Penuntun Praktikum Patologi Klinik-blok 13 Th.2015

PENUNTUN PRAKTIKUM PATOLOGI KLINIK

FAKULTAS KEDOKTERAN UNIVERSITAS SRIWIJAYA

BLOK 13

INDIKATOR LABORATORIUM DAN SELULER STRES

NAMA : ........................................

NIM : ........................................

SEMESTER : ........................................

BAGIAN PATOLOGI KLINIK

FAKULTAS KEDOKTERAN UNSRI

PALEMBANG

2015

FLEBOTOMI 1. Flebotomi Vena Pada orang dewasa biasanya dipakai salah satu vena dalam fossa cubiti (daerah lipatan siku) misalnya v. mediana cubiti. Pada bayi dapat dipakai vena jugularis superficialis atau darah dari sinus sagittalis superior. Cara:

a. bersihkanlah kulit tempat darah akan diambil dengan kapas alkohol 70% dan biarkanlah sampai menjadi kering lagi.

b. Pasanglah ikatan pembendung pada lengan atas di sebelah atas tempat yang akan diambil darahnya dan mintalah orang itu mengepal dan membuka tangannya berkali-kali agar vena jelas terlihat. Pembendungan vena tidak perlu terlalu erat, secukupnya saja untuk menonjolkan vena agar terlihat.

c. Tegangkanlah kulit di atas vena itu dengan jari-jari tangan kiri supaya vena tidak dapat bergerak

d. Tusuklah kulit sampai jarum masuk ke dalam lumen vena kemudian lepaskan atau renggangkan pembendungan. Secara perlahan-lahan tarik pengisap semprit sampai jumlah darah yang dikehendaki didapat

e. Lepaskan pembendungan jika masih terpasang f. Taruhlah kapas steril di atas tempat tusukan dan tariklah jarum dengan gerakan

searah g. Mintalah orang tersebut untuk menekan tempat tusukan tersebut dengan kapas tadi

hingga darah tidak keluar lagi h. Lepaskan jarum dari semprit dan alirkanlah (jangan semprotkan) darah ke dalam

wadah atau tabung yang tersedia melalui dindingnya secara perlahan-lahan, hindarilah jangan sampai terjadi buih

2. Flebotomi Kapiler Pada orang dewasa darah kapiler diambil di ujung jari atau anak daun telinga, pada bayi dan anak kecil boleh juga diambil di tumit atau ibu jari kaki.

a. Bersihkanlah daerah yang akan diambil darahnya dengan alkohol 70% dan biarkan sampai kering lagi

b. Peganglah bagian yang akan ditusuk supaya tidak bergerak dan tekan sedikit supaya rasa nyeri berkurang

c. Tusuklah dengan cepat memakai lanset steril. Pada jari tusuklah dengan arah tegak lurus pada garis-garis sidik kulit jari, jangan sejajar dengan itu. Bila memakai anak daun telinga tusuklah pinggirnya, jangan sisinya. Tusukan harus cukup dalam supaya darah mudah keluar, jangan sampai menekan-nekan jari atau telinga untuk mendapat cukup darah. Darah yang diperas keluar semacam itu telah bercampur dengan cairan jaringan sehingga menjadi encer dan menyebabkan kesalahan.

d. Buanglah tetes darah pertama yang keluar dengan menggunakan kapas, tetes darah berikutnya boleh dipakai untuk pemeriksaan.

PRAKTIKUM 1 PEMERIKSAAN HEMOGLOBIN METODE SAHLI Prinsip: Darah ditambah asam (HCL 0,1 N) akan membentuk asam hematin yang

berwarna coklat. Warna coklat yang terbentuk dibandingkan dengan warna standar.

Bahan pemeriksaan: Darah kapiler atau darah vena dengan antikoagulan EDTA. Alat dan reagen:

1. Hemoglobinometer Sahli 2. HCL 0,1 N 3. aquadest.

Cara pengambilan darah kapiler (perifer):

Ujung jari atau lateral tumit (untuk bayi) didesinfeksi dengan kapas alkohol 70%

Biarkan kering

Tusuk dengan lanset ± 3 mm, penusukan tegak lurus dengan garis kulit

Darah yang pertama keluar (tanpa ditekan) dibersihkan dengan kapas kering steril

Cara kerja:

1. Masukkan 5 tetesHCl 0,1 N ke dalam tabung Sahli

2. Isap 20 l darah dengan pipet Sahli, bersihkan darah yang menempel pada bagian luar pipet.

3. Masukkan darah tersebut dengan hati-hati ke dalam tabung Sahli yang sudah berisikan HCl 0,1 N.

4. Bilas darah dalam pipet dengan cara menghisap dan mengeluarkan HCl 0,1 N beberapa kali.

5. Biarkan 4 menit agar hemoglobin berubah menjadi asam hematin. 6. Encerkan larutan dengan aquadest tetes demi tetes, sambil dikocok tiap kali

menembahkan aquadest, sampai warna larutan sama dengan warna standar (pembanding).

7. Hasil harus dibaca dalam waktu 5 menit 8. Tinggi bagian bawah meniskus menunjukkan kadar hemoglobin (g/dl)

Kerugian metode ini:

1. Kurang teliti, kesalahannya besar. 2. Warna asam hematin yang terbentuk tak stabil. 3. Warna standar dapat berubah dalam beberapa bulan. 4. Tabung yang dipakai tidak selalu sama isinya. 5. Kalibrasi pada tabung sangat rapat 6. Jumlah darah yang dipakai sedikit sekali sehingga kelebihan/kekurangan sedikit

saja, sudah menyebabkan kesalahan besar. Syarat-syarat:

1. Pada waktu menghisap darah dengan pipet Sahli, kolom darah tidak boleh berisi gelembung-gelembung udara.

2. pemeriksaan dilakukan dalam kamar yang terang/cahaya siang hari.

Membersihkan alat-alat:

1. sesudah dipakai, alat dicuci dengan air lalu dibilas dengan aquadest kemudian keringkan dengan kain yang tersedia.

2. pipet dibersihkan berturut-turut dengan: a. aquadest b. aseton c. ether atau alkohol

3. keringkan dengan air pengering 4. alat dalam keadaan bersih diserahkan kembali kepada asisten.

Hasil Praktikum: ……………………………………………………………………….. Interpretasi: ……………………………………………………………………………… Pembahasan:

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. PENENTUAN GOLONGAN DARAH Alat dan bahan untuk metode slide:

1. Alkohol 70% 2. Kapas 3. Lanset dan lanset device 4. Reagen golongan darah 5. Kertas golongan darah/kaca objek 6. Lidi

Cara:

1. Taruhlah di sebelah kiri kaca objek 1 tetes serum anti-A dan di sebelah kanan 1 tetes serum Anti-B. Dianjurkan menggunakan serum Anti-A,B juga di sampingnya untuk mendapatkan subgrup A yang lemah yang tidak bereaksi dengan serum Anti-A. Kaca objek yang dipakai harus bersih benar, tak boleh ada sisa-sisa zat kimia atau darah karena pencemaran akan menyebabkan aglutinasi palsu

2. Setetes kecil darah diteteskan kepada serum itu dan dicampur dengan ujung lidi. Darah yang dipakai boleh darah kapiler segar atau darah vena.

3. Goyangkan kaca dengan membuat gerakan lingkaran 4. Perhatikan adanya aglutinasi dengan mata dan pastikan juga dengan menggunakan

mikroskop

Tafsiran hasil: (+ aglutinasi)

Anti-A Anti-B Anti-A,B Golongan Darah

- - - O

+ - + A

- + + B

+ + + AB

Hasil Praktikum: ……………………………………………………………………….. Interpretasi: ……………………………………………………………………………… Pembahasan:

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. PRAKTIKUM 2 MEMBUAT PREPARAT APUS DARAH Alat-alat: 1. alkohol 70% 9. Wright stain 17, gelas ukur 10 cc 2. kapas 10. pipet tetes 6 buah 3. hemolet 11. sol buffer 4. kaca objek 12. kertas saring 5. rak pengecatan 13. mikroskop 6. methyl alkohol 14. minyak imersi 7. Giemsa stain 15. xylol 8. aquadest 16. kain pembersih Cara membuat preparat apus: 1. Sediakan beberapa kaca benda yang bersih di atas meja (bersihkan dengan alkohol)

lalu keringkan dengan kain. 2. Ambillah darah kapiler (ujung jari dan hemolet di-disinfeksi terlebih dulu). 3. Buatlah sediaan yang cukup tipis, tunjukkan kepada asisten apakah sudah memenuhi

syarat. 4. Sediaan yang memenuhi syarat dikeringkan di udara lalu diwarnai.

Pengecatan (menurut Wright):

1. Ratakan 10 tetes Wright stain di atas sediaan, biarkan 2-3 menit, kalau akan mengering tetesi lagi catnya.

2. Tambahkan tetesan sol buffer yang sama jumlahnya dengan tetesan Wright yang dipakai sampai rata bercampur dengan (1), biarkan 5-10 menit. Warna hijau mengkilat menunjukkan pengecatan telah cukup.

3. Siram dengan aquadest 30 detik lalu siram dengan air mengalir 4. Keringkan miring di udara pada kertas saring

Pemeriksaan Sediaan: 1. Periksa di bawah mikroskop dengan pembesaan lemah (10 x /LPF) untuk melihat

apakah pengecatan memuaskan: a. bila nukleus (inti) belum ter-cat, ulangi pengecatan seperti di atas. b. bila ada presipitasi, tambahkan cat Wright dan segera dibilasi aquadest.

c. bila nukeus (inti) belum ter-cat kontras dengan sitoplasma, granula eosinofil ter-cat kemerahan dan sitoplasma eritrosit ter-cat merah muda, berarti pengecatan sempurna

2. Periksa dengan minyak imersi mulai dari daerah sediaan yang tipis, apakah sediaan dan pengecatan sudah memenuhi syarat.

3. Sediaan yang baik diberi etiket dengan: o nama penderita o tanggal pembuatan

Pembahasan (lebih baik jika dilengkapi gambar):

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

HITUNG RETIKULOSIT Alat-alat: 1. mikroskop 2. kaca obyek 3. kaca penutup 4. minyak imersi 5. Brilliantcressylblue sebagai larutan 1% dalam metilalkohol Cara:

1. Taruh satu tetes larutan BCB dalam alkohol di tengah-tengah kaca obyek dan biarkan sampai kering

2. Taruh setetes darah di atas zat warna yang sudah kering dan segera campur darah dan zat warna itu dengan memakai sudut kaca obyek lain

3. Tutuplah tetes darah itu dengan kaca penuutp, lapisan darah dalam sediaan basah ini harus tipis benar

4. Biarkan beberapa menit lalu periksalah dengan memakai lensa obyektif 100x dan minyak imersi. Tentukan berapa retikulosit yang didapat di antara 1000 eritrosit.

Hasil Praktikum: ……………………………………………………………………….. Interpretasi: ………………………………………………………………………………

Pembahasan:

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. HITUNG TROMBOSIT Alat-alat: 1. kapas alkohol 70% 6. Hemocytometer lengkap: 2. cawan petri - kamar hitung

3. hemolet - kaca penutup 4. cairan Rees-Ecker - pipet eritrosit 5. mikroskop - pipet karet Cara:

1. Isap cairan Rees-Ecker ke dalam pipet eritosit sampai garis tanda 1 dan buanglah lagi cairan itu

2. Isap darah kapiler dengan pipet eritrosit sampai garis tanda 0.5 dan cairan Rees-Ecker sampai tanda 101, segera kocok selama 3 menit.

3. Teruskan tindakan-tindakan seperti untuk menghitung eritrosit dalam kamar hitung 4. Biarkan kamar hitung yang telah diisi dengan sikap datar dalam cawan petri yang

tertutup selama 10 menit agar trombosit mengendap. 5. Hitunglah semua trombosit dalam seluruh bidang besar di tengah-tengah memakai

lensa objektif besar. 6. Jumlah itu dikali 2.000 menghasilkan jumlah trombosit per ul darah


Pembahasan:

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

(Kamar Hitung untuk Hitung Eritrosit, Leukosit dan Trombosit)

(Kamar Hitung untuk Hitung Eritrosit, Leukosit dan Trombosit)

PRAKTIKUM 3 LED (LAJU ENDAP DARAH) a. Cara Wintrobe

1. Dengan memakai pipet Wintrobe masukkanlah darah yang telah dicampur dengan antikoagulan ke dalam tabung Wintrobe setinggi garis tanda 0 mm. Jagalah jangan sampai terjadi gelembung hawa atau busa.

2. Biarkan tabung Wintrobe itu dalam sikap tegak-lurus selama 60 menit 3. Bacalah tingginya lapisan plasma dengan milimeter dan laporkanlah angka itu sebagai

laju endap darah b. Cara Westergreen

1. Isaplah 0,4 ml larutan natrium sitrat 3,8% yang steril dalam spuit yang steril juga 2. Lakukanlah pungsi vena dengan spuit itu dan isaplah 1,6 ml darah sehingga

mendapatkan campuran sebanyak 2,0 ml 3. Masukkanlah campuran itu ke dalam tabung dan campurlah baik-naik 4. Isaplah darah itu ke dalam pipet Westergreen sampai garis bertanda 0 mm, kemudian

biarkan pipet itu dalam sikap tegak lurus dalam rak Westergreen selama 60 menit 5. Bacalah tingginya lapisan plasma dengan milimeter dan laporkanlah angka itu sebagai

laju endap darah Sangat penting untuk menaruh pipet atau tabung laju endap darah dalam sikap tegak-lurus benar karena selisih kecil dari garis vertikal sudah dapat berpengaruh banyak terhadap hasil laju endap darah.

E E

E

E E


Pembahasan:

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. HEMATOKRIT Makrometode menurut Wintrobe

1. Tabung Wintrobe yang sudah dipakai pada (b) diputar selama 10 menit dengan kecepatan 3000 rpm

2. Perhatikan: - berapa hematokrit - buffy coat - plasma

Hasil Praktikum: …………………………………………………………………………… Interpretasi: ………………………………………………………………………………… Pembahasan: ………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

HITUNG ERITROSIT Alat-alat: 1. alkohol 70% 6. Hemocytometer lengkap: 2. kapas - kamar hitung 3. hemolet - kaca penutup 4. Cairan Hayem atau Gower - pipet eritrosit 5. mikroskop - pipet karet Cara:

1. Isap darah kapiler dengan pipet eritrosit sampai tanda 0.5, hapuslah kelebihan darah yang melekat di ujung luar pipet.

2. Isap ke dalam pipet (1) cairan Hayem (atau Gower) sampai tanda 101, sambil memutar-mutar pipetnya, lepaskan karetnya.

3. Kocok pipet 10-15 detik dalam posisi horizontal sambil diputar-putar. 4. Kocok lagi selama 3 menit, buanglah 4 tetesan yang pertama lalu diisikan ke dalam

kamar hitung yang bersih, biarkan 2-3 menit. 5. Hitung di bawah mikroskop dengan:

Kamar hitung Improved Neubauer: Eritrosit : dengan HPF dalam 80 kotak kecil atau dalam 5 x 16 kotak kecil dan

hasilnya dikalikan dengan 10.000 (4 angka 0)


Pembahasan:

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. HITUNG INDEKS ERITROSIT UNTUK MENENTUKAN JENIS ANEMIA 1) Mean corpuscular volume (MCV) atau volume eritrosit rerata (VER)

nilai rujukan: 82-92 femtoLiter (FL) MVC = nilai hematokrit x 10 fL

jumlah eritrosit 2) Mean corpuscular hemoglobin (MCH) atau hemoglobin eritrosit rerata (HER)

nilai rujukan: 27-31 pikogram (pg) MCH = kadar hemoglobin x 10 pg

jumlah eritrosit

3) Mean corpuscular hemoglobin concentration (MCHC) atau konsentrasi hemoglobin reitrosit rerata (KHER) nilai rujukan 31-36 g/dL

MCHC = kadar hemoglobin x 100 g/dL nilai hematokrit

Hasil, Interpretasi dan Pembahasan

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

PRAKTIKUM 4 HITUNG LEUKOSIT Alat-alat: 1. alkohol 70% 6. Hemocytometer lengkap: 2. kapas - kamar hitung 3. hemolet - kaca penutup 4. Cairan Turk - pipet leukosit 5. mikroskop - pipet karet Cara:

1. Isap darah kapiler dengan pipet leukosit sampai tanda 0.5, hapuslah kelebihan darah yang melekat di ujung luar pipet.

2. Isap ke dalam pipet (1) cairan Turk sampai tanda 11, sambil memutar-mutar pipetnya, lepaskan karetnya.

3. Kocok pipet 10-15 detik dalam posisi horizontal sambil diputar-putar. 4. Kocok lagi selama 3 menit, buanglah 4 tetesan yang pertama lalu diisikan ke dalam

kamar hitung yang bersih, biarkan 2-3 menit. 5. Hitung di bawah mikroskop dengan:

Kamar hitung Improved Neubauer: Leukosit : dengan HPF dalam 64 kotak kecil atau dalam 4 x 16 kotak kecil dan

hasilnya dikalikan dengan 50 Hasil Praktikum: ……………………………………………………………………….. Interpretasi: ………………………………………………………………………………

Pembahasan:

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

HITUNG JENIS LEUKOSIT

Jenis-Jenis Leukosit

Basofil

Eosinofil

Netrofil batang

Netrofil segmen

Limfosit

Monosit

Hasil

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 %

Basofil Eosinofil N. Batang N. Segmen Limfosit Monosit

Jumlah sel 10 10 10 10 10 10 10 10 10 10 100

Interpretasi: ………………………………………………………………………………

Pembahasan:

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

MELIHAT PREPARAT APUS NORMAL DAN ABNORMAL

Gambar sel-sel Pembahasan:

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

PRAKTIKUM 5

Alat-alat:

1. Alkohol 70% 2. Kapas 3. Lancet dan lancet device 4. Kertas Saring 5. Semprit 5 cc

6. Tabung serologis 7. Tensimeter 8. Stetoskop 9. Stopwatch

BLEEDING TIME (Waktu Perdarahan)

1. Cara Ivy a. Bersihkanlah bagian volar lengan bawah dengan alkohol 70% dan biarkan

kering lagi b. Kenakan ikatan sfigmomanometer pada lengan ata dan pompalah sampai

tekanan 40 mmHg. Selama percobaan berlangsung tekanan tetap setinggi itu c. Tegangkanlah kulit lengan bawah dengan sebelah tangan dan tusuklah dengan

lanset darah pada satu tempat kira-kira 3 jari di bawah lipat siku sampai 3 mm dalamnya.

d. Jika terlihat darah mulai keluar, jalankanlah stopwatch e. Isaplah tetes darah yang keluar itu tiap 30 detik memakai sepotong kertas

saring, jagalah jangan sampai menekan kulit pada waktu mengisap darah. f. Catatlah waktu darah tidak dapat diisap lagi.

2. Cara Duke a. Bersihkan anak daun telinga dengan alkohol 70% dan biarkan kering lagi. b. Tusuklah pinggir anak daun telinga itu dengan lanset darah sedalam 2 mm c. Teruskan percobaan seperti cara Ivy langkah 4, 5 dan 6


Pembahasan:

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. WAKTU PEMBEKUAN (Clotting Time)

1. Sediakan dalam rak 3 tabung berdiameter 7-8 mm 2. Lakukanlah punksi vena dengan semprit 5 atau 10 ml; pada saat darah kelihatan

masuk dalam semprit, jalankanlah stopwatch (catatlah waktu itu). Isaplah 5 ml darah. 3. Angkatlah jarum dari semprit dan alirkanlah perlahan-lahan kira-kira 1 ml darah ke

dalam tiap tabung yang dimiringkan pada waktu diisi dengan darah. 4. Tiap 30 detik tabung pertama diangkat dari rak dan dimiringkan untuk melihat apakah

telah terjadi pembekuan. Dalam tindakan itu jagalah jangan sampai tabung lain terganggu.

5. Setelah darah dalam tabung pertama itu beku, periksalah tabung kedua tiap 30 detik juga terhadap adanya pembekuan. Catatlah waktu ini.

6. Tindakan sama dilakukan berturut-turut ialah masa pembekuan rata-rata dari tabung kedua dan ketiga. Masa pembekuan itu dilaporkan dengan dibulatkan sampai ½ menit


Pembahasan:

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. FRAGILITAS KAPILER (Tes Torniquet atau Rumple Leede)

1. Pasanglah ikatan sfigmomanometer pada lengan atas dan pompalah sampai tekanan di tengah-tengah nilai sistolik dan diastolik.

2. Pertahankan tekanan itu selama 10 menit. 3. Lepaskanlah ikatan dan tunggulah sampai tanda-tanda stasis darah lenyap lagi. 4. Carilah adanya dan hitunglah banyaknya petechiae yang timbul dalam lingkaran

bergaris tengah kira-kira 4 cm distal dari fossa cubiti.


Pembahasan:

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. PRAKTIKUM 6 PEMERIKSAAN URIN Pemeriksaan urin dapat digunakan untuk mengetahui fakta-fakta tentang ginjal dan saluran urin. Selain itu pemeriksaan urin dapat juga untuk mengetahui keadaaan/kelainan dari hati, saluran empedu, pankreas dan sebagainya. Untuk mendapatkan hasil pemeriksaan urin yang akurat perlu ditentukan jenis sampel urin apa yang dibutuhkan untuk suatu pemeriksaan. Jenis-jenis sampel urin antara lain:

a. Urin sewaktu b. Urin pagi c. Urin post prandial d. Urin 24 jam

Tugas Jelaskan masing-masing jenis sampel urin

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. PEMERIKSAAN MAKROSKOPIS URIN a. Volume: tentukanlah besarnya volume urin dengan gelas takar b. Warna: catatlah apakah warna urin normal atau abnormal, bila abnormal terangkan

kemungkinan sebabnya c. Kejernihan: nyatakanlah urin sebagai jernih, agak keruh, sangat keruh d. Bau: nyatakanlah sebagai bau amoniak, bau buah-buahan atau semacam makanan, bau

asam sulfida atau obat-obatan, bau busuk, dan terangkanlah kemungkinan sebabnya e. pH dan reaksinya: Menentukan pH dengan kertas nitrazin: Celupkanlah sepotong kertas nitrazin ke dalam urin 3x berturut-turut, buang urin yang

berlebihan dengan melambaikan kertas tersebut dan bandingkanlah warnanya dengan kertas warna sesudah menunggu 1 menit

Menentukan pH dengan kertas lakmus: Celupkan ujung kertas lakmus ke dalam urin, nyatakan reaksinya: asam, netral, atau

alkalis. Kalau alkalis panaskan kertas tadi hingga kering. Warna tetap biru disebabkan urin yang lindi (basa) sedangkan warna biru yang menghilang apabila dipanaskan sedikit-sedikit sampai kering disebabkan oleh substansi yang lekas menguap yaitu amoniak.

f. Berat jenis Cara menentukan berat jenis:

1) Urin pada suhu kamar dituang ke dalam gelas, busa yang terjadi dibuang dengan memakai sepotong kertas saring

2) Urinometer harus bebas terapung pada waktu dibaca dan bacalah tanpa paralaks setinggi meniskus bawah

3) Adakanlah koreksi untuk perbedaan antara suhu tera dan suhu urin sebenarnya, tambahkan 0,001 kepada BJ yang didapat untuk setiap 3o perbedaan di atas suhu, kurangi 0,001 kepada BJ yang didapat untuk setiap 3o perbedaan di bawah suhu tera.

Hasil Praktikum: ………………………………………………………………………................

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. Interpretasi dan Pembahasan: …………………………………………………………………

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. PEMERIKSAAN MIKROSKOPIS URIN

Alat-alat: a. Mikroskop b. Kaca benda/kaca penutup c. Pipet tetes d. Asam asetat 6% e. Pembakar bunsen f. Sentrifus g. Tabung sentrifus/tabung reaksi h. Kertas saring Sediaan sedimen: a. Kocoklah dahulu urin dalam botol b. Jika keruh karena fosfat (reaksi alkalis) asamkanlah sedikit dengan asam asetat encer,

jika keruh karena urat (reaksi asam) panasilah sebentar hingga kembali jernih c. Kocok botol urin sekali lagi d. Masukkanlah 12-15 ml urin ke dalam tabung sentrifus e. Putarlah dengan kecepatan 1500-2000 rpm selama 5 menit f. Buanglah semua urin dengan pelan-pelan kecuali beberapa tetes terakhir guna

mensuspensi sedimen

g. Pindahkan dengan pipet tetes 1-2 tetes suspensi ke kaca benda yang bersih, tutuplah masing-masing tetesan tersebut dengan hati-hati hingga tak terjadi gelembung-gelembung udara

h. Periksalah di bawah mikroskop dengan kuantum cahaya yang minimum dan mulailah memeriksa dengan pembesaran kecil dilanjutkan dengan pembesaran besar

i. Perhatikan dan gambarlah macam-macam sedimen yang terlihat (lihat kuliah) dan laporkanlah dengan menyatakan jumlahnya rata-rata/LPK atau LPB

Hasil Praktikum: ………………………………………………………………………................

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. Interpretasi dan Pembahasan: ………………………………………………….......................

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. PEMERIKSAAN KIMIA URIN

a. Pemeriksaan Protein Urin

Prinsip: protein akan membentuk endapan atau menggumpal bila dipanaskan dalam suasana asam

Pemanasan dengan Asam Sulfosalisil Cara kerja:

1.) Dua tabung reaksi diisi masing-masing dengan 2 ml urin jernih 2.) Ke dalam salah satu tabung ditambah 8 tetes larutan asam sulfosalisil 20% lalu

dikocok 3.) Bandingkanlah isi tabung pertama dengan yang kedua, kalau tetap sama jernihnya

berarti tes terhadap protein hasilnya negatif

4.) Jika tabung pertama lebih keruh daripada yang kedua panasilah tabung pertama itu di atas nyala api sampai mendidih dan kemudian dinginkanlah kembali dengan air mengalir: a.) Jika kekeruhan tetap ada pada waktu pemanasan dan tetap ada juga setelah

dingin kembali, tes terhadap protein adalah positif. Protein itu mungkin albumin, mungkin globulin, mungkin kedua-duanya

b.) Jika kekeruhan itu hilang pada waktu pemanasan tetapi muncul lagi setelah dingin mungkin sebabnya protein Bence Jones dan perlu diselidiki lebih lanjut

Pemanasan dengan Asam Asetat

Cara kerja: 1) Masukkanlah urin jernih ke dalam tabung reaksi sampai 2/3 penuh 2) Dengan memegang tabung reaksi itu pada ujung bawah, lapisan atas urin dipanasi di

atas nyala api sampai mendidih selama 30 detik 3) Perhatikan terjadinya kekeruhan di atas lapisan urin itu dengan membandingkan

kejernihannya dengan bagian bawah yang tidak dipanasi. Jika terjadi kekeruhan mungkin disebabkan oleh protein tetapi mungkin juga oleh kalsiumfosfat dan kalsiumkarbonat

4) Teteskanlah kemudian ke dalam urin yang masih panas itu 3-5 tetes larutan asam asetat 6%. Jika kekeruhan itu disebabkan oleh kalsiumfosfat kekeruhan itu akan lenyap. Jika kekeruhan disebabkan oleh kalsiumkarbonat kekeruhan akan hilang juga tetapi dengan pembentukan gas. Jika kekeruhan tetap ada atau menjadi lebih keruh lagi berarti tes terhadap protein adalah positif.

5) Panasilah sekali lagi lapisan atas itu sampai mendidih dan kemudian berilah penilaian semikuantitatif kepada hasilnya seperti diterangkan di bawah.

Hasil dan Interpretasi Pemeriksaan

Simbol Warna Nilai (mg%) Hasil Pemeriksaan

Kontrol Jernih -

Negatif Kekeruhan sedikit sekali < 10

(+) Kekeruhan sedikit (tanpa butir-butir)

10-50

(++) Kekeruhan jelas (berbutir-butir)

50-200

(+++) Kekeruhan hebat (berkeping-keping)

200-500

(++++) Menggumpal >500

Pembahasan: …………………………………………………..................................................

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

b. Pemeriksaan Glukosa Urin Cara Benedict Prinsip: menggunakan sifat glukosa sebagai zat pereduksi. Garam cupri yang

terkandung dalam reagen Benedict akan berubah sifat dan warnanya jika direduksi oleh glukosa

Cara kerja: 1) Masukkanlah 5 ml reagen benedict ke dalam tabung reaksi 2) Teteskan sebanyak 5-8 tetes urin (jangan lebih!) ke dalam tabung 3) Masukkanlah tabung itu ke dalam air mendidih selama 5 menit 4) Angkat tabung,kocoklah isinya dan bacalah hasil reduksi

Hasil dan Interpretasi Pemeriksaan

Simbol Warna Nilai (%) Hasil Pemeriksaan

Negatif Tetap biru jernih atau sedikit kehijau-hijauan dan agak keruh

(+) Hijau kekuning-kuningan dan keruh

0,5-1

(++) Kuning keruh 1-1,5

(+++) Jingga atau warna lumpur keruh 2-3,5

(++++) Merah keruh >3,5

Pembahasan: …………………………………………………..................................................

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

c. Pemeriksaan Carik Celup Cara kerja:

1) Celupkan seluruh permukaan reagen carik celup dengan sampel urin dan tarik dengan segera

2) Ketukkan carik pada bibir gelas untuk mengurangi urin yang berlebihan 3) Pegang carik secara horizontal dan bandingkan dengan kertas warna yang terdapat

pada label tabung dan catatlah hasilnya dengan waktu seperti yang tertera pada label tabung atau dimasukkan ke dalam alat otomatis

Hasil Praktikum: ………………………………………………………………………................

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

…………………………………………………………………………………………………. Interpretasi dan Pembahasan: ………………………………………………….......................

…………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. …………………………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………………………….

Penuntun Praktikum Patologi Klinik-blok 13 Th.2015

Documents

Transcript of Penuntun Praktikum Patologi Klinik-blok 13 Th.2015