SENSITIVITAS METODE McMASTER DAN SELOFAN–

PERIANAL DALAM DIAGNOSIS CACING KREMI

(Fam. Oxyuridae) PADA MENCIT (Mus musculus)

EVA CHAROLINA LIENG KOBUN

FAKULTAS KEDOKTERAN HEWAN

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

BOGOR

2017

PERNYATAAN MENGENAI SKRIPSI DAN

SUMBER INFORMASI SERTA PELIMPAHAN HAK CIPTA

Dengan ini Saya menyatakan bahwa skripsi berjudul Sensitivitas Metode

McMaster dan Selofan–Perianal dalam Diagnosis Cacing Kremi (Fam. Oxyuridae)

pada Mencit (Mus musculus) adalah benar karya Saya dengan arahan dari Komisi

Pembimbing dan belum diajukan dalam bentuk apa pun kepada perguruan tinggi

mana pun. Sumber informasi yang berasal atau dikutip dari karya yang diterbitkan

maupun tidak diterbitkan dari Penulis lain telah disebutkan dalam teks dan

dicantumkan dalam Daftar Pustaka di bagian akhir skripsi ini.

Dengan ini Saya melimpahkan hak cipta dari karya tulis Saya kepada Institut

Pertanian Bogor.

Bogor, Oktober 2017

Eva Charolina Lieng Kobun

NIM B04130191

ABSTRAK

EVA CHAROLINA LIENG KOBUN. Sensitivitas Metode McMaster dan Selofan–

Perianal dalam Diagnosis Cacing Kremi (Fam. Oxyuridae) pada Mencit

(Mus musculus). Dibimbing oleh ELOK BUDI RETNANI dan FADJAR SATRIJA.

Metode McMaster dan Metode Selofan–Perianal merupakan metode yang

umum digunakan untuk mendiagnosis telur cacing kremi pada mencit (Mus

musculus) melalui pemeriksaan mikroskopik telur cacing. Penelitian ini bertujuan

untuk menghitung sensitivitas Metode McMaster dan Selofan-Perianal dalam

mendeteksi telur cacing Syphacia obvelata dan Aspicularis tetraptera pada mencit.

Sebanyak 49 mencit yang digunakan dalam penelitian ini diinfeksi buatan dengan

telur infektif S. obvelata dan A. tetraptera. Pengumpulan sampel feses mencit

dilakukan pada malam hari selama empat hari berturut-turut. Analisis koprologik

dilakukan secara kuantitatif menggunakan metode McMaster dan semi-kuantitatif

menggunakan metode selofan–perianal. Sensitivitas Metode McMaster dan

Selofan–Perianal dihitung berdasarkan jumlah telur dari masing-masing metode

dan jumlah cacing dewasa hasil nekropsi. Hasil penelitian menunjukkan bahwa

sensitivitas metode McMaster dan metode Selofan–Perianal untuk mendiagnosis

cacing S. obvelata masing-masing sebesar 0% dan 86.36%, sedangkan sensitivitas

A. tetraptera sebesar 4.55% dan 9.09%.

Kata kunci: Aspiculuris tetraptera, McMaster, Selofan–Perianal, Syphacia obvelata

ABSTRACT

EVA CHAROLINA LIENG KOBUN. Sensitivity of McMaster and Selofan-

Perianal Methods to Diagnose Pinworms (Fam. Oxyuridae) on Mice

(Mus musculus). Supervised by ELOK BUDI RETNANI and FADJAR SATRIJA.

The McMaster and Selofan-Perianal methods are common microscopic

examination methods used to diagnose pinworm eggs in mice (Mus musculus). This

study was aimed to calculate the sensitivity of McMaster and Selofan-Perianal

methods in detecting eggs of Syphacia obvelata and Aspicularis tetraptera in mice.

A total of 49 mice were used in this research experimentally infected with S.

obvelata and A. tetraptera infective eggs. Individual fecal sampling of mice was

performed at night for four consecutive days. Coprological examination with

quantitative McMaster method and semi-quantitative Selofan-Perianal method

were performed. Sensitivity of McMaster and Selofan-Perianal methods were

calculated based on the number of eggs of each method and the number of post-

mortem adult worms counts. The results showed that the sensitivity of the McMaster

method and Selofan-Perianal method to diagnose S. obvelata were 0% and 86.36%,

respectively. Whereas sensitivity of the two methods to diagnose A. tetraptera

infection were 4.55% for the McMaster method and 9.09% for the Selofan-Perianal

method.

Keywords: Aspiculuris tetraptera, McMaster, Selofan-Perianal, Syphacia obvelata

Skripsi

sebagai salah satu syarat untuk memperoleh gelar

Sarjana Kedokteran Hewan

pada

Fakultas Kedokteran Hewan

SENSITIVITAS METODE McMASTER DAN SELOFAN–

PERIANAL DALAM DIAGNOSIS CACING KREMI

(Fam. Oxyuridae) PADA MENCIT (Mus musculus)

EVA CHAROLINA LIENG KOBUN

FAKULTAS KEDOKTERAN HEWAN

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

BOGOR

2017

PRAKATA

Puji dan syukur Penulis panjatkan kepada Tuhan Yang Maha Esa atas segala

karunia-Nya sehingga karya ilmiah ini berhasil diselesaikan. Tema yang dipilih

adalah cacing kremi pada mencit. Penelitian ini dilaksanakan sejak bulan Januari

sampai dengan April 2017 dengan judul Sensitivitas Metode McMaster dan

Selofan–Perianal dalam Diagnosis Cacing Kremi (Fam. Oxyuridae) pada mencit

(Mus musculus). Terima kasih Penulis ucapkan kepada Dr Drh Elok Budi Retnani,

MS selaku dosen pembimbing I dan pembimbing akademik, serta Drh Fadjar

Satrija, MSc, PhD selaku dosen pembimbing II atas segala bimbingan, nasihat, serta

dukungannya. Ucapan terima kasih juga Penulis sampaikan kepada Ibu Sri

Wahyuni yang sudah menerima Penulis bergabung dalam penelitian ini.

Terima kasih Penulis ucapkan kepada ayah dan ibu, serta seluruh keluarga,

atas segala doa dan kasih sayangnya. Terima kasih tidak lupa Penulis ucapkan

kepada Pemerintah Provinsi NTT selaku penyandang dana beasiswa selama

perkuliahan. Terima kasih juga Penulis ucapkan kepada Helena Amadea Bhena

yang telah menjadi rekan penelitian, serta teman-teman yang turut membantu

selama penelitian dan penyusunan skripsi.

Penulis menyadari bahwa dalam penulisan skripsi ini masih adanya

kesalahan, untuk itu kritik dan saran yang membangun sangat diharapkan Penulis.

Semoga karya ilmiah ini bermanfaat.

Bogor, Oktober 2017

Eva Charolina Lieng Kobun

DAFTAR ISI

DAFTAR TABEL ix

DAFTAR GAMBAR ix

PENDAHULUAN 1

Latar Belakang 1

Tujuan Penelitian 1

Manfaat Penelitian 2

TINJAUAN PUSTAKA 2

Mencit (Mus musculus) 2

Cacing Kremi (Fam. Oxyuridae) 2

METODE 4

Tempat dan Waktu 4

Alat dan Bahan 4

Prosedur Penelitian 4

HASIL DAN PEMBAHASAN 7

Sensitivitas Metode McMaster dan Metode Selofan-Perianal 7

Hubungan antara Jumlah Telur dan Jumlah Cacing Dewasa Syphacia obvelata 8

Hubungan antara Jumlah telur dan Jumlah Cacing Dewasa Aspiculuris

tetraptera 9

SIMPULAN DAN SARAN 10

Simpulan 10

Saran 11

DAFTAR PUSTAKA 11

RIWAYAT HIDUP 13

DAFTAR TABEL

1 Sensitivitas metode McMaster dan metode Selofan-Perianal 7

DAFTAR GAMBAR

1 Telur cacing Syphacia obvelata dan telur cacing Aspiculuris tetraptera 3 2 Bagian anterior Cacing Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera 4 3 Hubungan antara jumlah telur dan cacing dewasa Syphacia obvelata

menggunakan metode McMaster dan Selofan-Perianal 9 4 Hubungan antara jumlah telur dan cacing dewasa Aspiculuris tetraptera

menggunakan metode McMaster dan Selofan-Perianal 10

PENDAHULUAN

Latar Belakang

Ilmu kedokteran semakin berkembang dewasa ini. Hal ini mengakibatkan

pemanfaatan hewan sebagai obyek penelitian juga terus meningkat di antaranya

mencit (Mus musculus). Mencit memiliki beberapa keunggulan untuk dijadikan

sebagai hewan laboratorium. Berdasarkan aspek pemeliharaanya mencit mudah

ditangani karena tidak temperamental, mudah beradaptasi serta memiliki siklus

reproduksi pendek (Akbar 2010). Secara ekonomis hewan laboratorium ini relatif

murah. Jumlah anak mencit relatif banyak per kelahiran yaitu 6-15 ekor (Nugroho

dan Rahayu 2017). Menurut National Human Genome Research Institute (2000),

mencit memiliki keseragaman genetik dan mirip manusia.

Standar biosekuriti yang baik dalam pengelolaan hewan laboratorium mutlak

diperlukan untuk menghindari respon biologik yang menyimpang dari perlakuan

penelitian. Oleh karena itu, status kesehatan hewan laboratorium sebagai obyek

penelitian harus terjaga. Agen penyakit yang dapat menginfeksi mencit di antaranya

parasit, bakteri, virus maupun fungi (Baker 1998). Agen parasit yang sering

ditemukan menginfeksi mencit adalah cacing kremi (Fam. Oxyuridae) yaitu

Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera (Baker 2007).

Habitat dari masing-masing cacing kremi berbeda. Cacing dewasa S. obvelata

hidupnya di sekum sampai mencapai tahap perkembangbiakan, kemudian cacing

betina akan bermigrasi menuju anus untuk meletakkan telurnya di daerah perianal.

Habitat cacing A. tetraptera di kolon. Telur cacing A. tetaptera didepositkan di

dalam kolon dan keluar bersama feses (Anderson 2000). Jenis cacing ini juga dapat

digunakan sebagai cacing model dalam penelitian untuk menguji efektivitas

antelmintika (Zenner 1998). Berkaitan dengan itu, maka diperlukan protokol

diagnosis cacing kremi yang akurat untuk pengelolaan hewan laboratorium.

Gold standard dalam diagnosis cacing kremi adalah menemukan cacing

dewasa di dalam sekum maupun kolon inang definitif (Gerwin et al. 2017).

Perbedaan biologik cacing S. obvelata dan A. tetraptera menyebabkan perbedaan

pula pada teknik diagnosisnya. Diagnosis yang umum digunakan untuk

pemeriksaan antermortem adalah Selofan-Perianal (kualitatif) untuk S. ovbelata

dan flotasi sederhana atau McMaster (kuantitatif) untuk A. tetraptera.

Tujuan Penelitian

Penelitian ini bertujuan untuk menghitung sensitivitas metode McMaster dan

Selofan–Perianal dalam mendiagnosis infeksi cacing kremi (Syphacia obvelata dan

Aspiculuris tetraptera) pada mencit (Mus musculus). Disamping itu, penelitian ini

mencoba metode pemeriksaan semi–kuantitatif menggunakan teknik Selofan–

Perianal untuk mendiagnosis S. obvelata.

2

Manfaat Penelitian

Penelitian ini diharapkan dapat memberikan informasi mengenai tingkat

sensitivitas metode McMaster dan metode Selofan–Perianal untuk mendeteksi telur

cacing kremi (Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera) pada mencit (Mus

musculus).

TINJAUAN PUSTAKA

Mencit (Mus musculus)

Klasifikasi taksonomi Mus musculus menurut Besselsen (2004) sebagai

berikut:

Kingdom : Animalia

Filum : Chordata

Subfilum : Vertebrata

Kelas : Mamalia

Subkelas : Theria

Ordo : Rodensia

Subordo : Sciurognathi

Family : Muridae

Fubfamily : Murinae

Genus : Mus

Spesies : Mus musculus

Mencit (Mus musculus) adalah hewan pengerat (rodensia) yang mudah

berkembangbiak, mudah dipelihara dalam jumlah banyak, memiliki genetik yang

seragam dan mirip dengan manusia. Mencit adalah hewan laboratorium yang

digunakan untuk berbagai penelitian. Galur mencit yang sering digunakan dalam

penelitian adalah mencit albino Swiss (Swiss albino Mice) yang dibagi berdasarkan

sifat genetik dan sifat lingkungan hidupnya (Malole dan Pramono 1989). Mencit

dimasukkan dalam ordo rodensia karena memiliki sepasang gigi seri yang

berbentuk pahat dan sangat tajam yang senantiasa tumbuh terus (Sigit 2004).

Cacing Kremi (Fam. Oxyuridae)

Syphacia obvelata

Spesies Syphacia obvelata merupakan parasit kosmopolitan yang sering

menginfeksi mencit liar dan mencit laboratorium (Mus musculus). Infeksi

campuran sering terjadi antara Syphacia obvelata dengan Aspiculuris tetraptera

untuk menginfeksi inangnya (Wescott 1982).

Ukuran cacing S. obvelata betina lebih panjang yaitu 3.4-5.8 mm daripada

ukuran jantan yaitu 1.1-1.5 mm, keduanya memiliki servikal alae yang kecil, rongga

mulut yang sederhana dengan tiga bibir. Cacing jantan memiliki spikula yang

panjang dan sangat jelas. Posisi vulva cacing betina terletak di dekat ujung anterior

tubuh. Vulva betina berada di dekat ujung anterior tubuh. Telur S. obvelata

3

memiliki morfologi yang unik yaitu flat di salah satu sisi dan cembung di sisi

lainnya dengan ukuran telur S. obvelata sekitar 134×36 μm (Wescott 1982).

Inang definitif terinfeksi dengan menelan telur infektif. Telur menetas di

bagian usus halus kemudian migrasi ke dalam sekum dalam waktu 24 jam.

Selanjutnya larva menetap di dalam sekum hingga mencapai tahap dewasa. Cacing

betina yang telah gravid bermigrasi ke anus dan meletakkan telurnya di daerah

perianal dan menjadi infektif 5-20 jam setelah dideposit. Masa prepaten cacing S.

obvelata adalah 11-15 hari. Hewan yang usianya lebih muda (3-4 minggu) lebih

cenderung terinfeksi cacing S. obvelata dibandingkan A. tetraptera yang pertama

kali muncul ada mencit pada usia 5-6 minggu (Pritchett dan Johnston 2002).

Aspiculuris tetraptera

Aspiculuris tetraptera merupakan parasit Oxyurid yang bersifat kosmopolitan,

baik pada mencit liar maupun mencit laboratorium (Mehlhorn 2008). Ukuran

cacing betina lebih besar daripada cacing jantan, yakni 2.6-4.4 mm untuk cacing

betina dan 2.0-2.6 mm untuk cacing jantan. Cacing jantan maupun betina memiliki

servikal alae yang luas pada bagian tubuh anterior, rongga mulut yang sederhana,

dan tiga bibir, esofagus panjang berbentuk oval, dan ekor berbentuk kerucut.

Spikula cacing jantan lebih pendek dibandingkan spikula S. obvelata dan vulva

pada cacing betina terletak di bagian tengah tubuh cacing. Telur cacing berbentuk

lonjong di kedua sisinya dengan ukuran telur 90×41 𝜇m (Wescott 1982).

Infeksi telur A. tetraptera pada mencit terjadi secara oral, karena telur infektif

ikut tertelan bersama-sama dengan pakan. Telur yang tertelan kemudian menetas di

dalam usus bagian belakang dan larva bermigrasi ke kripta colon. Larva tersebut

menjadi cacing dewasa, jantan 20 hari dan betina 23 hari setelah infeksi. Masa

prepaten A. tetraptera adalah 21-25 hari (Anderson 2000).

Gambar 1 Telur cacing Syphacia obvelata 100× (A) dan (B) sumber gambar (B):

DORA (2013), telur cacing Aspiculuris tetraptera 100× (C) dan (D) sumber

gambar (D): DORA 2013

A

B

C D

4

Gambar 2 Bagian anterior Cacing Syphacia obvelata (A) DORA (2013) dan

Aspiculuris tetraptera (B) (perbesaran 100×)

A.Servikal alae kurang berkembang

B.Servikal alae lebar dan berkembang

METODE PENELITIAN

Tempat dan Waktu

Pengumpulan sampel feses mencit dilakukan di kandang mencit Unit

Pengelolaan Hewan Laboratorium (UPHL) dan pemeriksaan feses dilakukan di

Laboratorium Helmintologi Divisi Parasitologi dan Entomologi Kesehatan,

Departemen Ilmu Penyakit Hewan dan Kesehatan Masyarakat Veteriner (IPHK),

Fakultas Kedokteran Hewan Institut Pertanian Bogor. Penelitian ini dilaksanakan

pada Januari hingga April 2017.

Alat dan Bahan

Alat yang digunakan adalah botol kaca ukuran sedang, pinset, sarung tangan,

mikroskop cahaya, kamar hitung McMaster, saringan teh, senduk teh, gelas ukur,

gelas obyek dan gelas penutup, timbangan, cawan petri, tabung reaksi, selotip

bening, lemari pendingin, pipet plastik, satu set peralatan bedah, dan kamera digital.

Bahan yang digunakan adalah 49 mencit putih (Mus musculus) jantan strain

ddY berumur 4 minggu dengan berat badan 22-30 g yang diperoleh dari Badan

Pengawas Obat dan Makanan (BPOM) Jakarta, telur infektif Syphacia sp. dan

Aspiculuris sp., sekam, pakan mencit, aquades, air, dan larutan pengapung (larutan

gula-garam jenuh 50%) serta ketamine 10% dan xylazin 2%.

Prosedur Penelitian

Penyediaan dan Aklimatisasi Hewan Coba

Sebanyak 49 mencit putih (Mus musculus) jantan strain ddY diperoleh dari

Badan Pengawas Obat dan Makanan (BPOM) Jakarta dan selama penelitian

dipelihara di Unit Pengelolaan Hewan Laboratorium (UPHL) FKH IPB. Hewan

A B

5

coba terlebih dahulu dibagi menjadi 3 kelompok berdasarkan rataan berat badan

dimasukan ke dalam bak plastik yang telah diberi label. Sebelum perlakuan hewan

coba diaklimatisasi selama 2 minggu. Selama tahap aklimatisasi hewan coba

diberikan pakan dan minum ad libitum dan penggantian sekam 2 kali seminggu.

Penyediaan Telur Infektif Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera Telur infektif Aspiculuris sp. dan Syphacia sp. diperoleh dari cacing betina

dewasa yang dikumpulkan dari mencit donor yang terinfeksi secara alami. Mencit

donor dieutanasia dengan menyuntik kombinasi ketamin dan xylazin dengan dosis

berturut-turut yakni 100 mg/kg BB dan 10-15 mg/kg BB secara intramuskular atau

intraperitoneal (Plumb dan Pharm 2004). Seluruh saluran pencernaannya

dikeluarkan, bagian sekum dan kolon dipisahkan kemudiaan dibuka lumennya

secara longitudinal. Cacing betina dewasa S. obvelata dan A. tetraptera

dikumpulkan di dalam cawan petri berisi NaCl fisiologis. Cacing betina digerus

menggunakan penggerus hipofise. Suspensi gerusan cacing ditetesi sedikit demi

sedikit dengan NaCl fisiologis, selanjutnya ditampung dalam tabung reaksi

(Bazzano et al. 2002).

Infeksi Telur Infektif Cacing Syphacia obvelata. dan Aspiculuris tetraptera

pada Mencit

Mencit diinfeksi per oral dengan dosis sejumlah 100 telur infektif setiap

mencit. Infeksi dilakukan menggunakan sonde lambung, selanjutnya mencit di

kandangkan individual sampai pemeriksaan telur cacing dalam feses.

Pengumpulan Sampel Feses

Penampungan feses mencit dilakukan pada malam hari selama empat hari

berturut-turut setelah pengobatan. Sampel feses diperoleh dengan pengambilan

feses secara sistematis mengikuti jalur penomoran atau label yang telah ditentukan.

Feses disimpan dalam kantung plastik kecil dan diberi keterangan pada label berupa

nomor mencit yang diamati dan waktu pengambilan (hari, tanggal), kemudian

disimpan dalam lemari pendingin sampai dilakukan pemeriksaan koprologik.

Pemeriksaan Tinja Metode McMaster

Penghitungan jumlah telur tiap gram tinja (TTGT) dilakukan menggunakan metode

McMaster yang diperkenalkan oleh Gordon (1973) dan Whitlock (1948), yaitu

dengan menggunakan kamar hitung McMaster (Whitlock 1948; Candra et al. 2008).

Sebanyak 1 gram feses dilarutkan ke 29 ml larutan gula-garam jenuh dengan total

volume larutan campuran 30 ml, selanjutnya dihomogenkan dan disaring

menggunakan saringan teh dan segera dimasukkan ke dalam kamar hitung

McMaster menggunakan pipet plastik kemudian dibiarkan selama 5 menit sebelum

dilakukan pengamatan dan perhitungan telur dengan mikroskop dengan perbesaran

100×. Telur yang teramati dalam kamar hitung kemudian dihitung untuk

mengetahui jumlah telur tiap gram (TTGT). Nilai TTGT diperoleh dengan rumus:

6

TTGT = 𝑛𝑥𝑉𝑡

𝑉𝑘𝑥𝐵𝑡

Pemeriksaan Tinja Metode Selofan–Perianal

Selofan transparan dengan ukuran panjang dan lebar 1.8×1.7 cm yang telah

diberi tanda berupa lingkaran dengan diameter 30 mm disiapkan untuk pemeriksaan

metode Selofan–Perianal. Pengumpulan spesimen telur cacing dilakukan dengan

cara merekatkan selofan transparan tepat di bagian yang bertanda persegi di bagian

perianal. Selofan hasil penempelan perianal ditempelkan pada gelas obyek

kemudiaan diamati secara mikroskopik dengan perbesaran 100× untuk mengetahui

ada tidaknya telur cacing. Akurasi pemeriksaan ini mencapai 90% apabila

dilakukan tiga hari berturut-turut (CDC 2012).

Pengumpulan dan Penghitungan Cacing Hasil Nekropsi

Mencit dieutanasia menggunakan kombinasi anestetikum ketamin-xylazin

100 mg/kg BB dan 10-15 mg/kg BB dengan rute intramuskular (Plum dan Pharm

2004), selanjutnya mencit dinekropsi untuk mengeluarkan dan memisahkan bagian

saluran pencernaan (sekum dan kolon). Cacing kremi dikeluarkan dan dikumpulkan

kemudian diidentifikasi secara mikroskopik menurut Bazzano et al. (2002) dan

dihitung berdasarkan jenisnya.

Analisis Data

Pengitungan sensitivitas Metode McMaster dan Selofan–Perianal dilakukan

terhadap gold standard diagnosis cacing kremi yaitu cacing yang ditemukan dalam

sekum atau kolon. Oleh karena itu, data jumlah telur tiap gram tinja pada metode

McMaster dan Selofan–Perianal hanya menggunakan data mencit yang

mengandung cacing Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera dewasa yaitu

sebanyak 22 ekor. Data korelasi dianalisis menggunakan software SPSS.

Keterangan:

Vt = Volume sampel total

Vk= Volume kamar hitung (0.3 ml)

Bt = Berat tinja

n = Jumlah telur dalam kamar hitung

7

HASIL DAN PEMBAHASAN

Sensitivitas Metode McMaster dan Selofan–Perianal dalam Diagnosis Cacing

Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera

Beberapa jenis cacing kremi (Fam. Oxyuridae) pada hewan rodensia memiliki

biologi yang berbeda terutama cara dan tempat cacing betina meletakkan telur. Oleh

karena itu, diagnosis cacing kremi tidak seperti lazimnya nematoda saluran

pencernaan yang lain. Teknik pemeriksaan tinja secara kuantitatif tidak dapat

dilakukan pada semua jenis cacing kremi. Penghitungan sensitivitas teknik

diagnosis perlu dilakukan sebelum menetapkan rancangan protokol terutama dalam

penggunaan teknik koprologik. Tingkat sensitivitas metode McMaster dan metode

Selofan–Perianal dalam mendeteksi adanya telur S. obvelata dan A. tetraptera pada

penelitian ini disajikan pada Tabel 1.

Tabel 1 Sensitivitas metode McMaster dan Selofan–Perianal dalam menghitung

telur Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera

Metode

Jenis Cacing

Syphacia obvelata

(%)

Aspiculuris tetraptera

(%)

McMaster 0 4.55

Selofan–Perianal 86.36 9.09

Hasil penelitian menunjukkan bahwa tingkat sensitivitas metode Selofan–

Perianal sangat tinggi (86.36%) dibandingkan dengan metode McMaster yang sama

sekali tidak sensitif (0%). Uji sensitivitas menunjukkan kemampuan kedua metode

untuk memperlihatkan hasil positif deteksi telur S. obvelata pada mencit. Semakin

sensitif suatu metode maka semakin baik digunakan untuk mendeteksi telur cacing

S. obvelata. Menurut penelitian Hill et al. (2009) diperoleh nilai sensitivitas metode

Selofan–Perianal sebesar 85.5%. Tingginya nilai sensitivitas metode Selofan–

Perianal disebabkan banyaknya jumlah nilai positif sejati adanya telur cacing dan

adanya cacing S. obvelata. pada saat mencit dinekropsi. Sensitivitas metode

Selofan–Perianal juga dipengaruhi oleh cara bertelur cacing S. obvelata. Cacing S.

obvelata. betina mendeposit telurnya di perianal mencit, dengan demikian telur

mudah dideteksi menggunakan metode Selofan–Perianal (Danneman et al. 2013).

Menurut CDC (2012), Selofan–Perianal harus direkatkan dengan tekanan yang

sama sehingga telur cacing dapat terisolasi. Waktu untuk melakukan Selofan–

Perianal lebih tepat pada malam hari, karena telur akan diletakkan di perianal oleh

cacing betina pada malam hari.

Nilai sensitivitas 0% pada metode McMaster menunjukkan metode tersebut

tidak sensitif dalam mendeteksi telur cacing S. obvelata Penggunaan metode

McMaster sangat jarang atau bahkan tidak dianjurkan untuk digunakan dalam

mendeteksi telur cacing S. obvelata (Gerwin 2017). Metode McMaster merupakan

salah satu metode kuantitatif untuk menduga derajat infeksi. Pemeriksaan

8

menggunakan metode McMaster sesuai dengan jenis cacing yang mengeluarkan

telur bersama feses (Whary et al. 2015).

Cacing Aspiculuris tetraptera merupakan cacing kremi yang umum pada

pencernaan mencit selain Syphacia obvelata (Lorcheim 2013). Telur cacing A.

tetraptera juga dapat dideteksi menggunakan metode McMaster dan metode

Selofan–Perianal seperti halnya cacing S. obvelata. Hasil Perhitungan nilai

sensitivitas masing-masing metode disajikan pada Tabel 1. Hasil penghitungan

menunjukkan bahwa tingkat sensitivitas baik metode McMaster maupun metode

Selofan–Perianal untuk mendeteksi telur cacing A. tetraptera. yang diperoleh

secara berturut-turut sebesar 4.55% dan 9.09%. Nilai sensitivitas dari masing-

masing metode menunjukkan jumlah nilai negatif palsu yang tinggi. Hal ini

dikarenakan bahwa pada saat pemeriksaan telur dengan menggunakan kedua

metode hasilnya negatif tetapi setelah dinekropsi ditemukan cacing dewasa dalam

sekum dan kolon.

Cacing A. tetraptera betina meletakan telurnya di kolon pada lapisan mukosa

usus dan akan diekskresikan bersama dengan feses ke lingkungan (Danneman et al.

2013), sehingga metode McMaster lebih akurat digunakan untuk mendeteksi telur

A. tetraptera. Namun, hasil yang diperoleh pada Tabel 1 menunjukan tingkat

sensitivitas dari metode McMaster lebih rendah dibandingkan metode Selofan–

Perianal. Hal ini disebabkan cacing A. tetraptera. memiliki masa prepaten yang

panjang dan juga telur cacing A. tetraptera tidak sekaligus dikeluarkan bersama

feses tetapi secara bertahap sehingga sulit untuk mendeteksi telurnya (Danneman

et al. 2013). Metode McMaster kurang sensitif terutama pada jumlah telur yang

rendah (Mes 2003). Deposit telur oleh cacing A. tetraptera betina tidak selalu pada

waktu yang sama namun jumlah telur paling banyak dikeluarkan bersama feses

pada pagi hari (Danneman et al. 2013). Nilai sensitivitas cacing A. tetraptera

dengan metode Selofan–Perianal pada Tabel 1 sangat rendah dibandingkan dengan

penelitian yang dilakukan oleh Effler et al. (2008) diperoleh nilai sensitivitas

metode Selofan–Perianal sebesar 20%, hal ini menunjukan bahwa metode Selofan–

Perianal tidak sensitif untuk mendeteksi telur A. tetraptera. Penggunaan metode

Selofan–Perianal lebih akurat digunakan untuk mendiagnosa telur cacing yang

diletakan di daerah perianal (CRL 2015). Menurut Pritchet dan Johnston (2002), A.

tetraptera tidak meletakkan telurnya di daerah perianal tetapi di kolon pada mukosa

usus sehingga sulit untuk dideteksi menggunakan metode Selofan-Perianal. Cacing

A. tetraptera mempunyai siklus hidup yang relatif lebih lama dari cacing S. obvelata

yakni 23-25 hari dan 11-15 hari. Selain itu, jumlah telur yang dihasilkan oleh cacing

A. tetraptera lebih sedikit dibandingkan cacing S. obvelata. Cacing A. tetraptera

menghasilkan sebanyak 17 telur per betina per hari sedangkan S. obvelata sebanyak

350 telur per betina per hari (Pritchet dan Johnston 2002). Hal ini mempengaruhi

sensitivitas suatu metode dalam mendeteksi telur A. tetraptera.

Hubungan antara Jumlah Telur dan Cacing Dewasa Syphacia obvelata

Menggunakan Metode McMaster dan Selofan–Perianal

Jumlah telur S. obvelata hasil pemeriksaan menggunakan metode McMaster

dan jumlah cacing S. obvelata dewasa menunjukkan hubungan yang negatif

(koefisien korelasi = -0.10) disajikan pada Gambar 3a.

9

Gambar 3 Hubungan antara jumlah telur dan cacing dewasa Syphacia obvelata

menggunakan metode (A) McMaster dan (B) Selofan-Perianal

Hal ini menunjukkan bahwa korelasi antara variabel jumlah cacing dewasa

dan jumlah telur cacing S. obvelata sangat lemah. Hubungan yang lemah antara

jumlah telur cacing dan jumlah cacing S. obvelata dewasa hasil pemeriksaan tinja

dengan metode McMaster dipengaruhi cara bertelur cacing S. obvelata. Telur

cacing S. obvelata tidak dikeluarkan bersama feses tetapi telurnya diletakkan di

perianal oleh cacing betina, sehingga telur sulit dideteksi menggunakan metode

McMaster (Danneman et al. 2013). Penggunaan metode Selofan–Perianal lebih

akurat digunakan dalam mendeteksi telur cacing yang diletakkan di daerah perianal

(CRL 2015).

Hasil korelasi yang sama juga ditunjukkan antara jumlah telur cacing hasil

pemeriksaan menggunakan metode Selofan–Perianal dengan cacing dewasa S.

obvelata menunjukkan hubungan yang negatif (koefisien korelasi = –0.02) disajikan

pada Gambar 3b.

Hasil analisis ini menunjukkan bahwa jumlah telur yang terdeteksi dengan

metode Selofan–Perianal tidak dapat digunakan sebagai penduga jumlah cacing

dewasa dalam saluran pencernaan. Penggunaan metode Selofan–Perianal lebih

akurat digunakan untuk mendeteksi telur cacing yang diletakkan di daerah perianal

(CRL 2015). Sebaiknya hanya jumlah cacing betina yang digunakan sebagai

peubah, sedangkan pada penelitian menghitung total jumlah cacing dewasa S.

obvelata pada hasil nekropsi.

Hubungan antara Jumlah Telur dan Cacing Dewasa Aspiculuris tetraptera

Menggunakan Metode McMaster dan Selofan–Perianal

Jumlah telur cacing menggunakan metode McMaster dan jumlah cacing

dewasa A. tetraptera menggunakan metode Selofan–Perianal hasil nekropsi

menunjukkan hubungan yang positif (koefisien korelasi = 0.79) disajikan pada

Gambar 4. Hasil korelasi ini menunjukkan bahwa jumlah telur hasil pemeriksaan

berbanding lurus dengan jumlah cacing dewasa.

0

5

10

15

0 5 1 0

JUM

LA

H C

AC

ING

JUMLAH TELUR

A

0

5

10

15

0 5 1 0JUM

LA

H C

AC

ING

JUMLAH TELUR

B

10

Gambar 4 Hubungan antara jumlah telur dan cacing dewasa Aspiculuris tetraptera

menggunakan metode (A) McMaster dan (B) Selofan-Perianal

Hal ini menunjukkan bahwa semakin banyak jumlah cacing A. tetraptera

dewasa, maka semakin banyak juga jumlah telur cacing A. tetraptera yang

dikeluarkan. Metode McMaster merupakan salah satu metode koprologik yang

menggunakan sampel feses untuk pemeriksaan telur cacing. Menurut Danneman et

al. (2013), cacing A. tetraptera betina meletakkan telurnya di kolon pada lapisan

mukosa usus dan diekskresikan bersama dengan feses ke lingkungan, sehingga

metode McMaster sangat akurat digunakan untuk pemeriksaan kuantitatif dalam

diagnosis infeksi A. tetraptera.

Hasil korelasi yang sama juga ditunjukkan antara jumlah telur cacing dengan

jumlah cacing dewasa A. tetraptera menggunakan metode Selofan–Perianal

(koefisien korelasi = 0.79) disajikan pada Gambar 4. Hal ini menunjukkan bahwa

jumlah telur hasil Selofan–Perianal berbanding lurus dengan jumlah cacing dewasa

hasil nekropsi. Hasil penghitungan ini masih perlu banyak dipelajari lebih lanjut

karena cacing A. tetraptera betina meletakkan telurnya di kolon pada lapisan

mukosa usus dan akan dikeluarkan bersama dengan feses ke lingkungan

(Danneman et al. 2013). Oleh karena itu, diagnosis infeksi A. tetraptera dengan

pemeriksaan feses secara kuantitatif lebih akurat menggunakan metode McMaster.

SIMPULAN DAN SARAN

Simpulan

Sensitivitas Metode McMaster dan Metode Selofan–Perianal dalam

mendeteksi telur cacing Syphacia obvelata berturut-turut sebesar 0% dan 86.36%.

Adapun sensitivitas metode yang sama dalam mendeteksi telur cacing Aspiculuris

tetraptera berturut-turut sebesar 4.55% dan 9.09%. Tidak ada hubungan antara

jumlah telur cacing hasil pemeriksaan feses dengan jumlah cacing S. obvelata

dewasa, sedangkan jumlah telur dengan jumlah cacing A. tetraptera dewasa

berbanding lurus.

0

50

100

150

0 5 0 0 1 0 0 0 1 5 0 0

JUM

LA

H C

AC

ING

JUMLAH TELUR

A

0

50

100

150

0 5 1 0

JUM

LA

H C

AC

ING

JUMLAH TELUR

B

11

Saran

Perlu dilakukan penelitian menggunakan infeksi tunggal Syphacia obvelata

atau Aspiculuris tetraptera serta menggunakan data cacing betina.

DAFTAR PUSTAKA

Akbar B. 2010. Tumbuhan dengan Kandungan Senyawa Aktif yang Berpotensi

sebagai Bahan Antifertilitas. Jakarta (ID): Adabia Press.

Anderson RC. 2000. Nematode Parasites of Vertebrates: Their Development and

Transmission. Ed ke-2. New York (US): CABI Publishing.

Baker DG. 1998. Natural pathogens of laboratory mice, rats, and rabbits and their

effects on research. Clin Microbiol Rev. 11(2): 231-266.

Baker DG. 2007. Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. Ed ke-2. Ames (US):

Blackwell Publishing.

Bazzano T, Restel TI, Pinto RM, Gomes DC. 2002. Patterns of infection with the

Nematodes Syphacia obvelata and Aspiculuris tetraptera in conventionally

maintained laboratory mice. Mem Inst Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro. 97(6):

847-853.

Besselen DG. 2004. Biology of Laboratory Rodent [Internet]. [diunduh 2017 Mei

2].Tersedia pada:

http://www.ahsc.Arizona.edu/uac/notes/Home/MIC443Index.shtml.

Candra AA, Ridwan Y, Retnani EB. 2008. Potensi anthelmintik akar tanaman putri

malu (Mimosa pudica) terhadap Hymenolepis nana pada mencit. Media

Peternakan. 31(1):29-35.

[CRL] Charles Rivers Laboratories. 2015. Pinworm: Syphacia obvelata, S. muris,

Aspiculuris tetraptera. Charles Laboratories International Inc.

[CDC] Centers for Disease Control. 2012. The Yellow Book. New York (US):

Oxford University Pr.

Danneman PJ, Suckow MA, Brayton CF. 2013. The Laboratory Mouse. Ed ke-2.

Boca Raton (US): CRC Pr.

[DORA] Diseases of Research Animals. 2013. Pinworms. University of Missouri.

Effler JC, Davis JMH, Erwin JG, Cartner SC, Schoeb TR. 2008. Comparison of

methods for detection of pinworms in mice and rats. Lab Anim. 37.

Gerwin MG, Rodolfo JRA, Elyn RR, Michelle LL, Ken SH, Neil SL. 2017.

Evaluations of traditional and contemporary methods for detecting Syphacia

ovbelata and Aspiculuris tetraptera in laboratory mice. J Am Assoc Lab Anim

Sci. 56(1):32-41.

Gordon H. 1973. Epidemiology and control of gastrointestinal nematodes of

ruminants. In: Brandly CA & Cornelius CE (eds). Advances in Veterinary

Science and Comparative Medicine. 17:395-437. New York (US) & London

(UK): Academic Pr.

Hill WA, Randolph MM, Mandrell TD. 2009. Sensitivity of perianal tape

impressions to diagnose pinworm (Syphacia spp.) infections in rats (Rattus

norvegicus) and mice (Mus musculus). J Am Assoc Lab Anim Sci. 48(4): 378–

380.

12

Lorcheim K. 2013. The clinical and environmental treatment of pinworm and their

eggs. Lab Anim Scie Prof. 58-61.

Malole M dan Pramono CS. 1989. Penggunaan hewan Percobaan di Laboratorium.

Departemen Pendidikan dan Kebudayaan. Bogor (ID): IPB.

Mehlhorn H. 2008. Encyclopedia of Parasitology. Ed ke-3. New York (US):

Springer-Verlag.

Mes THM. 2003. Technical variability and required sample size of helminth egg

isolation prosedurs. Veterinary Parasitology. 115: 311-320.

[NHGRI] National Human Genome Research Institute. 2000. Mouse Sequencing

Consortium. Bethesda, Marylend (US): National Human Genome Research

Institute.

Nugroho ED, Rahayu DA. 2017. Pengantar Teori dan Aplikasi Bioteknologi.

Yogyakarta (ID): Deepublish.

Plum DC, Pharm D. 2004. Plum’s Veterinary Drug Handbook. Ed ke-5. USA (US):

Blackwell Publishing Ltd. p 631-634; 975-977.

Pritchett KR, Johnston NA. 2002. A review of treatment for the eradication of

pinworm infection from laboratory rodent colonies. Contemporary Topics.

41(2): 36-46.

Sigit K. 2004. Klasifikasi dan Filogeni dalam Bahan Kuliah Biologi Hewan.

Bagian Anatomi Departemen Anatomi. Bogor (ID): FKH IPB.

Wescott RB. 1982. The Mouse in Biomedical Research. Foster HL, J David S,

James GF, editor. New York (US): Academic Pr.

Whary MT, Baumgarth N, Fox JG, Barthold SW. 2015. Laboratory Animal

Medicine. Ed ke-3. California (US): Elsevier Inc.

Whitlock HV. 1948. Some modification of the Mcmaster helminth egg-counting

technique and apparatus. J Counc Scien Indust Resear. 21: 117-180

Zenner L. 1998. Efective eradication of Pinworms (Syphacia muris, Syphacia

obvelata and Aspiculuris tetraptera) from a rodent breeding colony by oral

anthelmintic therapy. Lab Anim Ltd. 32(10): 337-342

13

RIWAYAT HIDUP

Penulis dilahirkan di Atawai Kab. Lembata, Nusa Tenggara Timur pada

tanggal 28 Mei 1994 dari ayah Hendrikus Nepa Kobun dan ibu Luhung Ncau.

Penulis merupakan anak ketiga dari empat bersaudara. Pendidikan formal Penulis

sampai tingkat menengah akhir di SMA Negeri 2 Nubatukan Lewoleba pada tahun

2012. Pada tahun 2013 Penulis diterima di Fakultas Kedokteran Hewan Institut

Pertanian Bogor (FKH IPB) melalui jalur Beasiswa Utusan Daerah (BUD). Selama

menjadi mahasiswa, penulis mengikuti organisasi mahasiswa di antaranya anggota

Himpunan Minat dan Profesi Ruminansia FKH IPB, Gita Klinika FKH IPB, UKM

voli IPB, Koorma Keluarga Mahasiswa Katolik IPB (KEMAKI), dan Organisasi

Mahasiswa Daerah Nusa Tenggara Timur (NTT).