745) (958)
– –
+ +
+ +
2. Aspergillus chevalieri (842) – + + 3. Aspergillus sp. (790)
(843) (856)
– – –
+ + +
+ + –
4. Beauveria bassiana (Bals.-Criv.) Vuill. (759) – – + 5. Cunninghamella elegans (952)
– – –
6. Fusarium oxysporum Schlecht. (754) (853) (854) (916)
– – – –
– + + +
+ + + +
7. F. solani (Mart.) Sacc. (951) – + + 8. Fusarium sp. 1 (944) – + – 9. Fusarium sp. 2 (941) – + +
10. Fusarium sp. 3 (954) – + + 11. Gliocladium virens Miller, Giddens and Foster
(849) (947)
– –
– +
– –
12. Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) Sorokin (1543) –
+
+
13. Paecilomyces lilacinus (Thom) Samson (860) (861) (838)
– – –
– + –
+ + –
14. Penicillium sp.1 (945) (799)
– –
+ +
+ +
15. Syncepalastrum sp. (865) – – – 16. Trichoderma harzianum Rifai (837)
(850) (862) (966)
– – – –
+ – + –
+ + + –
Umpan rayap (Baityng by termites)
1 Acremonium sp. (1503) – + + 2 Byssochlamys sp. (983) – + + 3 C. elegans Lendner (963) – + –
4 Fusarium oxysporum Schlecht. (965) – + +
5 Fusarium sp. 2 (877) – + +
6 Penicillium sp. 2 (959) (962)
– –
– –
– +
7 Trichoderma harzianum Rifai (1904) (967)
– –
+ +
+ +
Catatan: + = ada; - = tidak ada (Note: + = present; - = absent)
Tabel 3. Aktivitas enzim ekstraseluler jamur yang ter isolasi dar i umpan ulat dan rayap (Extracellular enzyme activity of fungi isolated from larva and termites baits)
138
Berita Biologi 14(2) - Agustus 2015
dan P. macarthurii) serta semak belukar yang mas-
ing-masing tumbuh di Kebun Raya Bogor memiliki
diversitas jamur yang berbeda (Tabel 2). Umpan
rayap memiliki diversitas jamur (9 spesies) lebih
besar daripada umpan ulat (3 spesies). Hal ini dapat
terjadi mungkin selain rayap lebih lincah bergerak
daripada ulat sehingga memungkinkan lebih banyak
kontak dengan tanah rizosfer yang diuji, rayap juga
tergolong detritivore atau pemakan bahan tanaman
mati dan kotoran binatang (Freymann et al., 2008; de
Souza and Brown, 2009). Di lain pihak, ulat bukan
tergolong detritivore, tetapi pemakan tanaman hidup
sehingga tidak dapat memakan tanah rizosfer. Ferron
(1985) menginformasikan bahwa ada empat tahapan
mekanisme penyakit pada serangga yang disebabkan
oleh jamur, yaitu (1) inokulasi atau kontak antara
propagul jamur dengan tubuh serangga; (2) proses
penempelan dan perkecambahan propagul jamur
pada integumen serangga; (3) penetrasi dan invasi;
serta (4) destruksi pada titik penetrasi dan ter-
bentuknya konidia yang kemudian beredar ke dalam
hemolimfa dan membentuk hifa sekunder untuk me-
nyerang jaringan lainnya.
Jamur entomopatogen yang terisolasi dalam
penelitian ini adalah Acremonium, Aspergillus
chevalieri, Aspergillus sp., Beauveria bassiana, Bys-
sochlamys sp. (anamorf: Paecilomyces), Cunning-
hamella elegans, Fusarium oxysporum, F. solani,
Fusarium spp., Gliocladium (Trichoderma) virens,
Metarhizium anisopliae, Paecilomyces lilacinus,
Penicillium spp., Syncepalastrum dan Trichoderma
harzianum. Beberapa penelitian berikut yang men-
dukung hasil penelitian jamur entomopatogen yang
terisolasi dalam penelitian ini melaporkan bahwa B.
bassiana dan M. anisopliae adalah jamur patogen
pada Callosobruchus maculates (Coleoptera:
Bruchidae) (Cherry et al., 2005), Capnodis tenebrio-
nis (Coleoptera: Buprestidae) (Marannino et al.,
2006), Triatoma infestans (Hemiptera: Reduviidae),
bean-weevil, Acanthoscelides obtectus (Coleoptera,
Bruchidae) (Pedrini et al., 2007), Oryctes elegans
(Coleoptera: Scarabeiidae) (Latifian and Rad, 2012)
dan caplak Rhipicephalus (Boophilus) microplus
(Ren et al., 2012). Samek et al. (2006) menginforma-
sikan bahwa Acremonium strictum diisolasi dari
pupa Cameraria ohridella Deschka et Dimic. Paeci-
lomyces lilacinus dilaporkan sebagai jamur patogen
pada vektor penyakit chagas, Triatoma infestans
(Hemiptera: Reduviidae) (Gerrardo et al., 2006),
glasshouse whitefly (GWF), Trialeurodes vaporario-
Gambar 2. Aktivitas lipase dar i Aspergillus sp.(790), Penicillium sp.1 (945) dan Acremonium sp. (958); serta aktivitas protease dari Acremonium sp. (745), Fusarium solani (951) dan Paecilomyces li-lacinus (861) [Lipase activity of Aspergillus sp.(790), Penicillium sp. 1 (945) and Acremonium sp. (958); and protease activity of Acremonium sp. (745), Fusarium solani (951) and Paecilomyces lilacinus (861)]
139
Suciatmih et al – Jamur Entomopatogen dan Aktifitas Enzim Ekstraselulernya
rum (Gokce and Er, 2005), nematoda Meloidogyne
javanica (Esfahani and Pour, 2006), nematoda
Meloidogyne hapla (Kiewnick and Sikora, 2006),
greenhouse white fly (Trialeurodes vaporariorum),
glasshouse red spider mite (Tetranychus urticae),
kutu kapas Aphis gossypii dan western flower thrips
(Frankliniella occidentalis) (Fiedler and Sosnowska,
2007). Zarrin et al. (2007) menginformasikan bah-
wa Aspergillus, Penicillium, dan Fusarium diisolasi
dari lalat rumah (Musca domestica). Fusarium solani
dilaporkan sebagai jamur entomopatogen pada sugar-
beet root maggot (Tetanops myopaeformis Röder) di
Dakota Utara (Majumdar et al., 2008) dan dapat
menginvasi telur serangga Panstrongylus geniculatus
dalam vivarum (Hartung and Lugo, 1996), se-
dangkan F. oxysporum dilaporkan virulen pada Cu-
lex pipiens di laboratorium (Scholte et al., 2004) dan
diisolasi berkali-kali dari Ochlerotatus detritus Hali-
day (Hasan and Vago, 1972). Sun et al. (2008b)
melaporkan bahwa Syncephalastrum racemosum
mempunyai aktivitas nematisida terhadap Bursaphe-
lenchus xylophilus, sedangkan filtrat T. harzianum
dapat menurunkan populasi nematoda Meloidogyne
javanica pada tanaman okra dan mungbean
(Siddiqui et al., 2001) serta mempunyai aktivitas
larvicidal and pupicidal dari Aedes aegypti L.
(Sundaravadivelan and Padmanabhan, 2014). Filtrat
Cunninghamella elegans dapat menurunkan puru
(gall) akar tanaman tomat yang terserang nematoda
Meloidogyne javanica (Galper et al., 1991), se-
dangkan Gliocladium roseum menghasilkan metabo-
lit yang mempunyai aktivitas antinematoda terhadap
Caenorhabditis elegans dan Panagrellus redivivus
(Dong et al., 2005).
Banyaknya jamur yang terdeteksi
menghasilkan aktivitas lipase dan protease (60,53 %)
atau lipase (10,53 %) atau protease (13,16 %) saja
tentunya sangat menguntungkan karena selain hifa
jamur yang mempenetrasi dapat memisahkan lamel-
lae secara fisik, enzim lipase dan protease jamur
juga dapat mendegradasi komponen utama kutikula
serangga (Sandhu et al., 2012). Peneliti yang sama
melaporkan bahwa selain lipase dan protease, kiti-
nase dan esterase juga terlibat mendegradasi kutikula
serangga. Enzim-enzim tersebut berfungsi selama
proses patogenitas jamur. Jamur-jamur yang
menghasilkan aktivitas lipase dan protease adalah
Acremonium (745, 958 dan 1503), A. chevalieri
(842), Aspergillus (790 dan 843), Byssochlamys sp.
(983), F. oxysporum (853, 854, 916 dan 965), F.
solani (951), Fusarium sp. 2 (877 dan 941), Fusari-
um sp.3 (954), M. anisopliae (1543), P. lilacinus
(861), Penicillium sp. 1 (799 dan 945) dan T. harzi-
anum (837, 862, 967 dan 1904). Jamur-jamur terse-
but selanjutnya dapat dijadikan sebagai kandidat
untuk agen pengendalian serangga dan untuk uji bio-
asai penelitian mendatang.
Beberapa penelitian berikut yang mendukung
hasil penelitian jamur entomopatogen yang dapat
menghasilkan enzim melaporkan bahwa Acremoni-
um alcalophilum menghasilkan aktivitas lipase
(Pereira et al., 2013) dan Acremonium sp.
menghasilkan aktivitas protease (Liu et al., 2007).
Fusarium. oxysporum and F. solani menghasilkan
aktivitas lipase dan protease (Aboul-Nasr et al.,
2013). Jamur entomopatogen B. bassiana
menghasilkan aktivitas protease (Feng, 1998), se-
dangkan C. elegans menghasilkan aktivitas fosfoli-
pase (de Vasconcelos et al., 2003). Metarhizium an-
isopliae menghasilkan aktivitas lipase dan protease
(Nahar et al., 2004); serta P. lilacinus menghasilkan
aktivitas protease (Park et al., 2004). Penicillium
restrictum menghasilkan aktivitas lipase dan prote-
ase (Freire et al., 1999), T. harzianum dan T.
(Gliocladium) virens mensekresikan lipase (Bhale
and Rajkonda, 2012) dan protease (Mishra, 2010).
Selain 38 isolat (100 %) jamur entomopato-
gen yang terisolasi dengan umpan ulat dan rayap
yang ditempatkan pada rizosfer tanaman tidak
menghasilkan aktivitas kitinase, 6 isolat (15,79 %)
jamur juga diketahui tidak menghasilkan lipase ma-
pun protease, 5 isolat (13,16 %) jamur tidak
menghasilkan lipase dan 4 isolat (10,53 %) jamur
tidak menghasilkan protease. Ketidak mampuan iso-
lat jamur menghasilkan aktivitas kitinase atau lipase
atau protease dalam penelitian ini mungkin karena
faktor biologi seperti sifat genetik isolat yang teriso-
lasi memang tidak menghasilkan aktivitas ke tiga
enzim tersebut.
Selain lipase dan protease, secara umum
jamur diketahui pula menghasilkan aktivitas kitinase.
Beberapa penelitian berikut melaporkan bahwa ak-
tivitas kitinase dihasilkan oleh Acremonium implica-
tum (Sen et al., 2013), B. bassiana (Fang et al.,
140
Berita Biologi 14(2) - Agustus 2015
2005; Sanivada and Challa, 2014), F. oxysporum F3
(Gkargkas et al., 2004), G. virens (Di Pietro et al.,
1993), M. anisopliae (Rustiguel et al., 2012; Saniva-
da and Challa, 2014), P. lilacinus (Park et al., 2004),
Penicillium chrysogenum (Patidar et al., 2005) dan
T. harzianum VSL291 (Cuervo-Parra et al., 2011).
KESIMPULAN
Jamur entomopatogen dapat diisolasi dari
tanah rizosfer tanaman dengan bantuan umpan ulat
dan rayap. Umpan rayap direkomendasikan untuk
mengisolasi jamur entomopatogen
Kecuali pada tanah rizosfer P. coronata, gam-
but dan semak belukar dengan vegetasi campuran
dan relatif tidak terganggu manusia memiliki diversi-
tas jamur lebih tinggi daripada tanaman Arecaceae
lainnya yang ditanam secara monokultur dan relatif
terganggu manusia.
Dua puluh tiga isolat jamur (Acremonium
745, 958 dan 1503, A. chevalieri 842, Aspergillus
790 dan 843, Byssochlamys sp. 983, F. oxysporum
853, 854, 916 dan 965, F. solani 951, Fusarium sp. 2
(877 dan 941), Fusarium sp.3 (954), M. anisopliae
1543, P. lilacinus 861, Penicillium sp. 1 (799 dan
945) dan T. harzianum 837, 862, 967 serta 1904)
menghasilkan aktivitas lipase dan protease sehingga
jamur-jamur tersebut dapat dijadikan sebagai kandi-
dat untuk agen pengendalian serangga dan untuk uji
bioasai pada penelitian mendatang.
DAFTAR PUSTAKA
Aboul-Nasr MB, ANA Zohri and EM Amer. 2013. Enzymatic and toxigenic ability of opportunistic fungi contaminat-ing intensive care units and operation rooms at Assiut University Hospitals, Egypt. Springerplus 2, 347. doi: 10.1186/2193-1801- 2-347.
Bhale UN and JN Rajkonda. 2012. Enzymatic activity of Trichoderma species. Novus Natural Science Research 1(4), 1-8.
Cherry AJ, P Abalo and K Hell. 2005. A laboratory assess-ment of the potential of different strains of the ento-mopathogenic fungi Beauveria bassiana (Balsamo) Vuil-lemin and Metarhizium anisopliae (Metschnikoff) to control Callosobruchus maculatus (F.) (Coleoptera: Bruchidae) in stored cowpea. Journal of Stored Products Research 41(3), 295-309.
Cuervo-Parra JA, M Ramírez-Suero, V Sánchez-López and M Ramírez-Lepe. 2011. Antagonistic effect of Trichoder-ma harzianum VSL291 on phytopathogenic fungi isolated from cocoa (Theobroma cacao L.) fruits. Afr ican Journal of Biotechnology 10(52), 10657-10663.
de Souza OF and VK Brown. 2009. Effects of habitat fragmen-tation on Amazonian termite communities. Journal of Tropical Ecology 10(2), 197-206. doi:10.1017/S0266467400007847.
de Vasconcelos WE, MS Rios, AH de Sousa, EV de Medeiros,
GM da Costa Silva and PB Maracajá. 2003. Caracterização bioquímica eenzimática de Cunninghamella isoladas de manguezal. Revista De Biologia E Ciencias Da Terra 3(2-2o).
Di Pietro A, M Lorito, CK Hayes, RM Broadway and GE Harman. 1993. Endochitinase from Gliocladium virens: isolation, characterization and synergistic antifungal activity in combination with gliotoxin. Phytopathology 83, 308-313.
Domsch KH, W Gams and T Anderson. 1980. Compendium of Soil Fungi Vol I. London: Academic Press.
Dong JY, HP He, YM Shen and KQ Zhang. 2005. Nemati-cidal epipolysulfanyldioxopiperazines from Gliocladium roseum. Journal of Natural Products 68(10), 1510-1513.
Esfahani MN and BA Pour. 2006. The effects of Paecilomyces lilacinus on the pathogenesis of Meloidogyne javanica and tomato plant growth parameters. Iran Agricultural Research 24(2), 67-75.
Fang W, B Leng , Y Xiao, K Jin, J Ma, Y Fan, J Feng, X Yang, Y Zhang and Y Pei. 2005. Cloning of Beauveria bassiana chitinase gene bbchit1 and its application to improve fungal strain virulence. Applied and Environ-mental Microbiology 71(1), 363-370.
Feng M. 1998. Reliability of extracellular protease and lipase activities of Beauveria bassiana isolates used as their virulence indices. Wei Sheng Wu Xue Bao 38(6), 461-467.
Ferron P. 1985. Fungal control. In Comprehensive Insect Physi-ology Biochemistry and Pharmacology (G. A. Kerkut and L. I. Gilbert, eds.) Vol. 12, 313-346. Pergamon Press, Oxford.
Fiedler Z and D Sosnowska. 2007. Nematophagous fungus Paecilomyces lilacinus (Thom) Samson is also a biologi-cal agent for control of greenhouse insects and mite pests. Bio Control 52, 547-558.
Forlani L, N Pedrini and MP Juárez. 2011. Contr ibution of the horizontal transmission of the entomopathogenic fungus Beauveria bassiana to the overall performance of a fungal powder formulation against Triatoma infestans. Research and Reports in Tropical Medicine 2, 135-140.
Freire DMG, GL Sant'Anna Jr. and TLM Alves. 1999. Mathe-matical modeling of lipase and protease production by Penicillium restrictum in a batch fermenter. Applied Biochemistry and Biotechnology 79(1-3), 845-855.
Freymann BP, R Buitenwerf, O Desouza, and Olff. 2008. The importance of termites (Isoptera) for the recycling of herbivore dung in tropical ecosystems: a review. Europe-an Journal of Entomology 105(2), 165-173. doi:10.14411/eje.2008.025.
Galper S, E Cohn, Y Spiegel and I Chet. 1991. A Collagenolyt-ic fungus, Cunninghamella elegans, for biological control of plant-parasitic nematodes. The Journal of Nematology 23(3), 269-274.
Gerrardo AM, CCL Lastra, SA Pelizza and JJ Garcia. 2006. Isolation of Paecilomyces lilacinus (Thom) Samson (Ascomycota: Hypocreales) from the chagas disease vector Triatoma infestans Klug (Hemiptera: Reduviidae) in an endemic area in Argentina. Mycopathologia 162, 369-372.
Gkargkas K, D Mamma, G Nedev, E Topakas, P Christakopoulos, D Kekos and BJ Macris. 2004. Stud-ies on a N-acetyl--d-glucosaminidase produced by Fusari-um oxysporum F3 grown in solid-state fermentation. Process Biochemistry 39, 1599-1605.
Gokce A and MK Er. 2005. Pathogenicity of Paecilomyces spp. to the glass house white fly, Trialeurodes vaporariorum, with some observations on the fungal infection
process. Turkish Journal of Agriculture and Forestry 29, 331-339.
Gunde-Cimerman N, P Zalar and S Jeram. 1998. Mycoflora of cave cricket Troglophilus neglectus cadavers. My-cophatologia 141, 111-114.
Gutiérrez FP, YS Osorio, JC Osorno and SU Soto. 2003. Sus-
141
Suciatmih et al – Jamur Entomopatogen dan Aktifitas Enzim Ekstraselulernya
ceptibility of Rhodnius pallescens (Hemiptera: Reduvi-idae) of fifth instar nymph to the action of Beauveria spp. Entomotropica 18(3), 163-168.
Hartung and Lugo. 1996. Fusarium solani invader of the eggs of the insect Panstrongylus geniculatus in a vivarium. My-copathologia 135(3), 183-185.
Hasan S and C Vago. 1972. The pathogenicity of Fusarium oxysporum to mosquito larvae. Journal of Invertebrate Pathology 20, 268-271.
Hasan WA, Assaf LH and Abdullah SK. 2012. Occur rence of entomopathogenic and other opportunistic fungi in soil collected from insect hibernation sited and evaluation of their entomopathogenic potential. Bulletin of the Iraq Natural History Museum 12(1), 19-27.
Jha DK, GD Sharma and RR Mishara. 1992. Ecology of soil microflora and mycorrhizal symbionts. Biology and Fertility of Soils 12, 272-278.
Keller S and G Zimmerman. 1989. Mycopathogens of soil in-sects. In: Fungus-insect interactios. Wilding, N, Collins MN, Hammond PM, Webber JF (eds), 240-270. Academ-ic Press, London.
Kiewnick S and RA Sikora. 2006. Evaluation of Paecilomyces lilacinus strain 251 for the biological control of the northern root-knot nematode Meloidogyne hapla Chit-wood. Nematology 8(1), 69-78.
Kulkarni NS and S Lingappa. 2002. Pathogenicity of ento-mopathogenic fungus, Nomuraea rileyi (Farlow) Samson on lepidopterous pests. Karnataka Journal of Agricultural Sciences. 15(2), 293-298.
Latifian M and B Rad. 2012. Pathogenicity of the entomopath-ogenic fungi Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillmin, Beauveria brongniartii Saccardo and Metarhizium an-isopliae Metsch to adult Oryctes elegans Prell and effects on feeding and fecundity. International Journal of Agri-culture and Crop Sciences 4(14), 1026-1032.
Lingappa Y and JL Lockwood. 1962. Chitin medium for selec-tive isolation and culture of Actinomycetes. Phytopathol-ogy 52, 317-323.
Liu C, Y Matsushita, K Shimizu, K Makimura and K Hasu-mi. 2007. Activation of prothrombin by two subtilisin-like serine proteases from Acremonium sp. Biochemical and Biophysical Research Communications 358(1), 356-362.
Majumdar A, MA Boetel and ST Jaronski. 2008. Discovery of Fusarium solani as naturally occurring pathogen of sugarbeet root maggot (Diptera: Ulidiidae) pupae: Preva-lence and baseline susceptibility. Journal of Invertebrate Pathology 97(1), 1-8.
Marannino P, C Santiago-Álvarez, E de Lillo and E Quesada-Moraga. 2006. A new bioassay method reveals patho-genicity of Metarhizium anisopliae and Beauveria bassi-ana against early stages of Capnodis tenebrionis (Coleoptera; Buprestidae). Journal of Invertebrate Pathol-ogy 93(3), 210-213.
Mishra VK. 2010. In-vitro antagonism of Trichoderma species against Pythium aphanidermatum. Journal of Phytology 2(9), 28-35.
Mnyone LL, MJ Kirby, DW Lwetoijera, MW Mpingwa, ET Simfukwe, BGJ Knols, W Takken and TL Russell. 2010. Tools for delivering entomopathogenic fungi to malaria mosquitoes: effects of delivery surfaces on fungal efficacy and persistence. Malaria Journal 9, 246. doi:10.1186/1475-2875-9-246.
Nahar P, V Ghormade and MD Deshpande. 2004. The extracel-lular constitutive production of chitin deacetylase in Metarhizium anisopliae: possible edge to entomopatho-genic fungi in the biological control of insect pests. Jour-nal of Invertebrate Pathology 85(2), 80-88.
Park J-O, JR Hargreaves, EJ McConville, GR Stirling, EL Ghisalberti and K Sivasithamparam. 2004. Produc-tion of leucinostatins and nematicidal activity of australi-an isolates of Paecilomyces lilacinus (Thom) Samson. Letters in Applied Microbiology 38, 271-276.
Patidar P, D Agrawal, T Banerjee and S Patil. 2005. Optimi-
sation of process parameters for chitinase production by soil isolates of Penicillium chrysogenum under solid substrate fermentation. Process Biochemistry 40(9), 2962-2967.
Paula AR, AT Carolino, CO Paula and RI Samuels. 2011. The combination of the entomopathogenic fungus Metarhizi-um anisopliae with the insecticide imidacloprid increases virulence against the dengue vector Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). Parasites and Vectors 4, 8. doi:10.1186/1756-3305-4-8.
Pedrini N, R Crespo and MP Juarez. 2007. Biochemistry of insect epicuticle degradation by entomopathogenic fungi. Comparative biochemistry and physiology part C. Toxi-cology and Pharmacology 146(1-2), 124-137.
Pereira EO, A Tsang, TA McAllister and R Menassa. 2013. The production and characterization of a new active lipase from Acremonium alcalophilum using a plant bioreactor. Biotechnology for Biofuels 6, 111. doi:10.1186/1754-6834-6-111
Peterson MH and MJ Johnson. 1949. Delayed hydrolysis of butter fat by certain Lactobacilli and Micrococci isolated from cheese. Journal of Bacteriology 58, 701-708.
Ravensberg WJ. 2010. A Roadmap to the successful development and commercialization of microbial pest control products for control of arthropods, 1-8. Springer Dordrecht Hei-delberg London New York.
Ren QY, ZJ Liu, GQ Guan, M Sun, ML Ma, QL Niu, YQ Li, AH Liu, JL Liu, JFYang, H Yin and JX Luo. 2012. Laboratory evaluation of virulence of Chinese Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae isolates to en-gorged female Rhipicephalus (Boophilus) microplus ticks. Biological Control 63(2), 98-101.
Rustiguel CB, JA Jorge and LHS Guimarães. 2012. Optimiza-tion of the chitinase production by different Metarhizium anisopliae strains under solid-state fermentation with silkworm chrysalis as substrate using CCRD. Advances in Microbiology 2, 268-276.
Samek T, D Novotny and L Jankovsky. 2006. Infection of wintering pupae of horse-chesnut leafminer Cameraria ohridella Deschka et Dimic. by Verticillium lecanii
(Zimmerman) Viegas. Journal of Forest Science 52(3), 136-140.
Sandhu SS, AK Sharma, V Beniwal, G Goel, P Batra, A Ku-mar, S Jaglan, AK Sharma and S Malhotra. 2012. Myco-biocontrol of insect pests: Factors involved, mech-anism and regulation. Journal of Pathogens http://dx.doi.org/10.1155/2012/126819.
Sanivada SK and M Challa. 2014. Mycolytic effect of extracel-lular enzymes of entomopathogenic fungi to Colleto-trichum falcatum, red rot pathogen of sugarcane. Journal of Biopesticides 7(Sup), 33-37.
Scholte EJ, BGJ Knol, RA Samson and W Takken. 2004. En-tomopathogenic fungi for mosquito control: A review. Journal of Insect Science 4, 1-24.
Sen L, WU Xia, CAO Jun-zheng and W Feng-long. 2013. Bio-control potential of chitinase-producing nematophagous fungus Acremonium implicatum against Meloidogyne incognita. Acta Phytopathologica Sinica 43(5), 509-517.
Siddiqui IA, Amer-Zareen, MJ Zaki and SS Shaukat. 2001. Use of Trichoderma species in the control of Meloido-gyne javanica, root knot nematode in okra and mung-bean. Pakistan Journal of Biological Science 4(7), 846-848.
Singh G and S Prakash. 2011. Studies on fungal cultural fil-trates against adult Culex quinquefasciatus (Diptera: Culicidae) a vector of filariasis. Journal of Parasitol-ogy Research http://dx.doi.org/10.1155/2011/147373
Smith RJ, S Pekrul and EA Grula. 1981. Requirement for sequential enzymatic activities for penetration of the integument of the corn earworm Heliothis zea. Journal of Invertebrate Pathology 38, 335-344.
Stafford III KC and SA Allan. 2010. Field applications of
142
Berita Biologi 14(2) - Agustus 2015
entomopathogenic fungi Beauveria bassiana and Metarhi-zium anisopliae F52 (Hypocreales: Clavicipitaceae) for the control of Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae). Jour-nal of Medical Entomology 47(6), 1107-1115.
Sun BD, HY Yu, AJ Chen and XZ Liu. 2008a. Insect-associated fungi in soils of field crops and orchard. Crop Protection 27, 1421-1426.
Sun J, H Wang, F Lu, L Du and G Wang. 2008b. The efficacy of nematicidal strain Syncephalastrum racemosum. An-nals of Microbiology 58(3), 369-373.
Sundaravadivelan C and MN Padmanabhan. 2014. Effect of mycosynthesized silver nanoparticles from filtrate of Trichoderma harzianum against larvae and pupa of dengue vector Aedes aegyptiL. Environmental Science Pollution Research International 21(6), 4624-4633.
Swer H, MS Dkhar and H Kayang. 2011. Fungal population and diversity in organically amended agricultural sois of Meghalaya, India. Journal of Organic System 6(2), 3-12.
Ugine TA, SP Wraight, M Brownbridge and JP Sanderson. 2005. Development of a novel bioassay for estimation of median lethal concentrations (LC50) and doses (LD50) of the entomopathogenic fungus Beauveria bassiana, against western flower thrips, Frankliniella occidentalis. Journal of Invertebrate Pathology 89, 210-218.
Ujjan AA and S Shahzad. 2012. Use of entomopathogenic fungi for the control of mustard aphid (Lipaphis erysimi) on canola (Brassica napus L.). Pakistan Journal of Bota-ny 44(6), 2081-2086.
Zarrin M, B Vazirianzadeh, SS Solary, AZ Mahmoudabadi and M Rahdar. 2007. Isolation of fungi from housefly (Musca Domestica) in Ahwaz, Iran. Australian Journal of Botany 35(1), 69-77.