Teknologi Rhizobium pada Tanaman...

345Soedarjo: Rhizobium pada Tanaman Kedelai

Teknologi Rhizobium pada Tanaman Kedelai

Muchdar SoedarjoBalai Penelitian Tanaman Kacang-kacangan dan Umbi-umbian, Malang

PENDAHULUAN

Rhizobium, Bradyrhizobium, dan Azorhizobium yang lazim dikenal denganistilah rhizobia dapat bersimbiosis dengan tanaman kacang-kacangan (Long1996). Simbiosis diawali dengan pembentukan bintil akar dan rhizobia dalambintil akar atau batang (bakteroid) menambat nitrogen dari atmosfer.Nitrogen dalam bentuk gas kemudian direduksi menjadi N tersedia untuktanaman inang, sedangkan tanaman inang memasok fotosintat padarhizobia sebagai sumber energi.

Beberapa proses penting dalam pembentukan bintil akar adalahperkembangan rhizobia di sekitar perakaran, melekatnya rhizobia pada buluakar, perubahan bentuk bulu akar (root hair deformation, Had), pem-bengkokan ujung bulu akar (root hair curling, Hac), pembentukan calon(primordium) bintil akar, pembentukan benang infeksi, infeksi oleh rhizobiamelalui benang infeksi, perkembangan rhizobia dalam bintil akar yangakhirnya berdiferensiasi menjadi bentuk bakteroid (Fisher and Long 1992,Denarie and Cullimore 1993, Vijn et al. 1993, Fellay et al. 1994, Relic et al.1994, Long 1996).

Bintil akar efektif akan terbentuk bila terdapat kesesuaian (compatibility)antara tanaman inang dengan (Brady)Rhizobium (Lerouge et al. 1990,Schultz et al. 1992, Sanjuan et al. 1992). Bintil akar efektif adalah bintil akaryang dapat menambat N dari udara, dan bila dibelah bintil akar efektifberwarna merah karena adanya leghaemoglobin. Faktor abiotik dan biotikseperti kemasaman tanah (Muns and Keyser 1981, Soedarjo et al. 2003b,Soedarjo dan Sucahyono 2005), kelembaban tanah (Osa-Afiana danAlexander 1979), Suhu tanah, senyawa organik dan anorganik sebagaisumber nutrisi (Dazzo et al. 1984, Tepfer et al. 1988, Murphy et al. 1995,Savka dan Farrand 1997, Soedarjo 1997), densitas sel rhizobium tanah(Brockwell et al. 1988, Singleton dan Tavares 1986) mempengaruhi prosespembentukan bintil akar.

Fiksasi N2 merupakan proses enzimatis oleh enzim nitrogenase danmemerlukan banyak energi. Oleh karena itu, sintesis dan fungsi enzimnitrogenase akan dikontrol melalui protein pengatur ‘regulatory proteins’dan protein-protein lain yang diekspresi dari gen-gen nif dan fix (Fischer1994). Gen nifD, nifK, dan nifH merupakan gen struktural yang masing-masing

346 Kedelai: Teknik Produksi dan Pengembangan

mengode protein α FeMo protein, β FeMo protein dan Fe protein. Protein αFeMo, β FeMo merupakan bagian dari protein α β FeMo yang dalam bentukaktif berupa homodimer α2β2 FeMo.

Inokulasi rhizobium di lapang bertujuan untuk meningkatkan nodulasidan fiksasi N2 dari atmosfer. Akan tetapi, inokulasi tidak selalu meningkatkannodulasi dan fiksasi N2. Faktor-faktor yang menghambat pertumbuhantanaman kedelai pada umumnya dapat menurunkan nodulasi dan fiksasiN2 karena rhizobium membutuhkan fotosintat dari tanaman inang sebagaisumber energi. Faktor lingkungan seperti kemasaman, suhu, kelembabantanah berpengaruh terhadap nodulasi dan fiksasi N2. Selain itu, kesesuaianrhizobium dengan tanaman inang, densitas sel rhizobium juga berpengaruhterhadap noduladi dan fiksasi N2.

KISARAN INANG BEBERAPA SPESIES RHIZOBIUM

Istilah kisaran inang (host range) digunakan untuk menggambarkankemampuan suatu spesies rhizobium membentuk bintil akar efektif padabeberapa jenis tanaman kacang-kacangan (Higashi 1993). Rhizobia yangmampu membentuk bintil akar efektif pada satu atau dua tanaman danbeberapa jenis tanaman masing-masing dikenal memiliki kisaran inangsempit (narrow-host range) dan kisaran inang luas (broad-host range)(Tabel 1).

Tabel 1. Spesies Rhizobium dan kisaran tanaman inang.

Rhizobia Tanaman Inang Pustaka

Rhizobium meliloti Medicago, Melilotus, Trigonella Lerouge et al. 1992Rhizobium etli Kacang (Phaseolus vulgaris) Cardenas et al. 1995R. leguminasarum bv. trifolii Clover (Trifolium) Bloemberg et al. 1995Rhizobium tropici kisaran inang luas: kacang, Poupot et al. 1993

lamtoro, alfalfaRhizobium NGR234 kisaran inang luas: 18 genera Price et al. 1992

tanaman kacang-kacanganRhizobium loti Lotus (Lotus spp) Lopez-Lara et al. 1995Rhizoblum fredii Kedelai (Glycine max) Bec-Ferte et al. 1994B. japonicum Kedelai (Glycine max) Sanjuan et al. 1992Azorrhizobium caulinodans Sesbania rostrata Margaert et al. 1993


PROSES INFEKSI

Proses infeksi dimulai dari perkembang-biakan rhizobia dalam rhizosfersampai dengan terlepasnya rhizobia ke dalam calon bintil akar. Tanamankacang-kacangan mengeksudasi asam amino dan senyawa organik lainnyayang berfungsi sebagai kemoatraktan (tertariknya rhizobia ke sumbersenyawa kimia) dan sebagai sumber energi untuk perkembangbiakanrhizobia di rhizosfer (Tepfer et al. 1988, Murphy, et al. 1995, Savka dan Farrand1997, Soedarjo 1997). Kepadatan populasi rhizobia merupakan salah satufaktor penentu terjadinya nodulasi (Brockwell et al. 1988). Nutrisi sekitarperakaran tanaman juga mempengaruhi pola lekat rhizobia pada ujungakar (Dazzo et al. 1984). Pada kondisi kahat Ca2+, daya lekat rhizobia padaakar menurun (Smith et al. 1987).

Rhizobia yang melekat pada ujung akar menyebabkan ujung akarmembengkok (Hac+, root hair curling) dan terperangkap dalam lengkunganakar tersebut (Higashi dan Abe 1980). Rhizobia yang terperangkap mungkinmendegradasi dinding sel yang menyebabkan ujung akar membengkok(Mateos et al. 1992). Degradasi dinding sel ini memungkinkan rhizobia masukke dalam sel korteks akar melalui benang infeksi (infection threads).

Proses infeksi oleh Bradyrhizobium pada akar tanaman kedelai dijelaskansecara rinci oleh Rolfe dan Gressholf (1988). Tahap awal dari proses iniadalah tanggapan akar tanaman terhadap sinyal, berupa senyawa kimia,yang dikeluarkan oleh Bradyrhizobium. Reaksi terhadap sinyal dari bakteriini berupa terbentuknya calon bintil akar (primary nodule). Pada saatBradyrhizobium melekat pada akar dan masuk ke dalam sel bulu akar, calonbintil akar kedua (secondary nodule) terbentuk di bawah calon bintil akarpertama. Benang infeksi terbentuk pada saat calon bintil akar keduaterbentuk.

Perubahan bentuk akar, pembengkokan ujung bintil akar, terbentuknyabenang infeksi, bintil akar primer dan sekunder, dan terlepasnya rhizobiake dalam sel kortek berlangsung karena tanaman inang mengeluarkansenyawa organik (flavonoid) yang dapat dikenali oleh rhizobium (Fisherdan Long 1992, Higashi 1993). Flavonoid dan protein NodD berfungsi untukmengaktifkan transkripsi dari gen-gen nodulasi (nod genes). Protein yangterekspresi dari gen-gen nodulasi ini mengatalisis reaksi pembentukansenyawa kimia, Nod faktor. Nod faktor inilah yang menyebabkan terjadinyaproses nodulasi (Relic et al. 1994). Dengan demikian, antara tanamankacang-kacangan dan rhizobium terjadi komunikasi dua arah, penulismelukiskan fenomena ini sebagai komunikasi intim.

Setiap jenis tanaman mengeksudasi senyawa flavonoid yang berbeda,sehingga hanya dikenali oleh protein NodD tertentu. Senyawa flavonoid


yang dapat menginduksi gen-gen nodulasi pada alfalfa, clover, vetch, dankedelai adalah 4,4' -dihydroxy-2'-methoxychalcone (A), 7,4'-dihydroxyflavone(B), 7,3'-dihydroxy-4'- methoxyflavone (C), dan daidzein (D) (Gambar 1).Protein NodD mengandung ujung karboksil (C terminal) yang beragam danberinteraksi dengan flavonoid, sedangkan ujung amina (N terminal) dariprotein NodD yang conserved (sikuense asam aminonya identik) berinteraksidengan sikuens DNA yang dikenal dengan ‘nod box’ (Spaink et al. 1987).Nod box terletak di depan (upstream) gen-gen nodulasi (Gambar 2).

REGULASI GEN-GEN NOD

Gen-gen yang berperan dalam nodulasi dikelompokkan dalam tiga kategori(Higashi 1993 dan Long 1996). Pertama adalah gen yang berperan mengaturtranskripsi dari gen-gen nodulasi, dan protein yang tersintesis (encoded)dari gen ini disebut sebagai protein pengatur (regulatory protein). Genkelompok kedua adalah gen-gen yang diperlukan untuk pembentukan Nodfaktor dan gen-gen tersebut terdapat pada semua spesies (Brady) Rhizobium,yaitu gen-gen nodABC(IJ). Dan kelompok yang ketiga adalah gen-gen yangdiperlukan untuk memodifikasi Nod faktor sehingga Nod faktor ini hanyadikenali oleh spesies tanaman tertentu, dengan demikian kelompok ketigaini sebagai determinan tanaman inang (host specificity determinant).Organisasi gen-gen nodulasi dari beberapa spesies Rhizobium ditunjukkandalam Gambar 2.

O O

O

O

O

O

OH

OH OH

OH

HO

HO OCH3

OCH3

HO

HO

(A) (B)

(C) (D)

Gambar. 1. Senyawa flavonoid Alfalfa (A = 4,4' -dihydroxy-2'-methoxychalcone), clover(B= 7,4'-dihydroxyflavone), vetch (C= 7,3'-dihydroxy-4'- methoxyflavone), kedelai(D= daidzein) yang dihasilkan oleh beberapa tanaman dan dapat menginduksigen-gen nodulasi (Kijne 1992).


Flavonoid (nod gene inducer, lihat Gambar 1) berinteraksi dengan proteinNodD untuk mengaktifkan transkripsi dari gen-gen nod. Untuk dapatmengaktifkan transkripsi suatu gen, flavonoid dan protein NodD melekatpada ‘nod box’ promoter (Gottfert 1993). Nod box terletak dalam promoterdari suatu gen atau operon, sikuens nukleotida dari ‘nod box’ ini ‘highlyconserved’ (Gambar 2). Rhizobium meliloti mengandung 3 NodD dan SyrM(Gambar 2). Dalam hal ini, NodDl dan flavonoid (luteolin), NodD2 berinteraksidengan methoxychalcone, berperan menginduksi transkripsi gen-gen nod.NodD3 juga dapat berinteraksi dengan flavonoid, akan tetapi dengan SyrMtidak diperlukan flavonoid untuk menginduksi transkripsi gen nodulasi.Protein NodD dikenal sebagai protein pengaktif karena fungsinya. Disampingprotein pengaktif, juga terdapat protein penekan (repressor), NolR, yangterdapat pada beberapa strain R. meliloti (Kondorosi et al. 1989). Tidakdijumpai NolR pada spesies lain Rhizobium. Mutasi pada gen no1Rmenyebabkan keterlambatan pembentukan bintil akar. Hal ini meng-indikasikan bahwa protein NolR tidak sepenuhnya sebagai protein penekanakan tetapi sebagai pengatur (fine-tuner).

Pada Bradyrhizobium japonicum, gen nodW diperlukan untuk nodulasipada beberapa tanaman inang dan mutasi pada gen ini menyebabkan gen-gen nodulasi lainnya tidak terekspresi secara sempurna (Stacey et al. 1994).Gen nodPQ dan nodH berfungsi sebagai ATP sulfurilase dan sulfotransferase

Gambar. 2. Organisasi gen-gen nodulasi pada beberapa spesies Rhizobium (Higashi 1993).Arah panah menunjukkan arah transkripsi. Lingkaran atau kotak hitam sebelumanak panah (gen) adalah nod box, pSym dan kromosom menunjukkan bahwagen-gen nodulasi terletak pada plasmid (symbiotic plasmid) dan kromosom.

TJCBA IX L R E F DN M

JIA B CDFELO T N M

F H syrM D3 LQ P G EC IJD1 A BH I NF GM

II I I nol D2 D1 Y A B C S U I J Z V W

Rhizobium leguminosarum bv. Trifolii ANU843 pSym

Rhizobium leguminosarum bv. viciae pSym

Rhizobium meliloti pSym

Bradyrhizobium japonicum Kromosom

TJCBA IX L R E F DN M TJCBA IX L R E F DN M

JIA B CDFELO T N M JIA B CDFELO T N M

F H syrM D3 LQ P G EC IJD1 A BH I NF GM F H syrM D3 LQ P G EC IJD1 A BH I NF GM F H syrM D3 LQ P G EC IJD1 A BH I NF GM

II I I nol D2 D1 Y A B C S U I J Z V WII I I nol D2 D1 Y A B C S U I J Z V WII I I nol D2 D1 Y A B C S U I J Z V W

Rhizobium leguminosarum bv. Trifolii ANU843 pSym

Rhizobium leguminosarum bv. viciae pSym

Rhizobium meliloti pSym

Bradyrhizobium japonicum Kromosom


pada R. meliloti (Hirsch 1992). Aktivitas kedua gen ini penting untuk mem-bentuk gugus sulfat pada ujung reduksi (reducing end, Gambar 3). Di sampingberdasarkan hasil percobaan in vitro, fungsi dari gen-gen nodulasi didasar-kan pada kesamaan fungsi dengan fungsi protein yang telah diketahui dariorganisme lain. Sebagai contoh, protein dari gen nodM mempunyaikesamaan fungsi dengan protein dari gen glms pada E. codi (Baev et al.1991). Gen g1mS pada E. coli membentuk enzim (protein) yang mensintesisD-glucosamine, merupakan bahan sintesis Nod faktor. Fungsi dari gen-gennodulasi telah diulas secara rinci oleh Higashi (1993), Hirsch (1992), danLong (1990). Tidak seperti pada Rhizobium spp, Bradyrhizobium japonicumtidak mempunyai plasmid, sehingga gen-gen nod terdapat kromosom(Gambar 3).

SINTESIS NOD FAKTOR (LCO)

Nod faktor adalah oligomer dari N-acetylglucosamine dengan beberapamodifikasi pada ujung reduksi (reducing end) maupun ujung nonreduksi(non-reducing end) (Long 1996). Nod faktor juga dikenal dengan ‘Lipo-Chito-Oligosaccharide’ (LCO). Istilah reduksi dan nonreduksi diperoleh secarakesepakatan, tidak berhubungan dengan reaksi oksidasi maupun reduksisenyawa kimia (Gambar 3).

CH2OH

HO HO

CH2OH

OH

NH

CO

CH3 CH

CH3

3 NH

CO

(CH2)7

CH

(CH2)7

NH

CO

CH3

HO HO

CH2

O OCH3

OH

OH CH3 O

(ujung non-reduksi, non-reducing end) (ujung reduksi, reducing end)

Gambar. 3. Struktur kimia Nod faktor yang umum pada kedelai (Carlson et al. 1993).


Sintesis Nod faktor dikatalisis oleh enzim-enzim yang terekspresi darigen-gen nodulasi (Higashi 1993; long 1996). Modifikasi Nod faktor terjadipada ujung reduksi atau non-reduksi (sebelah kiri dan kanan). Modifikasitersebut adalah hasil aktivitas dari enzim-enzim yang terekspresi dari genyang berperan sebagai determinan tanaman inang (host specificity genes).Nod faktor yang dihasilkan oleh R. meliloti, NodRM-IV (S), mengandunggugus sulfat pada carbon-6 di ujung reducing (Denarie et al. 1992). Nodfaktor tanaman kedelai terdiri dari 5 N-acetylglucosamine residu yangdihubungkan satu sama lainnya oleh b-1,4, pada non-reducing end diasilasi(N-acylation) oleh cis-asam vaksinik (vaccinic acid) dan pada ‘reducing end’mengalami O-methylfukosilasi (O-methylfucosylation) (Carlson et al. 1993).Modifikasi ini memungkinkan Nod faktor dikenal (recognized) oleh tanamaninang tertentu sehingga terbentuk bintil akar efektif. Dengan demikian terjadikomunikasi intim antara Rhizobium dengan tanaman inang, komunikasi iniberupa pertukaran dan pengenalan sinyal yaitu flavonoid (oleh tanamaninang) dan Nod faktor (oleh Rhizobium).

Hasil penelitian in vitro menunjukkan bahwa Nod faktor menginduksiterbentuknya bintil akar dan juga sebagai sinyal sehingga rhizobia dapatmasuk ke dalam akar melalui benang infeksi (Relic et al. 1994). Mereka jugamelaporkan bahwa pada konsentrasi 10-6 M, Nod faktor menghambatpertumbuhan tanaman. Gejala seperti pembengkokan ujung akar jugaterlihat pada akar tanaman yang diinokulasi dengan mutan Rhizobium (tidakmengandung nodABC) setelah ke dalam sistem perakaran tersebut di-tambahkan Nod faktor.

MODEL PERTUKARAN SINYAL ANTARA RHIZOBIADAN TANAMAN INANG

Setiap tanaman kacang-kacangan menghasilkan flavonoid tertentu yangdapat menginduksi gen-gen nod pada suatu spesies Rhizobium (Gambar 4,Long 1996). Flavonoid yang dihasilkan oleh lotus hanya dikenali oleh R. lotidan dapat menginduksi terbentuknya Nod faktor, sedangkan flavonoid dariPhaseolus hanya dikenali oleh R. etli dan menginduksi terbentuknya Nodfaktor. Selanjutnya, Nod faktor yang terbentuk oleh R. loti dan R. etlimenyebabkan terbentuknya bintil akar masing-masing pada tanaman lotusdan Phaseolus. Demikian juga pada simbiosis tanaman kedelai denganBradyrhizobium, flavonoid yang dieksudasi akar tanaman kedelai hanyadikenali oleh Bradyrhizobium dan tidak oleh Rhizobium yang bersimbiosisdengan tanaman lotus dan Phaseolus.


FIKSASI N2 DARI ATMOSFER

Proses fikasasi N2 dari atmosfer oleh (Brady)rhizobium spp. berlangsungsecara enzimatis. Reaksi enzimatis ini dikatalisir oleh enzim nitrogenase,merupakan enzim kompleks yang terdiri dari dua komponen terpisah yaituprotein Fe (disebut juga komponen II atau dinitrogenase reduktase) danprotein MoFe (disebut juga komponen I atau dinitrogenase) (Dean andJacobson 1992). Protein Fe berperan sebagai pengikat ATP (ATP-binding)dan donor elektron untuk mereduksi protein MoFe. Sedangkan protein MoFemerupakan tempat melekatnya substrat (substrate binding) dan tempatberlangsungnya proses reduksi. Selama proses fiksasi, protein Fe akanmengikat 2 molekul MgATP, mengalami reduksi, berasosiasi dengan proteinMoFe dan mentransfer 1 (satu) elektron ke protein MoFe dalam suatu reaksiyang menyebabkan terjadinya hidrolisis ATP dan disosiasi kedua proteintersebut.

N2 + 8e- + 8H+ +16 MgATP 2NH3 + H2 + 16MgADP + 16 PiNitrogenase

Persamaan reaksi enzimatis di atas menggambarkan bahwa proses fiksasimemerlukan banyak energi untuk mereduksi 1 molekul N2 menjadi 2 molekulamonia yang dapat dimanfaatkan oleh tanaman. Sampai dengan 40 molATP mungkin diperlukan untuk mereduksi 1 mol N2 menjadi ammonia (Hill1992). Oleh karena protein Fe hanya dapat mentransfer 1 elektron, makadalam proses reduksi N2 tersebut diperlukan beberapa daur proses asosiasidan disosiasi dari dua komponen enzim nitrogenase, protein Fe dan MoFe.

Gambar 4. Skema pertukaran sinyal antara tanaman inang dengan Rhizobium.

Akar Lotus Akar Phaseolus

Flavonoid Flavonoid

R. etliR. loti

Nod faktor Nod faktor

Akar Lotus Akar Phaseolus

Flavonoid Flavonoid

R. etliR. loti

Nod faktor Nod faktor


ORGANISASI DAN FUNGSI GEN-GEN FIKSASI NITROGEN

Gen-gen yang diperlukan dalam proses fiksasi N2 (gen-gen nif dan fix)dikelompokkan ke dalam gen yang berperan untuk mensintesis polipeptidanitrogenase, mensintesis dan menginkorporasi kofaktor nitrogenase,menentukan fungsi dalam simbiosis, dan gen-gen pengatur (Fischer 1996).Peran gen-gen nif pada rhizobia (Rhizobium, Bradyrhizobium danAzorhibium) dan Klebsiella serupa, sedangkan gen-gen fix tidak serupadengan gen-gen fix pada Klebsiella (Fischer 1994).

Bradyrhizobium tidak mempunyai plasmid sehingga gen-gen yangdiperlukan untuk nodulasi pada tanaman kedelai dan proses fiksasi N2terdapat pada kromosom. Gen-gen nif dan fix pada Bradyrhizobiumterorganisir dalam tiga klaster, sedangkan gen fixK1 tersusun dalam lokuske 4 (Gambar 5) (Fischer 1994). Gambar 5 juga menunjukkan bahwa padaumumnya gen-gen fiksasi nitrogen pada Bradyrhizobium terekspresi dalambentuk ‘Operon’, yaitu satu transkripsi untuk beberapa gen.

Gen nifD dan nifK yang tersusun daam satu operon dengan gen nifENXmasing-masing mengkode protein α dan β. Protein α dan β merupakan unitpenyusun dinitrogense (protein FeMo) dan satu molekul enzimdinitrogenase memerlukan dua molekul dari masingmasing protein α danβ. Sehingga berat 1 molekul protein α2β2 FeMo kurang lebih 220.000.Sedangkan protein Fe (ditrogenase reduktase) terekspresi dari gen nifHdan mempunyai berat molekul kurang lebih 60.000. Dengan demikian nifD,nifK dan nifH merupakan gen-gen struktural dari enzim nitrogenase.Sedangkan gen-gen yang lainnya diperlukan untuk sintesis kofaktor darienzim nitrogenase (nifENB) dan meningkatkan aktivitas enzim nitrogenase(seperti nifS dan nifB) (Fisher 1994).

Gambar 5 Organisasi gen-gen nif dan fix pada Bradyrhizobium japonicum (Fischer 1994).

nifE nifN nifXnifD nifK nifS nifB frxA nifH fixB fixC fixX

Klaster I

Klaster II

fixL

fixO

fixGfixR fixA fixK2 fixJ fixN fixO fixB fixK1nifA

Klaster III Lokus IV

nifE nifN nifXnifD nifK nifS nifB frxA nifH fixB fixC fixX

Klaster I

Klaster II

fixL

fixO

fixGfixR fixA fixK2 fixJ fixN fixO fixB fixK1nifAfixR fixA fixK2 fixJ fixN fixO fixB fixK1nifA

Klaster III Lokus IV


Tidak seperti pada R. meliloti, gen fixA terpisah dari operon gen fixBCXpada B. japonicum (Gambar 5). Gen fixA dan fixBCX esensial untuk fiksasinitrogen karena diasumsikan berperan pada transport elektron ke enzimnitrogenase (Earl et al. 1987, Gubler dan Hennecke 1986). Gen lainnya yangtersusun dalam operon adalah fixNOQP dan dipostulasikan mempunyaifungsi dalam respirasi bakteroid (rhizobium dalam bintil akar) pada kondisirendah oksigen (Preisig et al. 1993). Gen fixR yang tersusun dalam satuoperon dengan gen nifA mungkin berperan dalam proses oksidasi danreduksi (Baker 1992).

REGULASI EKSPRESI GEN NIF DAN FIX

Proses fiksasi N2 merupakan proses yang memerlukan energi tinggi danenzim yang diperlukan untuk proses tersebut sangat peka terhadap oksigen.Tanaman kedelai memerlukan kondisi aerob (cukup oksigen) untuktumbuh optimal. Oleh karena itu, mikroba simbion harus mengembangkansuatu mekanisme dimana proses fiksasi hanya akan berlangsung pada saatdiperlukan dan sistem yang dapat menjamin proses fiksasi optimal walaupunlingkungan tumbuh kedelai aerobik.

Ekspresi gen-gen yang diperlukan untuk proses fiksasi N2 dikontrolmelalui aktivitas gen-gen pengatur, fixLJK, nifA (regulatory genes). Dengansistem ini rhizobium dapat mengetahui (sense) kondisi optimal yangdiperlukan untuk proses fiksasi N2 dan meneruskan informasi (sinyal) iniuntuk mengekspresi gen-gen fiksasi N2. Tingkat ketersedian O2 dalam selsangat berpengaruh terhadap ekspresi gen-gen fiksasi N2.

Gen-gen pengatur (fixL, fixJ, fixK, nifA dan rpoN) pada B. japonicum, R.meliloti dan A. caulinodans pada umumnya identik. Berbeda dengan R.meliloti dan A. caulinodan, ekspresi nifA pada B. japonicum tidak tergantungpada expresi gen fixJ dan fixK (Gambar 6) (Fisher 1994). Selain itu, ekspresigen nifA pada B. japonicum tidak dipengaruhi oleh ekspresi gen ntrC, genpengatur pada respon nitrogen.

Seperti pada R. meliloti gen pengatur fixL dan fixJ diperlukan untuktranskripsi gen-gen fixNOPQ dan fixGHIS pada B. japonicum. Gen fixL danfixJ tersusun (organized) dalam operon dan masing-masing mengkodeprotein 55 kDa dan 22 kDa. Ekspresi fixL dan fixJ terjadi baik pada kondisiaerob atau anaerob. Mutasi pada gen fixL dan fixJ menurunkan laju fiksasiN2 sampai dengan 90%. Oleh karena ujung C (C-terimnal) dari protein FixLidentik dengan sensor protein dari sistem dua komponen (two-componentsystem), maka protein FixL diasumsikan berperan dalam sensing lingkungandan akan mengalami ‘autophosphorylation’ (Monson et al. 1992, Monson


et al. 1993). Fungsi protein FixL meningkat pada kondisi oksigen rendah(Fischer 1994).

Protein FixL terbagi dalam tiga domain, yaitu ujung N yang mempunyaibagian yang terinkorporasi pada dinding sitoplasma, bagian tengahmengandung heme moiety dan mengikat O2, dan ujung C yang mengandunglokasi terjadinya autofosforilasi (Gambar 7) (Fisher 1994). Ujung C dari proteinFixL ini homologous dengan protein lainnya yang tergolong dalam two-component system. Sehingga, protein FixL diasumsikan termasuk bagiandari two-component system. Pada kondisi kurang O2 autofosoforilasi padaprotein FixL akan meningkat.

Protein FixJ pada B. japonicum mempunyai 205 residu asam amino dankurang lebih sama dengan jumlah residu asam amino (204) pada R. meliloti.Ujung N dari protein FixJ mengandung asam amino aspartat pada residu10, 11 dan 54 (Asp-10, Asp-11 dan Asp-54) dan lisin pada residu 104 (Lys-104) dan keberadaan keempat asam amino tersebut merupakankarakteristik dari protein yang berfungsi pada two-component response

Gambar 6. Regulasi gen-gen nif dan fix pada Bradyrhizobium japonicum (skema olehFisher 1994, pustaka untuk membuat skema adalah Anthamatten et al. 1992,Fischer et al. 1986, Kullik et al. 1991, Thony et al. 1987, Thony et al. 1989). Anakpanah dengan garis utuh dan anak panah dengan garis putus-putus menunjukkanregulasi gen positif dan negatif.

Low O2

Fix K2

Aktivator?

++

+

+

+

+

NifA

RpoN1

RpoN2

FixJ

Low O2

fixLfixj

FixK2

fixK1+ rpoN1

rpoN2

Fix K1

?

fixNOQPfixGHISgen-gen untukrespirasi nitrat

fixRnifA

glnIIndpgroESL3

nifDKENXnifSnifBfrxAnifHfixBCXfixA

Low O2

Fix K2

Aktivator?

++++

++

++

++

+++

NifANifA

RpoN1

RpoN2

FixJFixJ

Low O2

fixLfixj

FixK2

fixK1++ rpoN1

rpoN2

Fix K1

?

fixNOQPfixGHISgen-gen untukrespirasi nitrat

fixRnifA

glnIIndpgroESL3

nifDKENXnifSnifBfrxAnifHfixBCXfixA


regulators (Parkinson and Kofoid 1992). Asam amino aspartat pada posisi54 (Asp-54) mungkin merupakan lokasi fosforilasi karena mutasi pada asamamino di residu dekat dengan Asp-54 menurunkan fosforilasi oleh proteinFixL (Weinstein et al. 1992). Pada kondisi tidak terfosforilasi, bagian ujung Ndari protein FixJ mencegah terjadinya transkripsi FixJ. Protein FixJ mengalamiperubahan bentuk setelah terfosforilasi oleh FixL dan menyebabkanterjadinya transkripsi FixJ (Gambar 7) (Fischer 1994).

Gambar 7. Model ekspresi gen fixK pada B. japonicum yang dikendalikan melalui proteinFixLJ (Fisher 1994). Garis vertikal tebal hitam pada ujung terminal FixL bagianyang terinkorporasi pada dinding sitoplasma, kotak berhuruf H adalah hememoiety untuk mengetahui sinyal oksigen dan garis miring pada ujung C dariFixL adalah domain yang conserved yang umum dijumpai pada ‘protein sensordari two-component regulatory system dan pada domain terdapat tempatfosforilasi. Protein FixJ mengandung dua domain, yaitu ujung N (bulat telur)merupkan tempat fosforilasi oleh protein FixL dan ujung C yang mengandunghelix-turn-helix (garis vertikal).

H

H

- O2/+O2

ADP

ATP- O2

FixL~P

FixL

+O2/-O2

~P

P

FixJ~P

+ O2+O2/-O2

FixL FixL~P+

FixK

H

H

- O2/+O2

ADP

ATP- O2

FixL~P

FixL

+O2/-O2

~P

P

FixJ~P

+ O2+O2/-O2

FixL FixL~P+

FixK


FAKTOR YANG MEMPENGARUHI NODULASI DANEFEKTIVITAS RHIZOBIUM

Kesesuaian Genotipe Kedelai dan Rhizobium

Dalam simbiosis, tanaman inang akan mengeksudasi falvonoid yang dapatdikenali oleh rhizobium untuk mensintesis Nod faktor sebagai awal darinodulasi. Oleh karena itu, kesesuaian genetik antara Bradyrhizobium spp.dan tanaman inang menentukan infektivitas dan efektivitas Bradyrhizobiumspp. (Patterson and Larue 1983, DuTeau et al. 1986, Betts and Herridge 1987,Cregan et al. 1989, Champion et al. 1992, Qian et al. 1996). Nodulasi terbatasoleh strain Bradyrhizobium tertentu dapat dimanfaatkan untukmenghasilkan genotipe tanaman yang hanya dapat membentuk bintil akardengan strain yang sangat efektif (Champion et al. 1992, Qian et al. 1996).Seringkali, inokulasi Bradyrhizobium sp. tidak meningkatkan nodulasi,serapan N serta pertumbuhan tanaman (Adisarwanto, komunikasi pribadi).Hal ini mungkin disebabkan oleh ketidaksesuaian genetik antara inokulumdengan tanaman kedelai. Akan tetapi hasil kajian menunjukkan bahwapengaruh interaksi antara genotipe tanaman kedelai (berbiji besar dansedang) dengan Bradyrhizobium sp. terhadap nodulasi dan pertumbuhantanaman tidak nyata (Soedarjo et al. 2003a, Soedarjo dan Sucahyono 2005).Hal ini mengisyaratkan bahwa inokulum Bradyrhizobium sp. maupunBradyrhizobium sp. endogen kompatibel dengan genotipe tanaman kedelai(berbiji besar, sedang atau warna biji hitam) yang digunakan dalam kajian.Rumawas dan Rumawas 1988 melaporkan bahwa interaksi antara galurrhizobum dengan galur kedelai terhadap nodulasi tidak nyata. Hal inimenunjukkan bahwa inokulum rhizobium yang dibuat dari rhizobiumendogen tidak spesifik untuk genotipe kedelai tertentu. Tabel 3 meng-indikasikan bahwa nodulasi (pada umur 6 MST) oleh Bradyrhizobium sp.sebanding pada semua genotipe kedelai (Soedarjo et al. 2003a)

Tabel 3. Pengaruh genotipe kedelai terhadap jumlah bintil akar (42 HST) danbobot kering tanaman pada tanah Alfisol.

Varietas Jumlah bintil akar Bobot kering tanaman (g/tan.)

Kawi 12,7 4,776Pangrango 14,8 5,045Krakatau 10,9 4,008Burangrang 11,7 4,114Bromo 12,4 4,834Wilis 10,8 4,218

Angka-angka selajur tidak berbeda nyata pada taraf 0,05 LSDSumber: Soedarjo et al. 2003a


Densitas Sel Rhizobium

Densitas sel Bradyrhizobium spp. dalam tanah mempengaruhi keberhasilannodulasi (Singleton and Tavares 1986). Inokulasi Bradyrhizobium spp. dalamtanah yang mengandung densitas sel Bradyrhizobium spp. rendahmeningkatkan nodulasi dan fikasasi N2 (Moawad et al. 1988, Ravuri andHume 1992, Daramola et al. 1994). Inokulasi Bradyrhizobium spp. padatanaman kedelai yang ditanam pada tanah yang belum ditanami kedelaidapat meningkatkan nodulasi dan fikasasi N2, pertumbuhan tanaman, danhasil biji (Patterson and Larue 1983, Sunarlim 1991, Daramola et al. 1994,Siswanto 1997).

Dengan menggunakan metode most probable number (MPN), densitassel Bradyrhizobium spp. dalam tanah sawah Entisol dan Vertisol dilaporkancukup tinggi, berkisar 5,8 x 104 – 7 x 109 se/g tanah (Soedarjo dan Sucahyono2006). Densitas sel rhizobium yang tinggi di lahan sawah ini mungkinmerupakan salah satu faktor signifikan tidak adanya pengaruh inokulasiterhadap nodulasi, serapan N, pertumbuhan dan hasil biji kedelai (Soedarjodan Sucahyono 2005). Hasil ini juga mengindikasikan bahwa Bradyrhizobiumspp. endogen efektif. Sedangkan tanah tegal (lahan kering non masam)yang belum pernah ditanami kedelai mempunyai densitas sel rhizobiumrendah (Soedarjo dan Sucahyono 2005). Hasil kajian juga menunjukkanbahwa inokulasi pada lahan tegal yang belum pernah ditanami kedelaimeningkatkan nodulasi dan serapan N.

Kompetisi Antara Rhizobium Endogen danInokulum Rhizobium

Inokulasi rhizobium dimaksudkan untuk meningkatkan nodulasi dan fiksasiN2 dari atmosfer, yang pada gilirannya akan meningkatkan kadar hara Ndan pertumbuahan tanaman inang. Akan tetapi, seringkali inokulasi tidakberdampak pada peningkatan pertumbuhan tanaman inang. Hal inimungkin disebabkan oleh inokulum tidak kompetitif dibandingkan denganrhizobium endogen, sedangkan rhizobium endogen kurang efektif (Ellis etal. 1984, Moawad et al. 1984). Fenomena ini dikenal dengan istilah kompetisiantara rhizobium endogen dan inokulum rhizobium.

Peningkatan daya kompetisi dari inokulum dapat dilakukan denganmeningkatkan jumlah sel rhizobium yang diinokulasikan (Weaver andFrederick 1974), menggunakan genotipe kedelai yang hanya dapatmembentuk bintil akar dengan strain rhizobium tertentu (Cregan and Keyser1984, Cregan et al. 1989, Ishiyuka et al. 1991, Qian et al. 1996), danmenggunakan strain rhizobium yang dapat berkompetisi dengan rhizobiumendogen (Beattie and Handelsman 1993).


Kemasaman Tanah

Sifat kimia tanah, seperti kemasaman dan toksisitas oleh Al, Fe, dan Mn,berpengaruh terhadap pertumbuhan dan fungsi rhizobium (Muns andKeyser 1981, Soedarjo et al. 2003b, Soedarjo dan Sucahyono 2005). SpeciesRhizobium berbeda tingkat toleransinya terhadap kemasaman tanah (Munsand Keyser 1981, Soedarjo et al. 2003b, Soedarjo dan Sucahyono 2005).Hasil kajian di laboratorium menunjukkan bahwa lebih dari 80% isolatrhizobium kedelai tipe tumbuh lambat (slow growers) toleran terhadap pH4,0 dan sebagian besar dari isolat toleran masam tersebut toleran pada 100ppm Mn dan 400 mM Al, 300 ppm Fe (Soedarjo et al. 2003b, Soedarjo danSucahyono 2005, Soedarjo dan Sucahyono 2006).

Suhu dan Kelembaban Tanah

Suhu tanah di sekitar perakaran tanaman berpengaruh terhadappertumbuhan tanaman, jumlah dan bobot kering bintil akar kedelai sertaefektivitas rhizobium menambat N dari atmosfer. Suhu optimum di sekitarperakaran tanaman untuk pertumbuhan tanaman kedelai dan nodulasioleh rhizobium adalah 25oC. Di daerah tropis , termasuk Indonesia, suhutanah berkisar 25-30oC. Dengan demikian, kondisi tersebut kondusif untukpertumbuhan tanaman kedelai dan simbiosis dengan rhizobium. Suhuperakaran yang lebih tinggi dari 28oC dilaporkan menurunkan nodulasi olehrhizobium dan efektivitas enzim nitrogenase dalam menambat N maupunpertumbuhan tanaman kedelai (Manevar and Wollum II 1981). La Favredan Eaglesham (1986) mengisyaratkan bahwa nodulasi akan menurunsecara signifikan pada suhu lebih dari 30oC. Di daerah tertentu di Inodonesia,terutama di Indonesia bagian timur, suhu disekitar perakaran mungkin lebihdari 30oC. Di daerah yang mempunyai tempaeratur harian relatif tinggirhizobium mengalami seleksi alam sehingga berkembang strain rhizobiumyang adaptif dan efekif pada kondisi suhu tinggi di siang hari. Strain-strainrhizobium yang banyak ditemukan di daerah yang mempunyai suhu rendahumumnya ditemukan dalam jumlah sedikit didaerah yang mempunyai suhurelatif tinggi (Weber and Miller 1972).

Sel rhizobium sebagian besar tersusun dari air, sehingga kelembabantanah merupakan faktor vital bagi pertumbuhan dan perkembanganrhizobium dalam tanah. Akan tetapi kondisi kelebihan air tidak menguntung-kan. Peningkatkan kelembaban tanah, seperti banjir atau penggenanganuntuk tanam padi sawah, dapat menurunkan densitas sel rhizobium (Osa-Afiana and Alexander 1979, Soedarjo et al. 2006). Rhizobium merupakanmikroba aerob, memerlukan oksigen. Pada kondisi tergenang, tanahkekurangan oksigen karena ruang udara dalam tanah terisi oleh air. Oksigen


juga diperlukan oleh enzim nitrogenase dalam proses fiksasi N2 dari atmosfer.Dengan demikian keuntungan optimum dari simbiosis dengan rhizobiumakan diperoleh apabila kedelai ditanam pada kondisi aerob, cukup oksigen.

Perlakuan Benih dengan Pestisida

Perlakuan benih kedelai dengan pestisida dimaksudkan untuk mencegahserangan hama dan penyakit sedini mungkin. Pestisida yang terbawa olehbenih kedelai ini mungkin dapat meracuni rhzobium di sekitar perakarantanaman (biocide). Oleh karena proses infeksi diawali oleh perkembang-biakan rhizobium disekitar perakaran tanaman, perlakuan dengan pestisidatertentu mungkin dapat menurunkan nodulasi oleh rhizobium endogen.Hasil kajian in vitro mengisyaratkan fungisida (bahan aktif Dinikonazol,Benomil) dan insektisida (bahan aktif Metomil dan Karbosulfan) amanuntuk perlakuan benih (Tabel 4).

Jenis bahan aktif menentukan kompatibilitas fungisida dan insektisidasebagai seed treatment. Toksisitas insektisida organofosfor sistemik ter-hadap fungsi rhizobium berbeda. Disulfoton dan phorat merupakan contohinsektisida organofosfor sistemik yang masing-masing tidak kompatibel dankompatibel dengan rhizobium (Pawar et al. 1978). Fungisida Benomil sebagaiseed treatment dilaporkan tidak kompatibel dengan rhizobium (Pawar etal. 1978). Supriati (1986) melaporkan bahwa benomil, thiram, dan captanmenurunkan fiksasi N oleh rhizobium.

Tabel 4. Pertumbuhan isolat rhizobium kedelai pada media YEM yang mengandungpestisida tertentu.

Nomor isolat rhizobium kedelai (ILeTRIsoy)Jenis pestisidadalam YEM agar 1 2 3 4 6 10 12 14

Fungisida:Dinikonazol +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++Captan - - - - - - - -Benomil +++ +++ +++ +++ +++ +++ - +++Mancozeb - - - - - - - -Insektisida:Metomil +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++Karbosulfan +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++Imidakloprid - + + + + + + +Karbaril - - ++ - - - - +

+ dan - menunjukkan bahwa isolat rhizobium tumbuh dan tidak tumbuh.Jumlah tanda + menunjukkan tingkat pertumbuhan (Soedarjo, belum dipublikasikan).


Pola Tanam

Bradyrhizobium spp. dapat tumbuh dan berkembang pada kondisi simbiosisdan nonsimbiosis sebagai heterotrop. Dengan demikian, ketersediaanbahan organik tanah akan berpengaruh terhadap densitas sel rhizobiumdalam tanah. Pada umumnya tanah tegal (lahan kering) mengandung bahanorganik relatif lebih rendah dari pada tanah sawah. Disamping itu, mutubahan organik di lahan sawah umumnya lebih baik (C/N relatif rendah)daripada di lahan tegal (C/N relatif lebih tinggi). Bakteri heterotrop, termasukrhizobium, akan tumbuh dan berkembang lebih baik pada ekosistem yangmempunyai banyak bahan organik dengan C/N rendah. Implikasinya,densitas sel rhizobium di tanah sawah akan lebih tinggi daripada tanahtegal (Tabel 5 dan 6) dan inokulasi rhizobium pada sawah pada umumnyatidak meningkatkan nodulasi dan pertumbuhan tanaman (Suryantini danAdisarwanto 1990, Soedarjo dan Sucahyono 2005, Harsono dan Suryantini1991, Pawirosemedi 2000).

Tabel 5. Kepadatan sel rhizobium endogen berdasarkan metode Most Probable Number.

Jenis tanah dan pola tanam Σ sel rhizobium Sumber pustakaendogen/g tanah

Tanah sawah Alfisol (bera selama 1 tahun 500 Soedarjosetelah tanaman kedelai) (belum dipublikasi)

Tanah sawah Alfisol (ditanami jagung setelah 2.800 Soedarjokedelai kemudian bera selama 4 bulan) (belum dipublikasi)

Tanah sawah Vertisol (pola tanam: padi dan 310.000 Soedarjo dantembakau, Tanah dambil pada saat ada Sucahyono 2006atanaman tembakau)

Tanah sawah Vertisol (pola tanam: padi, 7.000.000 Soedarjo dankedelai dan tembakau. Tanah dambil pada Sucahyono 2006asaat ada tanaman kedelai)


INOKULASI RHIZOBIUM PADA TANAMAN KEDELAIDI LAHAN SAWAH

Inokulasi rhizobium dimaksudkan untuk meningkatkan jumlah rhizobiumyang efektif dalam tanah, jumlah bintil akar yang efektif yang pada gilirannnyameningkatkan fiksasi N2 dari atmosfer. Dengan meningkatnya fiksasi N2,ketersediaan N tanaman meningkat sehingga pemupukan N lebih efisien.Akan tetapi beberapa hasil kajian menunjukkan bahwa inokulasi rhizobiumdi lahan sawah tidak meningkatkan nodulasi, pertumbuhan dan hasiltanaman kedelai. Soedarjo dan Sucahyono (2005) melaporkan bahwainokulasi rhizobium pada tanah sawah (Entisol) di Probolinggo setelah paditidak meningkatkan jumlah dan bobot bintil akar, pertumbuhan tanamandan hasil biji kedelai. Pada tanah Entisol di Kendalpayak (lahan sawah),Malang, pengaruh inokulasi rhizobium tidak nyata terhadap jumlah danbobot bintil akar, pertumbuhan dan hasil biji kedelai. Kajian rumah kaca

Tabel 6. Densitas sel rhizobium pada tanah masam Ultisol.

No. Asal tanah Σ rhizobium Keterangan per g tanah

1 Kampungtua, Manggala, Tulang 22 Pola tanam ubi kayu monokulturBawang, Lampung Tengah

2 Astomulyo, Punggur, 36 Pola tanam ubi kayu monokulturLampung Tengah

3 Restu, Rumbia, 31 Pola tanam ubi kayu monokulturLampung Tengah

4 Tanggulangin, Punggur, 36 Pola tanam ubi kayu monokulturLampung Tengah

5 Pulung Kencono, Tulang 36 Pola tanam ubi kayu monokulturBawang, Lampung Tengah

6 Bandar Agung, Kec. Terusan 11 Pola tanam ubi kayu monokulturUnye Lampung Tengah

7 Gotong Royong Kec. Gunung 5,5 Pola tanam ubi kayu monokulturSugih Lampung Tengah

8 Pulung Kencono Kec. Tulang 80 Pada saat survey ada pertanamanBawang Lampung Tengah kedelai umur 3 minggu,

sebelumnya pertanaman ubi kayu9 Gunung Sugih, Kec. Gunung 5,5 Pola tanam ubi kayu monokultur

Sugih, Lampung Tengah,pertanaman ubi kayu

10 Kecubung, Kec Terbanggi 25 Pola tanam ubi kayu monokulturBesar, Lampung Tengah

11 Gunung Sugih, Kec. Gunung 55 Pola tanam ubi kayu monokulturSugih, Lampung Tengah

12 Pulung Kencono, Kec. Tulang 250 Tanah telah ditanami kedelaiBawang, Lampung Tengah, selama 5 tahun.

Sumber: Soedarjo dan Sucahyono 2005.


dan lapang pada jenis tanah vertisol menunjukkan bahwa inokulasirhizobium tidak meningkatkan nodulasi, pertumbuhan tanaman dan hasilbiji tanaman (Harsono dan Suryantini 1991, Pawirosemedi 2000). Hasil-hasilkajian ini mengindasikan bahwa lahan sawah cukup mengandungrhizobium endogen dan efektif. Asumsi ini didukung oleh hasil survei denganmenggunakan metode MPN bahwa densitas sel rhizobium tanah sawah diJawa Timur cukup tinggi sampai dengan sangat tinggi (Tabel 7) (Soedarjo etal. 2006c). Tabel 7 juga menunjukkan bahwa tanah sawah Entisol danVertisol di Jawa Timur yang belum pernah ditanami kedelai mengandungsel rhizobium endogen cukup tinggi. Tanah-tanah yang disurvei bereaksinetral (nonmasam) dan kondisi ini kondusif bagi rhizobium endogen untuktumbuh dan berkembang secara heterotrop, menggunakan bahan organiktanah sebagai sumber energi. Berdasarkan hasil beberapa kajian di lapangdan data jumlah populasi rhizobium di lahan sawah diasumsikan bahwainokulasi rhizobium di lahan sawah yang nonmasam kurang diperlukan.

Tabel 7. Densitas sel rhizobium pada tanah Entisol dan Vertisol, MK 2006.

No. Asal tanah Σ rhizobium Keterangan per g tanah

1 Matekan, Besuk, 310.000 Pola tanam: padi dan tembakau.Probolinggo (Vertisol) Tanah dambil pada saat ada

tanaman tembakau2 Matekan, Besuk, 7.000.000 Pola tanam: padi, kedelai dan

Probolinggo (Vertisol) tembakau. Tanah dambil padasaat ada tanaman kedelai

3 Sogaan, Pakuniran, 7.000.000 Pola tanam: padi, kedelai,Probolinggo (Entisol) tembakau. Tanah dambil pada

saat ada tanaman kedelai.4 Kresek, Kota Anyar, 170.000 Pola tanam: padi dan tembakau.

Probolinggo (Entisol) Tanah dambil pada saat adatanaman tembakau.

5 Krajan, Kejayan, 310.000 Pola tanam: padi. Tanah dambilPasuruan (Entisol) pada saat ada tanaman padi.

6 Sladi, Kejayan, 17.000 Pola tanam: padi. Tanah dambilPasuruan (Entisol) pada saat ada tanaman padi

7 Madurejo, Wonorejo, 170.000 Pola tanam: padi, kedelai. TanahPasuruan (Entisol) diambil pada saat ada tanaman

kedelai8 Banyuputih Kidul, Jatiroto, 7.000.000 Pola tanam: padi. Tanah dambil

Lumajang (Entisol) pada saat ada tanaman padi9 Sumberrejo, Sumber Waru, 100.000 Pola tanam: padi. Tanah dambil

Jember (Entisol) pada saat ada tanaman padi10 Gondang Rejo, Candi, 58.000 Pola tanam: Tebu

Pasuruan (Entisol)11 Tunjung, Randuagung, 170.000 Pola tanam: Tebu

Lumajang (Entisol)

Sumber: Soedarjo et al. 2006


INOKULASI RHIZOBIUM PADA TANAMAN KEDELAIDI LAHAN KERING

Hasil survei menunjukkan bahwa densitas sel rhizobium di lahan kering diJawa Timur beragam mulai dari densitas rendah (65 sel/g tanah) sampaidengan tinggi (90 000 sel/g tanah) (Soedarjo dan Sucahyono 2006). Inokulasirhizobium dapat meningkatkan nodulasi pada tanah-tanah yang belumpernah ditanami kedelai atau tanah yang mempunyai populasi rhizobiumendogen rendah (Sunarlim 1991, Siswanto 1997). Hasil kajian menunjukkanbahwa inokulasi rhizobium tidak meningkatkan nodulasi dan hasil tanamandi tanah tegal Alfisol yang belum pernah ditanami kedelai dan sudah lamatidak pernah ditanami kedelai (Tabel 3)(Soedarjo et al. 2003a). Harnowodan Brotonegoro (1987) juga melaporkan bahwa inokulasi rhizobium dilahan kering Alfisol tidak meningkatkan nodulasi dan hasil kedelai (Tabel 8).Hasil kajian yang lainnya (Adisarwanto 1990) meng-isyaratkan bahwainokulasi rhizobium pada tanah Alfisol (Kebun Percobaan Muneng,Probolinggo) tidak meningkatkan nodulasi dan hasil tanaman kedelai(Tabel 9). Hasil ini mengindikasikan bahwa tanah tegal Alfisol cukupmengandung rhizobium endogen yang efektif. Lahan kering di Gunung Kidul(Jawa Tengah) mungkin juga mengandung cukup rhizobium yang efektifsehingga inokulasi dengan rhizobium tidak meningkatkan nodulasi danhasil kedelai (Purwaningsih et al. 2000).

Efektivitas rhizobium endogen lahan kering mungkin tidak akanberagam pada varietas kedelai yang telah dilepas di Indonesia. Hal ini di-indikasikan oleh hasil kajian lapang yang menunjukkan bahwa jumlah bintilakar dan hasil beberapa varietas unggul kedelai dan galur introduksi tidakberbeda baik pada kondisi diinokulasi maupun tidak diinokulasi rhizobium(Tabel 3 dan 9) (Sumarno et al. 1990, Soedarjo et al. 2003a).

Lahan kering masam pada umumnya mengandung sel rhizobiumendogen sangat rendah, bahkan beberapa lokasi di lahan kering masam di

Tabel 8. Pengaruh inokulasi terhadap nodulasi dan hasil tanaman kedelai di lahan keringAlfisol, Probolinggo.

Bobot bintil akar basah (mg/10 tan) Hasil biji (t/ha)Perlakuan

MK 1986 MH 1986/1987 MK 1986 MH 1986/1987

Tanpa inokulasi 3,60 5,20 1,42 1,13Inokulasi pada benih 3,69 5,80 1,43 1,08Inokulasi di lubang tanam 3,18 6,60 1,49 1,05

Angka-angka selajur tidak berbeda nyata pada taraf 0,05 DMRT.Sumber: Harnowo dan Brotonegoro (1987).


Lampung tidak mengandung rhizobium (lihat Tabel 6) (Soedarjo danSucahyono 2005). Selain itu, lahan masam mengandung unsur Al, Fe, danatau Mn tinggi yang dapat merupakan kendala (constraints) pertumbuhansel rhizobium dalam tanah. Sehingga inokulasi dengan rhizobium yangtoleran kondisi masam dan efektif akan dapat meningkatkan nodulasi danpertumbuhan tanaman. Tanaman kedelai yang mempunyai banyak bintilakar efektif akan mengandung cukup N tanaman melalui fiksasi N2 dariatmosfer dan tanaman akan tumbuh lebih baik. Hasil kajian menunjukkanbahwa inokulasi rhizobium di tanah Ultisol diperlukan untuk meningkatkanpertumbuhan tanaman kedelai (Tabel 10) (Ridwan dan Basri 1987, Sumarnoet al. 1990).

Tabel 9. Pengaruh inokulasi terhadap nodulasi dan hasil tanaman kedelai dilahan kering Alfisol, Probolinggo.

Inokulasi rhizobium Σ bintil akar Hasil bijiper tanaman (t/ha)

Tanpa inokulasi 21,5 1,27Inokulum 2,5 g/kg benih 21,9 1,15Inokulum 7,5 g/kg benih 19,0 1,02

Sumber: Adisarwanto (1990).

Tabel 10. Pengaruh inokulasi dan gentoipe kedelai terhadap jumlah bintilakar/6 tanaman di tanah Ultisol, Lampung Tengah, MH 1988-1989.

Jumlah bintil akar/6 tanamanVarietas/galur

Tanpa inokulasi Rhizogen Rata-rata

Wilis 17 163 90Rinjani 58 163 110Tambora 41 183 112B-3357 47 157 102630/1343-1 35 177 106

Rata-rata 40 b 169 a

Angka rata-rata tidak berbeda nyata pada taraf 0,05 DMRT.Sumber: Sumarno et al. 1990.


DAFTAR PUSTAKA

Adisarwanto, T. 1990. Kajian inokulum Rhizogen dan PPC terhadappertumbuhan dan hasil kedelai di lahan kering. Penelitian Palawija 5:24-30.

Anthamatten, D., B. Scherb, and H. Hennecke. 1992. Characterization of afixLJ-regulated Bradyrhizbium japonicum gene sharing similarity withthe Escherichia coli fnr and Rhizobioum meliloti fixK genes. J. bacteriol.174: 2111-2120.

Baev, N., G. Endre, G. Petrovics, Z. Banfalvi, and A Koadorosi. 1991. Sixnodulation gene of nod box locus 4 in Rhizobium meliloti are involvedin nodulation signal production: nodM codes for D-glucosaminesynthetase. Mol. Gen. Gen. 228:113-124.

Baker, M.E. 1992. Similarities between legume-rhizobium communicationand steroid-mediated intercellular communication in vertebrates. CanJ. Microbiol. 38: 541-547.

Bec-Ferte, M.P, H.B. Krishuan, D. Prome, A. Savagnac, S.G. Pueppke, and J.C.Prome. 1994. Structure of nodulation factors from the nitrogen fixingsoybean symbiont Rhizobium fredii USDA257. Biochemistry 33:11782-11788.

Betts, J.H. and D.F. Herridge. 1987. Isolation of soybean lines capable ofnodulation and nitrogen fixation under high levels of nitrate supply.Crop Sci. 27: 1156- 1161.

Beattie, G.A. and J. Handelsman. 1993. Evaluation of a strategy for identifyingnodulation competitiveness genes in Rhizobium leguminosarumbiovar phaseoli. J. Gen. Microbiol. 139: 529-538.

Bloemberg, ‘r.V E. Kamst, M. Harteveld, KM.G.M. van der Drift, J. Haverkamp,J.E. Thomas Oates, B.J.J. Lugtenberg, and H.p Spaink. 1995. A centraldomain of Rhizobium NodE protein mediates host spesifiaty bydetermining the hydrophobicity of fatty acyl moieties of nodulationfactors. Mol. Microbiol. 16:1123-1136.

Brockwell, J., R. A. Holliday, and A. Pilka. 1988. Evaluation of the symbioticnitrogen-fixing potential of soils by direct micrabiological means. Plantand Soil 108:163-170.

Cardenas, L., J. Dominguez, C. Cuinto, I. Lopez-Lara, B. Lugtenberg, H. Spaink,G. Rademaker, J. Haverkamp, and J. Thomas- Oates. 1995. Isolation,chemical structures and biological activity of the lipo-chitinoligosacchatide nodulation signals from Rhizobium etlii. Plant Mol.Biol. 29:453-464.


Carlson, R.W., J. Sanjuan, U.R. Bhat, J, Glushka, H.P. Spaink, A.H.M. Wijfjes,A.A.N. van Brussel, T.J.W. Stokkermans, N.K. Peter, and G. Stacey. 1993.The structures and biological activities of the lipo-oligosaccharidenodulation signal molecules. Mol. Plant-Microbe Interact. 7: 684-695.

Champion, R.A., J.N. Mathis, D.W. Israel, and P.G. Hunt. 1992. Response ofsoybean to inoculation with efficient and inefficient Bradyrhizobiumjaponicum variants. Crop Sci. 32: 457-463.

Cregan, P.B. and H. Keyser. 1984. Host resriction of nodulation byBradyrhizobium japonicum strain USDA 123 in soybean. Crop Sci.:911-916.

Cregan, P.B, H.H. Keyser, and M.J. Sadowsky. 1989. Soybean genotyperestricting nodulation of previously unrestricted serocluster 123Bradyrhizobia. Crop Sci. 29: 307-312.

Daramola, D.S., S.K.A. Danso and G. Hardarson 1994 Nodulation, N2 fixationand dry matter yield of soybean (Glycine max (L.) Merill) inoculatedwith effective and ineffective Bradyrhizobium japonicum strains. SoilBiol. Biochem. 26: 883-889.

Dazzo, F. B. G.L. Truchet, J.E. Sherwood, E.M. Hrabak, M. Abe, and S.H.Pankratz. 1984. Specific phases of root hair attachment in theRhizobium trifolii-clover symbiosis. Appl. Environ. Microbiol. 30:1017-1033.

Dean, D.R and M.R. Jacobson. 1992. Biochemical genetics of nirogenase, p.763-834. In: Stacey, G, R. H. Burris and J. Evans (Ed.), Biological NitrogenFixation. Chapman and Hall, New York.

Denarie, J. and J. Cullimore. 1993. Lipo-oligosaccharide nodulation factors:A new class of signaling molecules mediating recognition andmorphogenesis. Cell 74:951-954.

Denarie, J., F. Debelle and C. Rosenberg. 1992. Signaling and host rangevariation in nodulation. Annu. Rev. Microbiol. 46:497-531.

DuTeau, N.M., R.G. Palmer and A.G. Atherly 1986 Fast-growing Rhizobiumfredii are poor nitrogen-fixing symbionts of soybean. Crop Sci. 26:884-889.

Earl, C. D. C. W. Ronson and F.M. Ausubel. 1987. Genetic and structuralanalysis of Rhizobium meliloti fiA, fixB, fixC and fixX genes. J. Bacteriol.169: 1127-1136.

Ellis, W.R., G.E. Ham and E.L. Schmidt. 1984. Persistence and rcovery of ofRhizobium japonicum inoculum in a field soil. Agron. J. 76:573-576.


Fellay, R, X. Perret, V Viprey, W Broughton, and S. berner. 1994. Organizationof host-inducible transcripts on the symbiotic plasmid of Rhizobiumsp. NGR234. Mol. Microliiol. 16:657-667.

Fischer H.M., A. Alvarez-Morales, and H. Hennecke. 1986. The pleiotropicnature of symbiotic regulatory mutans: Bradyrhizobium japonicumnifA is involved in control of nif genes expression and formation ofdeterminate symbiosis. EMBO J. 5: 1165-1173.

Fischer, H.M. 1994. Genetic regulation of nitrogen fixation in rhizobia.Microbiological reviews. 3: 352-386.

Fischer, H.M. 1996. Environmental regulation of rhizobial symbioticnitrogenfixation genes. Trends in Microbiol. 4: 317-320.

Fisher, R. F. and S. R. Long. 1992. Rhizobium-plant signal exchange. Nature357:655-660.

Gottfert, M. 1993. Regulation and function of rhizobial nodulation genes.FEMS Micmbiol. Rev. 104:39-64.

Gubler, M. and H. Hennecke. 1986. FixA, B and C genes are essential forsymbiotic and free-living, microaerobic nitrogen fixation. FEBS Lett.200: 186-192.

Hill, S. 1992. Physiology of nitrogen fixationn in free living heterotrophs, p.87-34. In: Stacey, G, R. H. Burris and J. Evans (Ed.), Biological NitrogenFixation. Chapman and Hall, New York.

Harnowo, D. dan S. Brotonegoro. 1987. Pengaruh inokulasi Rhizobium danperawatan benih dengan insektisida pada pertumbuhan dan hasilbiji kedelai Penelitian Palawija, 2(2): 89-94.

Harsono, A. dan Suryantini. 1991. Pengaruh inokulasi rhizobium dan pupukK pada kedelai. Dalam: Hasil Penelitian Kacang-Kacangan BalittanMalang tahun 1990/1991: 78-83.

Higashi, S. 1993. Minireview: (Brady)Rhizcbium-plant communicationsinvolved in infection and nodula-tion. J. Plant Res. 106:201-211.

Higashi, S. and M. Abe. 1980. Promotion of infection thread formation bysubstances from Rhizobium. Appl. Environ. Micobiol. 39:297-301.

Hirsch, A.M. 1992. Developmental biology of legume nodulation. New Phytol.122:211-237.

Ishiyuka, J., A. Yokohama, and Y. Suemas. 1991. Relationship betweenserotypes of bradyrhizobium japonicum and their compatibility withRJ-cultivar for nodulation. Soil Sci. Plant Nutr. 37: 23-30.


Kijne, J.W. 1992. The Rhizobium infection process, p.349-398. In: Stacey, G.,R.H. Burris and J. Evans (Eds.) Biological nitrogen fixation. Chapmanand Hall, New York.

Kondorosi, E., J, Gyuris, J. Schmidt, M. John, E. Duda, B. Hoffman, J. Schell,and A. Kondorosi. 1983. Positif and negatif control of nod geneexpression in Rhizobium meliluti is required for optimal nodulation.EMBO J. 8: 1331-1340.

Kullik I., S. Fritsche, H. Knobel, J. Sanjuan, H. Hennecke, and H.M. Fischer.1991. Bradyrhizobium japonicum has two differentially regulated,functional homologs of s54 gen (rpoN). J. Bacteriol. 173: 1125-1138.

La Favre, A.K. and A.R.J. Eaglesham. 1986. The effect of high Suhues onsoybean nodulation and growth with different strains of brady-rhizobia. Can. J. Microbiol. 32: 22-27.

Lerouge, P., P Roche, C. Faucher, F. Millet, G. Truchet, G.C. Prome, and J.Denarie. 1990. Symbiotic host-specificity of Rhi,zobium meliloti isdetermined by a sulfated and acylated glucosamine oligosac-charidesignal. Nature 344:781-784.

Long, S. R 1996. Rhizobium symbiosis: Nod factors in perspective. The PlantCell 8:1885-1898.

Lopez-Lara, LM., J.D.J. van den Berg, J.E. Thomas Oates, J. Glushka, B.J.J.Lugtenberg, and H.P Spaink. 1995. Structural identification of the lipo-chitin oligosaccharide nodulation signals of Rhizobiurr loti. Mol.Microbiol. 15:627-638.

Margaert, J., M. van Montagu, J.C. Prorie, and M. Holsters. 1993. Three unusualmodifications, a D-arabinosyl, an N-methyl, and a carbomoyl group,are present on the Nod factors of Azorhizubium caulinodans ORS571.Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90:1551-155b.

Mateos, P F., J.I. Jimenez-Zurdo, J. Chen, AS. Squartini, S.K Heack, E. Martinez-Molina, and D.H. Hubbell. 1992. Cell-associated pectinolytic andcellulolytic enzymes in Rhizobium leguminosarum biovar trifolii. Appl.Environ. Microbiol. 58:1816-1822.

Moawad, H.A.; W.R. Ellis, and E.L. Schmidt. 1984. Rhizosphere response as afactor in a competition among three serogroups of indigenousRhizobium japonicum for nodulation of field grown soybeans. Appl.Environ. Microbiol. 47: 607-612.

Moawad, H., S.M.S. Badreldin, and M.A. Khalafalah 1988 Persistence andcompetitiveness of three Bradyrhizobium japonicum inoculant strainsin clay loam Nile valley soil. Plant and Soil 108: 137-141.


Monevar, F. and A.G. Wollum II. 1981. Effect of high root Suhue and rhizobiumstrains on nodulation, nitrogen fixation, and growth of soybeans. SoilSci. Soc. Am. J. 45: 1113-1120.

Monson, E.K., M. Weinstein, G.S. Ditta, and D.R. Helinski. 1992. The FixL proteinof Rhizobium Meliloti can be seperated into a heme-binding oxygen-sensing domain and functional C-terminal kinase domain. Proc. Natl.Acad. Sci. USA 89: 4280-4284.

Monson, E.K., A.F. Lois, P.G. Agron, M. Weinstein, S.W. stanfield, G.S. Ditta,and D.R. Helinski. 1993. Ogxygen sensing by the Rhizobium melilotitwo-component regulatory system, FixLJ, p.405-410. In: R. Palacios, J.Mora and W.E. Newton (Eds.), new Horizons in nitrogen fixation.Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, The Netherlands.

Muns, D.N. and H.H. Keyser. 1981. Response of rhizobium strains to acid andaluminum stress. Soil Biol. Biochem. 13: 115-118.

Murphy, PJ., W Wexler, W Grzemski, J.P. Rao, and D. Gordon. 1995. Rhizopines-their role in symbiosis and competition. Soil Biol. Biochem. 27:525-529.

Osa-Afiana, L.O. and M. Alexander. 1979. Effect of moisture on the survival ofrhizobium in soil. Soil Sci. Soc. Am. J: 925-930.

Parkinson, J.S. and E.C. Kofoid. 1992. Communication modules in bacterialsignaling protein. Annu. Rev. Genet. 26: 71-112.

Patterson, T.G. and T.A. Larue 1983 Nitrogen fixation by soybeans: Sesonaland cultivar effects, and comparison of estimates. Crop Sci. 23: 488-492.

Pawar, N.B. and J.N. Ghulghule. 1978. Compatibility study of pesticides andrhizobium of gram (Cicer arietinum L.). Trop. Grain Leg. Bull. 11&12:40-42.

Pawirosemedi, M. 2000. Pengaruh pemberian belerang (S) dan inokulasiRhizobium pada Vertisol terhadap pertumbuhan dan produksi kedelai(Glycine max L.Merr) serta kadar hara N dab S daun indeks. Agrivita(Unibraw), 22(1): 58-63

Poupot, R, E. Martinez-Romero, and J.C. Prome. 1993. Nodulation factorsfrom Rhizobium trnpici are sulfated or nonsulfated chito-pentasaccharides containing an N- methyl-N- acettylglucosamineterminus. Biochemistry 32:10430-10435.

Preisig, O D. Anthamatten, and H. Hennecke. 1993. Genes for a micro-aerobically induced oxidase complex in Bradyrhizobium japonicumare essential for a nitrogen-fixing endosymbiosis. Proc. Natl. Acad.Sci. USA 90: 3309-3313.


Price, N.PJ., B. Relic, F. Talmont, A. Lewin, D. Prome, S.G. Pueppke, F. Macllet,J. Denarie, J.C. Prome, and WJ. Broughton. 1992. Broad-host-rangeRhizobium species strain NGR234 secretes a family of carbamoylated,and fucosylated, nodulation signals that are 0-acetylated or sulafated.Mol. Microbiol. 6:3575-3584.

Purwaningsih, S, S.H. Rahayu, Suciatmih, dan Kuntjoro. 2000. Pengaruhinokulasi bakteri rhizobium dan jamur mikoriza Vesikular-Arbuskular(MVA) terhadap pertumbuhan dan pembentukan polong kedelai var.Wilis. In: Gunawan et al. (Eds.). Prosiding Lokakarya Penelitian danPengembangan Produksi Kedelai di Indonesia, BPPT, Jakarta, 6-7Agustus 1996. Direktorat Teknologi Lingkungan BPPT: 141-144.

Qian, D., F.L. Allen, G. Stacey, and P.M. Greshoff. 1996. Plant genetic study ofrestricted nodulation in soybean. Crop. Sci. 36: 243-249.

Ranga Rao, V. 1977. Effect of root Suhue on the infection process andnodulation in Lous and Stylosanthes. J. Experimnt. Bot 103: 241-259.

Ravuri, V. and D.J. Hume 1992 Performance of a superior Bradyrhizobiumjaponicum and a selected Sinorhizobium fredii strain with soybeancultivars. Agron. J. 84: 1051-1056.

Relic, B. X. Perret, M. T Estrada-Garcia, J. Kopcinska, W Golinowski, H.B.Krichnan, S. G. Pueppke and W J. Broughton. 1994. Nod Factors ofRhizobium are a key to the legume door. Mol. Microbiol. 13:171-178.

Ridwan dan I. H. Basri. 1987. Pemupukan NPK dan inokulasi rhizobiumpada kedelai di tanah gambut dan podsolik bukaan baru. PemberitaanPenelitian Sukarami, (12): 24-27.

Rolfe, B.G. and PM. Gressholf. 1988. Genetic analysis of legume noduleinitiation. in Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 38:297-319.

Rumawas, A. dan F. Rumawas. 1988. Pengembangan inokulan Rhizobiumjaponicum untuk kedelai di Institut Pertanian Bogor. In: RisalahLokakarya Penelitian Penambatan Nitrogen secara Hayati padaKacang-kacangan, Bogor, 30-31 Agustus 1988: 147-156.

Sanjuan, J. P Grob, M. Gottfert, H. Hennecke and G. Stac:y. 1992. NooiW isessential for full expression of the common nodulation genes ofBradyrhizobium japonicum. Mol. Plant-Microbe interact. 7:364-369.

Savka, M.A and S.K Farrand. 1997. Modification of rhizobacterial populationsby engineering bacterium utilization of a novel plant-producedresource. Nature Biotechnol. 15:363-368.

Schultz, M., B. Quiclet-Sire, E. Kondorisi, H. Virelizier, J. N. Glushka, G. Endre,S. D. Gero and A. Kondorisi. 1992. Rhizobium meliloti produces afamily of sulfated lipo-oligosaccharids exhibiting different degrees ofplant host spesificity. Proc. NF-tl. Acad. Sci. USA 89:192-196.


Singleton, P. W. and J.W. Tavares 1986 Inoculation response of legumes inrelation to the nodule number and effectiveness of indigenousRhizobium population. Appl. Environ. Microbiol. 51:1013-1018.

Siswanto, B. 1997. Pengaruh inoculasi baketri Rhizobium terhadappertumbuhan dan produksi kedele pada pertanaman pertama dilahan perhutanan sosial KPH Mjokerto. Habitat 8: 25-31.

Smith, G. J. W Kijne and B. J. J. Lugtenberg. 1987. Involvement of both cellulosefibrils and a Ca-dependent adhesion in the attachment ofRhizobiumleguminosarum biovar viciae to pea root hair tips. J. Bacteriol.169:4294-4301.

Soedarjo, M., A.G. Manshuri, M.M. Adie and K. Ishiki. 2003a. Effectiveness ofcommercial rhizobial inocula on the growth and seed yield ofimproved soybean varieties on Alfisol in East Java. Jpn. J. Trop. Agr. 47:175-181.

Soedarjo, M., N. Saleh, T. Adisarwanto, D. Modar, A.G. Manshuri and K. Ishiki.2003b. Characterization and effectiveness of acid-tolerant rhizobiaisolated from nodules of soybean cultivated in Indonesia. Jpn. J. Trop.Agr. 47: 233-242.

Soedarjo, M. dan D. Sucahyono. 2005. Teknologi nodulasi dan kolonisasimikoriza pada tanaman kedelai di lahan kering masam. LaporanTahunan, Balitkabi, Malang.

Soedarjo, M., dan D. Sucahyono. 2006a. Estimasi densitas dan efektivitasrhizobium endogen lahan kering Alfisol pada tanaman kedelai, p:431-440. Dalam: Suharsono et al. (Eds.), Peningkatan ProduksiKacang-kacangan dan Umbi-umbian Mendukung KemandirianPangan. Puslitbangtan, Bogor.

Soedarjo, M., dan D. Sucahyono. 2006b. Pengembangan pupuk hayati dilahan kering masam. Laporan Tahunan, Balitkabi, Malang.

Soedarjo, M., Suryantini dan Didik Sucahyono. 2006c. Pengelolaan pupukN, pestisida, herbisida dan air untuk meningkatkan nodulasi danfungsi rhizobium pada tanaman kedelai di lahan sawah. LaporanTahunan Balitkabi, Malang.

Soedarjo, M. 1997. genetics of mimosine degradation by Rhizobium sp. strainTAL1145 that nodulates Leucaena spp. PhD. Dissertation, Dept.Microbiology of the University of Hawaii, 210 p.

Spaink, H.P., C.A. Wijffelman, E. Pees, R.J.H. Okker and B.J.J. Lugtenberg.1987. Rhizobium nodulation gene nodD as a determinant of hostspecificity. Nature (London) 328:337-340.


Stacey, G., S. Luke, J. Sanjuan, Z. Banfalvi, A.J. nieuwkoop, J.Y Chun and L.S.Folsberg. 1994. NodZ, a unique host specific nodulation gene isinvolved in the fuccsylation of the lipooligosaccharide nodulationsignal of Bradyrhizobium japonicum. J. Bacteriol. 176: 620-633.

Sumarno, N. Sunarlim, dan Y. Supriati. 1990. Peningkatan efesiensipenambatan nitrogen oleh bakteri Rhizobium japonicum. Dalam:Subandi, S. Sunarno dan A. Wijono (Eds.). Prosiding LokakaryaPenelitian Komoditas dan Studi Khusus, Bogor, 21-23 Agustus 1989.Badan Penelitian dan Pengembangan Pertanian, p. 281-295.

Sunarlim, N. 1991 Effect of nitrogen and Rhizobium inoculation on growthand yield of soybean in red-yellow podsolic soil. Penelitian Pertanian12: 116-118.

Sunarlim, N. 1991. Effect of nitrogen and Rhizobium inoculation on growthand yield of soybean in red-yellow podsolic soil. Penelitian Pertanian12: 116-118.

Supriati, Y. 1986. Pengaruh pestisida pada perlakuan benih kedelai terhadapkemampuan hidup dan aktivitas bakteri bintil akar (Bradyrhizobium).p. 85-92. Dalam Seminar Balittan Bogor tahun 1986. Balai PenelitianTanaman Bogor.

Suryantini dan T. Adisarwanto. 1990. Kajian interaksi takaran dan jenisinokulum terhadap hasil kedelai di lahan sawah. Risalah HasilPenelitian Tanaman Pangan. P.64-66.

Tepfer, D. A. Goldmann, N. Pamboukdjian, M. Maille, A. Lepingle, D. Chevalier,J. Denarie, and Rosenberg. 1988. A plasmid of Rhizohium meliloti 41encodes catabolism of two coumpounds from root exudate ofCalystegium sepium. J. Bacteriol. 170:1153-1161.

Thony, B., H.M. Fischer, D. Anthamatten, T. Bruderer, and H. Hennecke. 1987,The symbiotic nitrogen fixation regulatory operon (fixRnifA) ofBradyrhizobium japonicum is expressed aerobically and subject to anovel, nifA-independent type of activation. Nucleic Acids Res. 15: 8479-8499.

Thony, B., D. Anthamatten, and H. Hennecke. 1989. Dual control of theBradyrhizobium japonicum symbiotic nitrogen fixation regulatoryoperon fixRnifA: Analysis of cis and transacting elements. J. Bacteriol.171:4162-4169.

Vijn, L, L. das Neves, fL Van Kemmen, H. Fransen, and T. Bisseling. 1993. Nodfactors and nodulation in plants. Sci. 260:1764-1765.


Weaver, R.W. and L.R. Frederick. 1974. Effect of inoculum rate on competitivenodulation of gycine max (L) Merrill. II. Field studies. Agron. J. 66: 233-236.

Weber, D.F. and V.L. Miller. 1972. Effect of soil Suhue on Rhizobium japonicumserogroup distribution in soybean nodules. Agron. J. 64: 796-798.

Weinstein, M. A.F. lois, E.K. Monson, G.S. Ditta, and D.R. Helinski. 1992. Isolationof phosphorylation-deficient mutants of the Rhizobium meliloti two-component regulatory protein, FixJ. Mol Microbiol. 6:2041-2049.

Teknologi Rhizobium pada Tanaman...

Documents

Transcript of Teknologi Rhizobium pada Tanaman...