KATA PENGANTAR
Puji syukur kami panjatkan kehadirat Allah SWT, karena buku petunjuk Praktikum
mikrobiologi ini telah selesai disusun dan dapat digunakan untuk membantu mahasiswa
dalam melakukan praktikum Mikrobiologi. Maksud dan tujuan utama dari penulisan buku
petunjuk praktikum ini adalah sebagai buku pegangan para mahasiswa yang mengikuti
praktikum dan dengan adanya buku petunjuk ini maka praktikum dapat berlangsung dengan
lebih terarah, tertib dan mendekati tujuan praktikum itu sendiri..
Kami menyadari sepenuhnya bahwa penuntun ini masih memiliki kekurangan. Oleh
karena itu kami mengharapkan adanya masukan dan kritikan yang membangun demi
perbaikan pada masa-masa mendatang. Semoga buku ini bermanfaat
Selong, 1 september 2018
Penyusun
TATA TERTIB
1. Mahasiswa/pengguna laboratorium wajib mentaati semua tata tertib dan ketentuan
yang ada di Laboratorium;
2. Berlaku sopan, santun dan menjunjung etika akademik;
3. Mahasiswa yang melakukan praktikum wajib membawa laporan sementara yang telah
disahkan pada saat pretes;
4. Mahasiswa yang akan melakukan praktikum wajib menggunakan jas laboratorium;
5. Mahasiswa yang akan melakukan praktikum wajib meletakkan barang di tempat yang
sudah ditentukan;
6. Mahasiswa dilarang membawa makanan dan minuman kedalam ruang laboratorium;
7. Mahasiswa dilarang menggunakan sandal, sepatu terbuka, dan sepatu/sandal hak
tinggi
8. Mahasiswa dilarang menggunakan perhiasan dan aksesoris;
9. Alumni dan/atau peneliti yang akan menggunakan Laboratorium Fakultas Kesehatan
prodi farmasi harus mendapatkan surat ijin terlebih dahulu dari kepala Laboratorium
atas persetujuan ketua program studi. Surat ijin harus masuk seminggu sebelum
penggunaan;
10. Persetujuan penggunaan fasilitas/peralatan ditanda tangani oleh kepala Laboratorium
atas persetujuan ketua program studi;
11. Peminjaman alat harus terlebih dahulu mengisi form peminjaman alat dan diketahui
pembimbing dan teknisi Laboratorium.;
12. Bagi mahasiswa yang terlambat ≥ 15 menit tidak diperkenankan untuk mengikuti
praktikum;
13. Sebelum memulai praktikum:
a. Mahasiswa wajib meminjam alat laboratorium pada laboran
b. Mahasiswa wajib melakukan pengecekan alat dengan daftar yang sudah
disediakan, jika ada alat yang tidak sesuai harus segera dilaporkan kepada
laboran
c. Mahasiswa wajib meminta lembar laporan sementara pada laboran
14. Selama proses praktikum:
a. Mahasiswa harus memahami cara kerja materi praktikum
b. Mahasiswa dilarang makan dan minum selama praktikum berlangsung
c. Mahasiswa wajib menjaga kebersihan laboratorium
d. Mahasiswa dilarang bermain-main pada saat praktikum
e. Mahasiswa harus mengembalikan bahan-bahan praktikum yang telah
digunakan ketempat semula
15. Setelah selesai melakukan praktikum:
a. Mahasiswa wajib membersihkan peralatan yang telah digunakan
b. Mahasiswa wajib mengembalikan peralatan yang telah dipinjam kepada
laboran
c. Mahasiswa wajib membersihkan meja yang digunakan
d. Sebelum meninggalkan laboratorium mahasiswa wajib mengisi absensi dan
meminta pengesahan pada lembar laporan sementara
16. Peserta praktikum yang telah tiga (3) kali tidak mengikuti acara praktikum dinyatakan
Tidak Lulus dan harus mengulang pada semester berikutnya, kecuali ada keterangan
dari ketua jurusan/kepala laboratorium atau surat dari dokter.
17. Pengembalian peralatan/bahan kepada laboran dalam keadaan baik, sesuai dengan
form peminjaman.
18. Kerusakan/kehilangan peralatan/bahan selama waktu peminjaman menjadi tanggung
jawab peminjam, dan penggantian di sesuaikan dengan peralatan/bahan yang dipinjam
dalam waktu yang ditentukan oleh pihak laboratorium dan mahasiswa tersebut
diwajibkan ganti rugi sebesar 150% dari harga alat/bahan yang dirusak/dihilangkan;
19. Kegiatan penelitian/praktikum mahasiswa harus didampingi oleh pembimbing/asisten
praktikum;
20. Penggunaan Laboratorium di luar jam kerja harus sepengetahuan pihak Laboratorium
atas persetujuan ketua program studi;
21. Hal-hal yang belum tercantum dalam tata tertib ini akan diatur kemudian.
DAFTAR ISI
KATA PENGANTAR........................................................................................................... 2
TATA TERTIB ..................................................................................................................... 3
PRATIKUM I ....................................................................................................................... 6
PENGENALAN ALAT-ALAT LABORATORIUM ............................................................. 6
PRATIKUM II .................................................................................................................... 11
STERILISASI ..................................................................................................................... 11
PRATIKUM III................................................................................................................... 16
PEMBUATAN MEDIA ...................................................................................................... 16
PRAKTIKUM IV ................................................................................................................ 18
ISOLASI MIKROORGANISME ........................................................................................ 18
PRAKTIKUM V ................................................................................................................. 23
PERHITUNGAN MIKROBA ............................................................................................. 23
PRAKTIKUM VI ................................................................................................................ 26
SENSITIVITAS ANTI MIKROBA..................................................................................... 26
DAFTAR PUSTAKA ......................................................................................................... 28
PRATIKUM I
PENGENALAN ALAT-ALAT LABORATORIUM
A. Tujuan
Tujuan dari pengenalan alat-alat laboratorium ini adalah untuk mengetahui nama alat-
alat yang digunakan di dalam laboratorium farmasi dan mengetahui fungsinya serta
mengetahui cara penggunaan beberapa alat-alat dalam laboratorium.
B. Teori
Pengenalan alat-alat yang akan dipergunakan dalam laboratorium sangat penting guna
kelancaran percobaan yang dilaksanakan diantaranya adalah menghindari kecelakaan kerja
dan gagalnya percobaan. Alat-alat laboratorium biasanya dapat rusak atau bahkan berbahaya
jika tidak sesuai dengan prosedur pemakaian. Oleh karena itu, pemahaman fungsi dan cara
kerja peralatan serta bahan harus mutlak dikuasai oleh praktikan sebelum melakukan
praktikum di laboratorium kimia.
Pada dasarnya setiap alat memiliki nama yang menunjukkan kegunaan alat tersebut,
prinsip kerja atau proses yang berlangsung ketika alat digunakan. Beberapa kegunaan alat
dapat dikenali berdasarkan namanya. Penamaan alat-alat yang berfungsi mengukur biasanya
diakhiri dengan kata meter seperti thermometer, hygrometer, spektrofotometer, dll. Alat-alat
pengukur yang disertai dengan informasi tertulis, biasanya diberi tambahan “graph” seperti
thermograph, barograph (Moningka, 2008).
Pengenalan alat-alat ini meliputi macam-macam alat, mengetahui nama-namanya, memahami
bentuk, fungsi, serta cara kerja alat-alat tersebut. Setiap alat dirancang atau dibuat dengan
bahan-bahan yang berbeda satu sama lain dan mempunyai fungsi yang sangat spesifik.
Kebanyakan peralatan untuk percobaan–percobaan di dalam laboraturium terbuat dari gelas.
Meskipun peralatan-peralatan tersebut telah siap dipakai, tetapi di dalam pemasangan alat
untuk suatu percobaan kadang kala diperlukan sambungan-sambungan dengan gelas atau
membuat peralatan khusus sesuai kebutuhan (Imamkhasani, 2000).
No. Nama Alat Gambar Fungsi
1. Gelas
Beacker
Sebagai tempat untuk menyimpan dan
meletakkan larutan. Gelas Piala memiliki takaran
namun jarang bahkan tidak diperbolehkan untuk
mengukur volume suatu zat cair.
2. Erlemeyer
Sebagai wadah unuk mereaksikan suatu zat kimia
dalam skala yang cukup besar dan sebagai wadah
dalam proses titrasi.
3. Labu Ukur
Untuk membuat,menyimpan dan mengencer-
kan larutan dengan ketelitian yang tinggi.
4. Petridish
sebuah wadah untuk membiakkan sel atau
mikroba.
5. Gelas Ukur
Untuk mengukur volume larutan..
6. Kaca Arloji
Sebagai wadah untuk menimbang bahan-bahan
kimia yang berupa padat,serbuk serta kristal
7. Tabung
Reaksi
Sebagai wadah satu atau dua jenis zat
8. Cawan
Penguap
Digunakan sebagai wadah untuk mengeringkan
suatu zat
9. Mortal
Menghaluskan zat yang masing bersifat
padat/kristal.
10. Krush
Sebagai wadah untuk menentukan kadar abu.
11. Pipet Tetes
Untuk meneteskan atau mengambil larutan
dengan jumlah kecil dari suatu tempat ke tempat
lain.
12. Pipet Ukur
Untuk menentukan volume larutan
13. Pipet Volum
Untuk mengukur volume larutan
14. Batang
Pengaduk
Untuk mengocok atau mengaduk suatu larutan.
15. Sudip
Untuk mengambil bahan-bahan kimia dalam
berupa padat atau bubuk.
16. Corong
Pisah
Untuk memisahkan larutan yang disebabakan
ooleh massa jenisnya yang berbeda
17. Desikator
Untuk menyimpan bahan-bahan yang harus bebas
air dan mengeringkan zat-zat dalam
laboratorium.
18. Buret
Digunakan untuk titrasi, tapi pada keadaan
tertentu dapat pula digunakan untuk mengukur
volume suatu larutan.
19. Corong
Corong digunakan untuk memasukan atau
memindah larutan dari satu tempat ke tempat lain
20. Rak Tabung
Reaksi
Sebagai tempat tabung reaksi.
21.
Penjepit
Tabung
Reaksi
Untuk menjepit tabung reaksi.
22. Statif dan
Klem
Sebagai penjepit soklet pada proses ekstraksi dan
sebagai penjepit buret dalam proses titrasi
sekaligus untuk menjepit kondensor pada proses
destilasi
23.
Sikat
Tabung
Reaksi
Untuk menyikat tabung reaksi
24. Segitiga
Untuk menahan wadah, misalnya krush pada saat
pemanasan ataau corong pada waktu
penyaringan.
25. Bola Hisap
Untuk menghisap larutan yang akan dari botol
larutan.
26. Lampu
Spritus
Untuk membakar zat atau memanaskan larutan.
27. Bunsen
Untuk memanaskan larutan dan dapat pula
digunakan untuk sterilisasi dalam proses suatu
proses.
28. Kaki Tiga
Kaki tiga sebagai penyangga pembakar spirtus.
29. Botol
Semprot
digunakan untuk menyimpan aquades dan
digunakan untuk mencuci ataupun membilas
bahan-bahan yang tidak larut dalam air.
30. Kawat Kasa
Sebagai alas atau untuk menahan labu atau
beaker pada waktu pemanasan menggunakan
pemanas spiritus atau pemanas bunsen
31. Klem
Utilitas
Alat untuk Penjepit dan penyangga tabung
erlemeyer saat dipanaskan
32. Oven
Untuk mengeringkan alat-alat sebelum digunakan
dan digunakan untuk mengeringkan bahan yang
dalam keadaan basah.
33. Tanur
Digunakan sebagai pemanas pada suhu tinggi,
sekitar 1000 °C.dan untuk menentukan kadar abu
34. Hot Plate
Untuk memanaskan larutan. Biasanya untuk
larutan yang mudah terbakar.
35 Timbangan
Analitis
Tempat untuk menimbang zat-zat yang akan
ditimbang dengan skala yang kecil.
36 Ose Jarum
Untuk memindahkan dan mengambil
mikroorganisme pada proses inokulasi metode
gores dan isolasi metode tusuk pada agar tegak
37 Ose bulat
Untuk memindahkan dan mengambi
mikroorganisme pada proses inokulasi metode
gores dan isolasi pada media agar miring
C. Alat:
Alat-alat yang terdapat di laboratorium farmasi
D. Cara kerja :
1. Laboran/ dosen menunjukkan alat-alat laboratorium yang hendak dipelajari serta
menjelaskan fungsi alat-alat tersebut kepada praktikan.
2. Mendengar serta memerhatikan laboran yang sedang mengenalkan alat-alat
laboratorium.
3. Menuliskan fungsi dari alat-alat laboratorium tersebut di buku hasil praktikum farmasi
sesuai yang dijelaskan oleh laboran/ dosen.
4. Mengumpulkan buku buku hasil praktikum farmasi untuk ditandatangani oleh
laboran.
PRATIKUM II
STERILISASI
A. TUJUAN
1. Mengetahui metode sterilisasi
2. Membebaskan alat maupun media dari jasad renik
B. DASAR TEORI
Bahan atau peralatan yang dipergunakan dalam bidang mikrobiologi harus dalam
keadaan steril. Steril artinya tidak didapatkan mikroba yang tidak diharapkan kehadirannya,
baik yang mengganggu atau merusak media atau mengganggu kehidupan dan proses yang
sedang dikerjakan. Setiap proses baik fisika, kimia dan mekanik yang membunuh semua
bentuk hidup terutama mikroorganisme disebut dengan sterilisasi.
Persyaratan penting pada percobaan mikrobiologi adalah proses sterilisasi, semua
perlengkapan untuk pembuatan, distribusi, dan penyimpanan media harus disterilkan terlebih
dahulu untuk mencegah kontaminasi. Praktik sterilisasi alat alat dapat dilakukan secara fisik
(misalnya pemanasan, pembekuan, pengeringan, radiasi), secara kimiawi (misalnya
antiseptic, disenfektan), secara biologis (dengan antibiotik). Sterilisasi dengan antibiotika
tidak umum digunakan. Pemilihan cara sterilisasi yang akan dipakai tergantung dari beberapa
hal : misalnya jenis bahan dan alat yang akan disterilkan, ketahanan terhadap panas, dan
bentuk bahan yang akan disterilkan ( padat, cair, atau berbentuk gas).
Cara-cara sterilisasi
1. Panas kering
Prinsip kerja sterilisasi panas kering adalah menyebabkan denaturasi protein terutama
enzim - enzim dan membrane sel.
a. Pembakaran langsung ( Incenerasi )
Kelemahan teknik ini terbatas penggunaanya, proses ini di laboratorium untuk
sterilisasi ose, sterilisasi mulut tabung percobaan dan wadah lainnya pada waktu
inokulasi media.
Pada waktu memanaskan ose, mulailah dari pangkal kawat dan setelah terlihat merah
berpijar, secara pelan-pelan pemanasan dilanjutkan ke ujung ose. Hal ini untuk
mencegah terloncatnya sisa kuman akibat pemanasan langsung dan terlalu cepat pada
mata ose.
b. Oven udara panas (hot air oven)
Digunakan untuk sterilisasi alat-alat laboratorium dari gelas seperti cawan petri,
tabung, pipet. Biasanya sterilisasi dikerjakan pada suhu 175°C selama 1,5 – 2 jam.
Sebelum disterilkan, labu dan tabung percobaan harus kering, ditutup dengan kapas,
pipet dibungkus dengan kertas atau ditaruh dalam kaleng pipet.
2. Panas Basah
a. Uap air bertekanan (autoklaf)
Prinsip kerja autoklaf adalah sama dengan “pressure cooker”, ketika molekul air
menjadi panas, maka daya penetrasinya menjadi bertambah. Autoklaf digunakan
terutama untuk sterilisasi media yang tahan terhadap panas tinggi. sterilisasi dikerjakan
pada suhu 121°C selama 15 – 20 menit.
b. Dengan merebus
Digunakan untuk mensterilkan alat-alat yang berupa gunting, pinset, skapel, jarum,
spuit injeksi, dan lain-lain dengan cara direbus dalam keadaan mendidih selama 30 –
50 menit.
c. Pasteurisasi
Digunakan untuk sterilisasi suhu dan minuman beralkohol. Panas yang digunakan
61,70°C selama 30 menit.
3. Filtrasi
Sterilisasi dengan penyaringan dilakukan untuk mensterilisasi cairan yang mudah rusak
jika terkena panas atau mudah menguap (volatile). Cairan yang disterilisasi dilewatkan ke
suatu saringan (ditekan dengan gaya sentrifugasi atau pompa vakum) yang berpori dengan
diameter cukup kecil untuk menyaring bakteri. Virus tidak akan tersaring dengan metode ini.
Sterilisasi dengan penyaringan dapat dilakukan dengan berbagai cara :
- Non-disposible filtration apparatus
disedot dengan pompa vakum
volume 20-1000mL
- disposable filter cup unit
disedot dengan pompa vakum
volume 15-1000mL
- disposable filtration unit dengan botol penyimpanan
disedot dengan pompa vakum
volume 15 -1000mL
- syringe filters
ditekan seperti jarum suntik
volume 1-20mL
- spin filter
ditekan dengan gaya sentrifugasi
volume kurang dari 1mL
Cara kerja non-disposible filtration apparatus
Sterilkan saringan (dapat menggunakan saringan Bekerfeld, Chamberland Zeitz),
membrane penyaring (kertas saring) dan Erlenmeyer penampung.
Pasang atau rakit alat-alat tersebut secara aseptis (sesuai gambar), lalu isi corong
dengan larutan yang akan disterilkan.
Hubungkan katup Erlenmeyer dengan pompa vakum kemudian hidupkan pompa.
Setelah semua larutan melewati membrane filter dan tertampung dierlenmeyer, maka
larutan dapat dipindahkan ke dalam gelas penampung lain yang sudah steril dan tutup
dengan kapas atau aluminium foil yang steril.
4. Sterilisasi dengan penyinaran
Digunakan untuk sterilisasi ruang tertentu, misalnya kamar atau ruang inokulasi.
Penyinaran selama beberapa jam sebelum digunakan dan lampu dimatikan bila ruang
tersebut akan digunakan, misalnya untuk menyiapkan media, inokulasi bakteri, dan
sebagainya.
Jenis radiasi :
- Sinar ultra violet
- SInar X
- Sinar Gamma : untuk material yang tebal
- Sinar Katoda : digunakan setelah pengepakan
5. Desinfeksi dan Antiseptik (Cara Khemis)
Bahan yang sering digunakan :
- Fenol
- alkohol 50 - 70%
- Formaldehid (formalin)
- Detergen
- Halogen
- Logam berat (merkutokrom)
- Etilen oksid (gas sterilisator) mudah meledak dan toksik
C. Alat dan Bahan
Alat :
1. Ose bulat dan panjang
2. Cawan petri
3. Tabung reaksi
4. Lampu spiritus
5. Erlenmeyer
6. Gelas beker
7. Rak Tabung Reaksi
8. Botol Semprot
9. Autoklaf
10. Oven
Bahan :
1. Kertas sampul
2. Alumunium foil
3. Kapas
4. Aquades
5. Alcohol 70 %
D. Cara Kerja
1. Mensterilkan meja kerja
a. Seprot sekitar meja kerja dengan alkohol 70 % beberapa kali sampai merata
b. Tangan diseprotkan dengan alkohol 70 %
c. Letakkan alat dan bahan yang diperlukan
d. Semprot ladi dengan alkohol semua permukaan alat
e. Tangan disemprot lagi dengan alkohol dan usap keseluruh permukaan tangan
ketika akan mulai bekerja
2. Mensterilkan Alat dengan Metode Panas Kering
a. Siapkan lampu spiritus
b. Siapkan alat yang akan disterilisasi seperti ose, tabung reaksi, cawan petri,
erlenmeyer dan alat lainnya.
c. Sterilisasi alat dengan cara membakar permukaan alat gelas diatas nyala api
bunsen.
d. Untuk sterilisasi ose dilakukan dengan cara memanaskan ose pada lampu piritus
atau nyala api bunsen, mulailah dari pangkal kawat dan setelah terlihat merah
berpijar, secara pelan-pelan pemanasan dilanjutkan ke ujung ose
3. Mensterilkan Alat dengan Oven Udara Panas
a. Siapkan alat-alat laboratorium dari gelas seperti cawan petri, tabung, pipet.
b. Alat percobaan kering dan ditutup dengan kapas, pipet dibungkus dengan
alumunium oil
c. Sterilisasi pada suhu 175°C selama 1,5 – 2 jam.
4. Mensterilkan Alat dengan uap air bertekanan (autoklaf)
a. Siapkan alat-alat yang akan disterilisasi
b. Bungkus alat-alat yang akan disterilkan dengan plastic/kertas sampul
c. Masukkan alat yang akan disterilisasi kedalam autoklaf
d. Sterilisasi pada suhu 121°C selama 15 – 20 menit.
PRATIKUM III
PEMBUATAN MEDIA
A. Tujuan
Setelah mengikuti praktikum ini, mahasiswa diharapkan dapat melakukan pembuatan
media dan mempersiapkan peralatan untuk kerja mikrobiologi.
B. Dasar Teori
Dalam pemeriksaan laboratorium mikrobiologi, penggunaan media sangat penting
untuk isolasi, identifikasi, maupun diferensiasi. Media dapat dianggap sebagai kumpulan zat-
zat organik maupun anorganik yang digunakan untuk menumbuhkan bakteri dengan syarat-
syarat tertentu. Untuk memberikan kondisi hidup yang cocok bagi pertumbuhan bakteri,
maka media harus memenuhi dalam:
1. Kandungan nutrient
2. Tekanan osmosis
3. Derajat keasaman (pH)
4. Temperatur
5. Sterilisasi.
Kandungan nutrient suatu media yang digunakan untuk pertumbuhan harus
mengandung: air, sumber karbon, sumber nitrogen, mineral, vitamin, gas
C. Alat & Bahan
Alat
1. Tabung reaksi
2. Labu Erlenmeyer
3. Beker glass
4. Pipet
5. Gelas ukur
6. ph meter
7. Autoklaf
8. Cawan petri
9. Pipet volum
10. Mikro pipet
11. Batang pengaduk
12. Pemanas
Bahan
1. MHA
2. Aquades
D. Cara Kerja
1. Timbang media MHA sesuai prosedur di kemasan. Penimbangan media dilakukan
secara teliti dan cepat, kemudian serbuk media dimasukkan secara hati-hati ke
dalam erlenmeyer.
2. Tambahkan aquades dan aduk sampai merata dengan batang pengaduk
3. Panaskan dengan hati-hati menggunakan penangas/elemen pemanas sampai media
tercampur homogen
4. Sebelum diautoklaf, tuangkan media NA dengan volume tertentu menggunakan
pipet volume : 8 ml ke dalam tabung reaksi untuk MHA miring, 10 ml ke dalam
tabung reaksi untuk MHA tegak, 15 ml untuk MHA dalam cawan petri. Tutup
tabung reaksi dengan penutup tabung.
5. Sterilkan seluruh media dalam tabung reaksi tersebut dengan menggunakan autoklaf
selama 15 menit, tekanan 1 atm 121OC.
6. Setelah diotoklaf : media MHA 10 ml dalam tabung reaksi diletakkan tegak pada
rak tabung dan biarkan memadat.
PRAKTIKUM IV
ISOLASI MIKROORGANISME
A. Tujuan
Setelah mengikuti praktikum ini, mahasiswa diharapkan dapat:
1. Mengisolasi mikroorganisme terutama bakteri dan fungi dari beberapa sumber isolasi.
2. Mengetahui mikroorganisme yang terdapat dalam sumber isolasi.
B. Dasar Teori
Isolasi merupakan proses pemisahan satu jenis mikroba dari campurannya sehingga
diperoleh kultur murni. Isolasi mikroba dapat diperoleh dari beragam materi seperti tanah,
air, udara, dan makanan. Isolasi dapat dilakukan dengan cara preparasi suspensi dan inokulasi
langsung. Pada cara preparasi suspensi maka materi sumber mikroba disiapkan dalam bentuk
suspensi. Sedangkan inokulasi langsung dilakukan menggunakan bantuan jarum ose.
Teknik pengambilan sampel
a. Sampel tanah
Jika mikroorganisme yang diinginkan kemungkinan berada didalam tanah, maka cara
pengambilannya disesuaikan dengan tujuan dan kebutuhan. Missal jika yang diinginkan
moikroorganisme rhizosfer maka sampel diambil dari sekitar perakaran dekat permukaan
hingga ujung perakaran.
b. Sampel air
Pengambilan sampel bergantung kepada keadaan air itu sendiri. Jika berasal dari air
sungai yang mengalir maka botol dicelupkan miring dengan bibir botol melawan arus air.
Bila pengambilan sampel dilakukan pada air yang tenang, botol dapat dicelupkan dengan tali,
jika ingin mengambil sampel dari air keran maka sebelumnya keran dialirkan dulu beberapa
saat dan mulut keran dibakar.
Teknik pengenceran bertingkat
Tujuan dari pengecaran bertingkat yaitu memperkecil atau mengurangi jumlah mikroba yang
tersuspensi dalam cairan.
Tekhnik penanaman
a. Spread plate (Cara Tebar/Sebar)
Teknik spread plate merupakan teknik isolasi mikroba dengan cara menginokulasi
kultur mikroba secara pulasan/sebaran di permukaan media agar yang telah memadat
Alat dan bahan:
1. Spreader/batang bengkok
2. Pipet volume, lampu bunsen
3. Media NA dalam cawan petri
4. Kultur murni bakteri
5. Larutan pengencer (NaCl fisiologis 0,9%)
Cara kerja:
1. Buatlah pengenceran 10-1
– 10-9
dari kultur murni bakteri dengan larutan
pengencer.
2. Ambil tabung reaksi yang mengandung kultur murni bakteri, buka dan bakar leher
tabung.
3. Pindahkan 0,1 ml kultur bakteri secara aseptis ke permukaan media MHA dalam
cawan petri.
4. Bakar spreader yang sebelumnya telah dicelupkan dalam alkohol, biarkan dingin.
5. Tebarkan/sebarkan kultur bakteri dengan spreader secara merata dan biarkan
sampai permukaan agar mengering (lihat Gambar )
6. Setelah permukaan agar mengering, selanjutnya inkubasikan secara terbalik
selama 24 jam pada suhu kamar dan amati pertumbuhannya.
b. Pour plat (Cara Tuang)
Cara ini dasarnya ialah menginokulasi medium agar yang sedang mencair pada
temperatur 45-50oC dengan suspensi bahan yang mengandung mikroba, dan menuangkannya
ke dalam cawan petri steril. Setelah inkubasi akan terlihat koloni-koloni yang tersebar di
permukaan agar yang mungkin berasal dari 1 sel bakteri, sehingga dapat diisolasi lebih lanjut
(Jutono dkk, 1980)
Alat dan bahan:
1. Media NA dalam tabung reaksi
2. Cawan petri steril
3. Kultur murni bakteri
4. Pipet volume, lampu bunsen
Cara kerja:
1. Panaskan media NA dalam tabung reaksi sampai suhu ± 45 – 50OC (cirinya : terasa
hangat di kulit).
2. Buka tutup tabung yang mengandung kultur murni bakteri, dan bakar leher botol.
3. Pindahkan 1 ml kultur murni bakteri ke dalam tabung reaksi yang mengandung
MHA secara aseptis.
4. Bakar leher tabung di atas bunsen, dan tuangkan media MHA yang telah
mengandung kultur murni bakteri ke dalam cawan petri.
5. Goyangkan cawan petri perlahan-lahan untuk mencampur kultur bakteri dengan
MHA sampai homogen.
6. Setelah agar memadat diinkubasi terbalik pada suhu kamar selama 24 jam.
Inkubasi terbalik dilakukan setelah agar memadat. Amati pertumbuhannya.
c. Streak Plate (Cara Gores)
Cara gores umumnya digunakan untuk mengisolasi koloni mikroba pada cawan agar
sehingga didapatkan koloni terpisah dan merupakan biakan murni. Cara ini dasarnya ialah
menggoreskan suspensi bahan yang mengandung mikroba pada permukaan medium agar
yang sesuai pada cawan petri. Setelah inkubasi maka pada bekas goresan akan tumbuh
koloni-koloni terpisah yang mungkin berasal dari 1 sel mikroba, sehingga dapat diisolasi
lebih lanjut (Jutono dkk, 1980).
Alat dan bahan:
1. Media NA dalam cawan petri
2. Kultur murni bakteri
3. Jarum ose
4. Lampu bunsen
Cara kerja
1. Panaskan jarum ose hingga memijar di atas bunsen, kemudian dinginkan. Gunakan
ose yang telah dingin untuk menggores pada permukaan media agar dalam cawan
petri.
2. Ambil 1 ose kultur murni bakteri dan goreskan pada permukaan media agar
dimulai pada satu ujung. Perhatikan teknik penggoresan! (lihat Gambar). Ose
disentuhkan pada permukaan media agar dalam cawan petri, sewaktu menggores
ose dibiarkan meluncur di atas permukaan agar.
3. Setiap kali menggoreskan ose untuk kuadran berikutnya, pijarkan ose terlebih
dahulu dan biarkan dingin.
4. Inkubasikan secara terbalik pada suhu kamar selama 24 jam dan amati
pertumbuhannya
PRAKTIKUM V
PERHITUNGAN MIKROBA
I. Tujuan
Setelah mengikuti praktikum ini, mahasiswa diharapkan dapat:
1. Mengenal cara perhitungan mikroba pada berbagai bahan
2. Mengetahui jumlah mikroba pada suatu bahan
II. Dasar Teori
Jumlah mikroba pada suatu bahan dapat ditentukan dengan berbagai macam cara
tergantung dari bahan dan jenis mikroba yang ditentukan. Jenis populasi mikroba pada tanah,
air, bahan makanan, minuman air susu dan lain sebagainya tergantung pada susunan bahan
tersebut. Pada umumnya ada 3 cara perhitungan jumlah mikroba, yakni perhitungan jumlah
sel, perhitungan masa sel secara langsung, dan perhitungan massa sel secara tidak langsung.
Metode hitungan cawan termasuk kedalam perhitungan jumlah sel, metode ini
didasarkan pada anggapan bahwa setiap sel yang dapat hidup akan berkembang menjadi
suatu koloni. Jumlah yang muncul pada cawan merupakan suatu indeks jumlah mikroba yang
hidup terkandung dalam sampel. Setelah inkubasi, jumlah koloni masing – masing cawan
diamati. Untuk memenuhi persyaratan statistik, cawan yang dipilih untuk dihitung
mengandung 30 - 300 koloni. Untuk memnuhi persyaratan tersebut harus melakukan sederet
pengenceran. Jumlah mikroba dalam sampel ditentukan dengan mengalikan jumlah mikroba
dalam sampel ditntukan dengan mengalikan jumlah koloni denga nfaktir pengenceran pada
cawan yang bersangkutan.
Prinsip dari metode ini adalah bila sel mikroba yang masih hidup ditumbuhkan pada
medium, maka mikroba tersebut akan berkembang biak dan membentuk koloni yang dapat
dilihat langsung, dan kemudian dihitung tanpa menggunakan mikroskop.
Metode ini merupakan cara yang paling sensitif untuk menentukan jumlah jasad renik,
dengan alasan :
- Hanya sel mikroba yang hidup yang dapat dihitung
- Beberapa jasad renik dapat dihitung sekaligus
- Dapat digunakan untuk isolasi dan identifikasi mikroba
Selain keuntungan diatas metode ini mempunyak kelemahan sebagai berikut :
- Hasil perhitungan tidak menunjukkan jumlah sel sebenarnya karena beberapa sel yang
berdekatan mungkin berbentuk koloni.
- Mediun dan kondisi inkubasi yang berbeda mungkin menghasilkan jumlah yang berbeda
- Mikroba yang ditumbuhkan harus dapat tumbuh pada mediun padat dan membentuk
koloni yang kompak, jelas, tidak menyebar
- Memerlukan persiapan dan waktu inkubasi relatif lama sehingga pertumbuhan koloni
dapat dihitung.
Dalam metode ini , bahan yang diperkirakan mengandung lebih dari 300 mikroba per
ml atau per gram. Memerlukan pengenceran sebelum ditumbuhkan pada medium di dalam
cawan petri. Setelah inkubasi, akan terbentuk koloni pada cawan tersebut yang dapat dihitung
, di mana jumlah yang terbaik adalah diantara 30 sampai 300 koloni.
Setelah diinkubasi maka media yang telah ditanami sampel urine siap
dihitung jumlah koloninya Pada praktikum kali ini, cara penghitungan kuman
yang dipakai adalah cara penghitungan tidak langsung karena sampel urine harus
mendapat perlakukan terlebih dahulu. Alat yang dipakai untuk melakukan
perhitungan adalah Colony Counter. Adapun syarat penghitungan koloni tersebut
antara lain:
a. Satu koloni dihitung 1 koloni
b. Dua koloni yang bertumpuk dihitung 1 koloni
c. Beberapa koloni yang berhubungan dihitung 1 koloni
d. Dua koloni yang berhimpitan dan masih dapat dibedakan dihitung 2 koloni
e. Koloni yang terlalu besar (lebih besar dari setengah luas cawan) tidak dihitung
f. Koloni yang besarnya kurang dari setengah luas cawan dihitung 1 koloni.
III. Bahan dan alat
1. Sampel
2. Colony counter
3. Spidol
4. Buku
IV. Cara Kerja
1. Letakkan isolat bakteri dalam cawan di atas Colony counter
2. Hitung jumlah koloni yang terdapat dalam satu cawan
3. Tandai koloni yang sudah dihitung supaya tidak terhitung ulang.
PRAKTIKUM VI
SENSITIVITAS ANTI MIKROBA
A. TUJUAN
Mengetahui ada tidaknya potensi antimikroba dari senyawa antimikroba secara
sumuran
B. DASAR TEORI
Uji potensi antimikroba dapat dilakukan dengan 2 macam metode, yaitu metode difusi
dan metode dilusi. Cara pengujian potensi (daya atau kekuatan) senyawa antimikroba ada
bermacammacam, tergantung pada sifat dan bentuk sediaan senyawa antimikroba. Pada
umumnya digunakan cara pengenceran, cylinder diffusion plate method, paper disk diffusion
method dan agar dillution plate method.
Prinsip kerja metode difusi adalah terdifusinya senyawa antimikroba (misalnya antibiotik) ke
dalam media padat di mana mikroba uji (misalnya bakteri patogen) telah diinokulasikan.
Metode difusi dapat dilakukan secara paper disk dan secara sumuran. Pada metode difusi
secara paper disk, kertas disk yang mengandung antibiotik diletakkan di atas permukaan
media agar yang telah ditanam mikroba uji, setelah itu hasilnya dibaca.
Penghambatan pertumbuhan mikroba oleh antibiotik terlihat sebagai zona jernih di sekitar
pertumbuhan mikroba. Metode difusi secara sumuran dilakukan dengan membuat sumuran
dengan diameter tertentu pada media agar yang telah ditanami mikroba uji. Sumuran dibuat
tegak lurus terhadap permukaan media. Antibiotik diinokulasikan ke dalam sumuran ini dan
diinkubasikan, setelah itu hasilnya dibaca seperti pada difusi secara paper disk. Luasnya zona
jernih merupakan petunjuk kepekaan mikroba terhadap antibiotik.
C. Alat
1. Cawan petri
2. Mikropipet
3. Yellow tip
4. Kultur murni bakteri uji
5. MHA
6. Aquadest steril
7. Alkohol 70 %
D. Bahan
1. Ampicilin
E. Cara kerja
1. Preparasi Sampel
Preparasi senyawa uji dilakukan sesuai petunjuk dalam kemasan, kemudian buatlah
berbagai variasi konsentrasi
2. Pembuatan kontrol pertumbuhan bakteri uji
a. Ambil 1 ml suspensi bakteri uji, masukkan ke dalam 20 ml media MHA, secara
pour plate, kemudian tuangkan secara merata biarkan memadat.
b. Buat 4 sumuran pada media menggunakan yellow tip
c. Dengan menggunakan mikropipet, pada masing masing sumuran tersebut
diinokulasikan 50 µl senyawa uji dengan kontrol negatif/pelarut dan 4 variasi
konsentrasi senyawa uji. ( beri tanda )
d. Inkubasikan selama 24 jam. amati zona keruh dan jernih di setiap petri.
e. Amati, gambar pertumbuhannya. Ukur diameter zona jernih di sekitar sumuran
dengan jangka sorong/penggaris. Hitung diameter zona hambat yang terbentuk
Ketrangan
K = Kontrol
K1 = Konsentrasi 1
K2 = Konsentrasi 2
K3 = Konsentrasi 3
K4 = Konsentrasi 4
K 1
K 2
K 3
K 4 K
Diamater Zona Jernih Pelabelan
DAFTAR PUSTAKA
Anonim. 2010. Petunjuk Praktikum Mikrobiologi . Fakultas Farmasi Universitas Ahmad
Dahlan: Yogyakarta
Waluyo L. 2010. Teknik Metode Dasar Dalam Mikrobiologi. UMM Press : Malang
FORMAT LAPORAN
SEMENTARA DAN RESMI
A. Tujuan
B. Dasar teori
C. Alat dan bahan
D. Hasil
E. Pembahasan
F. Kesimpulan
G. Daftar pustaka
Ketentuan
1. A, B,C dan G ( Laporan Sementara )
2. A-G (Laporan Resmi )
3. Laporan sementara dan resmi di tulis tangan
4. Kertas A4, garis tepi kiri 2,5 cm, atas 2,5, kanan 2 cm dan bawah 2 cm
5. Di jilid kertas hvs warna orange
6. Daftar pustaka minimal 3
CONTOH COVER LAPORAN RESMI
LAPORAN
PRATIKUM MIKROBIOLOGI
PERCOBAAN : PENGENALAN ALAT
NAMA : Hariadi
NPM : 123456
DOSEN PENGAMPU : Puspawan, M.Farm., Apt
PROGRAM STUDI FARMASI
FAKULTAS KESEHATAN
UNIVERSITAS HAMZANWADI
2018
Top Related