PENGARUH KADAR OKSIGEN TERLARUT TERHADAP AKTIVITAS IKAN Nila (Oreochromis niloticus)LAPORAN PRAKTIKUM EKOFISIOLOGI

Oleh:

Ernest103244012UNIVERSITAS NEGERI SURABAYA

FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM

JURUSAN BIOLOGI

2012BAB I

PENDAHULUAN

A. Latar Belakang

Kehidupan organisme di perairan sangat tergantung pada kualitas air tempat dimana organisme tersebut hidup. Kualitas air yang baik sangat menunjang pertumbuhan organisme perairan, baik hewan maupun tumbuhan. Kualitas air salah satunya dilihat dari segi kimia, dimana unsur kimia dalam air berfungsi sebagai pembawa unsur-unsur hara, mineral, vitamin dan gas-gas terlarut dalam air seperti Oksigen terlarut. Oksigen terlarut (Dissolved Oxygen) sangat dibutuhkan oleh semua makhluk hidup untuk bernapas.

Proses metabolisme membutuhkan oksigen dari lingkungan kemudian mengalami proses katabolisme dan anabolisme sehingga menghasilkan energi untuk pertumbuhan dan perkembangbiakan. Sumber utama oksigen dalam perairan berasal dari proses difusi dari udara bebas dan hasil fotosintesis tumbuhan yang hidup dalam perairan tersebut (Salmin, 2000). Kecepatan difusi oksigen dari udara, tergantung dari beberapa faktor, seperti kekeruhan air, suhu, salinitas, pergerakan massa air dan udara. Kelarutan oksigen dalam air dipengaruhi banyak faktor, antara lain adalah suhu, kadar garam (salinitas), pergerakan air di permukaan, luas daerah permukaan perairan yang terbuka, tekanan atmosfer, dan prosentase oksigen di sekelilingnya (Edward dan FS. Pulumahuny, 2003). Keberadaan tumbuhan air sangat menentukan kelarutan oksigen di perairan. Proses fotosintesis tumbuhan tersebut menghasilkan oksigen yang akhirnya berdifusi ke lingkungan dan terlarut dalam air. Ikan Nila (Oreochromis niloticus) termasuk dalam hewan ektoterm yang berarti suhu tubuh ikan berasal dari suhu disekelilingnya, suhu lingkungan merupakan sumber panas tubuhnya (Yuliani, 2012). Kelarutan oksigen dalam air mempengaruhi suhu perairan tersebut, dan suhu merupakan faktor abiotik yang paling berpengaruh pada lingkungan perairan, sehingga kelarutan oksigen akan mempengaruhi aktivitas ikan. Aktivitas ikan ditentukan dari proses fisiologi yang berlangsung di dalam tubuhnya antara lain proses pernapasan, pencernaan, dan sirkulasi Berdasarkan penjelasan di atas perlu diketahui hubungan bagaimana kelarutan oksigen dalam air mempengaruhi aktifitas ikan nila (Oreochromis niloticus) serta hubungan antara produsen dan konsumen di dalam ekosistem.

B. Rumusan Masalah

Berdasarkan latar belakang di atas dapat dirumuskan permasalahan, yaitu:

1. Bagaimana pengaruh kadar oksigen terlarut terhadap aktivitas ikan nila?

2. Bagaimana hubungan antara produsen dan konsumen di dalam ekosistem?

C. Tujuan Penelitian

Berdasarkan rumusan masalah maka dapat dirumuskan tujuan penelitian sebagai berikut:

1. Mengetahui pengaruh pengaruh kadar oksigen terlarut terhadap aktivitas ikan nila (Oreochromis niloticus).

2. Mengetahui hubungan antara produsen dan konsumen di dalam ekosistem.

BAB II

TINJAUAN PUSTAKA

2.1 Interaksi Produsen dan Konsumen Dalam Ekosistem

Suatu komunitas yang berinteraksi dengan komunitas lainnya dan dengan lingkungannya (air, udara, suhu,cahaya) disebut ekosistem. Ekosistem berjalan dinamis, karena komunitas tumbuhan dan hewan yang terdapat dalam beberapa ekosistem secara gradual selalu berubah karena adanya perubahan komponen ligkungan fisiknya.Pada suatu ekosistem, interaksi antara produsen dan konsumen terkait siklus karbon dan oksigen mutlak diperlukan untuk menjaga kestabilan dalam bentuk hubungan timbal balik antaraproses fotosintesis dan respirasi seluler dalam lingkungan atmosfer dan terrestrial. Di lingkungan, siklus karbon selalu berdampingan dengan siklus oksigen melalui aliran materi dan energi yang terjadi di antara kompanen anggota ekosistem. Atom karbon terus berputar dalam ekosistem sebagai CO2 pada lapisan atmosfer yang dihasilkan oleh setiap organisme pada proses respirasi disertai oleh aliran energi dari organisme ke lingkungan. Selanjutnya CO2 dalam atmosfer digunakan oleh produsen sebagai bahan pokok, selain H2O, dalam proses fotosintesis. Produsen mengubah CO2 dan H2O menjadi senyawa organik (karbohidrat) dan O2 dengan energi foton dari matahari. Senyawa organik dan O2 yang dihasilkan tidak semuanya digunakan oleh produsen. Sebagian produk fotosintesis dikeluar ke lingkungan, yang nantinya akan menjadi sumber senyawa organik dan O2 bagi semua organisme tingkat konsumen untuk melangsungkan kehidupannya. Dalam tubuh organisme, senyawa organik dipecah menjadi senyawa anorgaik yang lebih sederhana untuk mendapatkan energi yang disebut respirasi. Proses respirasi membutuhkan O2 sebagai penerima elektron sebagai aliran energi. Hasil akhir dari proses respirasi yaitu CO2 yang dilepas ke atmosfer.2.2 Ikan Nila (Oreochromis niloticus)Pisces memiliki keanekaragaman yang sangat besar (Sukiya, 2005) dengan jumlah spesies lebih dari 27,000 di seluruh dunia. Taksonomi menempatkan ikan dalam kelompok paraphyletic dimana hubungan kekerabatannya masih diperdebatkan. Ikan Nila (Oreochromis niloticus) termasuk dalam anggota vertebrata poikilotermik (berdarah dingin). Secara keseluruhan lebih toleran terhadap perubahan suhu air, suhu tubuhnya bersifat ektotermik, artinya suhu tubuh sangat tergantung dari suhu lingkungan (Sukiya, 2005).

Gambar 2.1. Ikan nila (Oreochromis niloticus)Sumber : http://gregoriuseldo.blogspot.com/2013/04/ikan-nila.html

Ikan nila (Oreochromis niloticus) termasuk ke dalam ordo Percomorphii, family Cichlidae (Saanin, 1982). Ikan nila merupakan jenis ikan yang berasal dari sungai nila dan danau-danau yang menghubungkan sungai tersebut. Ikan nila didatangkan ke Indonesia secara resmi oleh Balai Penelitian Perikanan Air Tawar pada tahun 1969, bibit ikan nila yang ada di Indonesia berasal dari Taiwan adapun dengan ciri berwarna gelap dengan garis-garis vertikal seanyak 6-8 buah dan Filipina yang berwarna merah (Suyanto 1998).

Ikan nila memiliki karakteristik sebagai ikan parental care yang merawat anaknya dengan menggunakan mulut (mouth breeder) (Effendie 1997 dalam Prasetiyo 2009). Ikan ini dicirikan dengan garis vertikal yang berwarna gelap pada sirip ekornya sebanyak 6 buah. Selain pada sirip ekor, garis tersebut juga terdapat pada sirip punggung dan sirip anal (Suyanto 1994 dalam Saputra 2007 dalam Prasetiyo 2009).

Tempat hidup Ikan nila biasanya berada pada perairan yang dangkal dengan arus yang tidak begitu deras, ikan ini tidak suka hidup di perairan yang bergerak (mengalir),akan tetapi jika dilakukan perlakuan terhadap ikan nila seperti pengadaptasian terhadap lingkungan air yang mengalir maka ikan nila juga bisa hidup baik pada perairan yang mengalir. (Djarijah, 2002).

2.3 Tumbuhan Air Hydrilla verticillataTanaman air ini termasuk dalam family Hydrocharitaceae dan masuk dalam genus Hydrilla. Tanaman ini tumbuh di sedimen bawah air sampai dengan kedalaman 2 m. Panjang batang sekitar 1-2 m. Hydrilla adalah tanaman produktif dalam air yang dapat tumbuh dengan cepat dan dapat berkembang dalam air dari beberapa sentimeter sampai 20 meter. Daun berukuran kecil berbentuk segitiga-lancip. Daun Hydrilla memiliki tepi bergerigi atau duri kecil menonjol dan seperti gundukan di sepanjang pelepah di bagian bawah, berwarna hijau, tapi karena berada di bawah sinar matahari menjadi kuning atau coklat. Batang bercabang banyak dekat permukaan dan tumbuh secara horisontal, membentuk tikar padat vegetasi. (Anonim, 2011).

Hydrilla merupakan salah satu tanaman air dapat meningkatkan jumlah kelarutan oksigen dalam air. Jumlah oksigen terlarut dalam air dapat meningkat karena adanya proses fotosintesis yang dilakukan oleh tanaman air tersebut. Aktifitas-aktifitas organisme dan plankton dan berbagai mikroorganisme dalam air yang terjadi di dalam ekosistem perairan dapat meningkatkan kelarutan oksigen di dalamnya.

Gambar. 2.2. Hydrilla verticillataSumber : http://www.dnr.sc.gov/invasiveweeds/hydrilla.htmlBerdasarkan penelitian diketahui tumbuhan Hydrilla verticillata dapat menurunkan kadar logam Cr dalam limbah penyamakan kulit hingga 95,85 % dengan waktu penyerapan 8 hari. Penyerapan Cu dengan tanaman air jenis Hydrilla verticillata cenderung meningkat sampai hari ke-15. Hydrilla verticillata juga berfungsi sangat baik untuk penyerapan Cu pada suatu perairan yang tercemar limbah (Anonim, 2011).

Organisme yang terdapat dalam ekosistem perairan saling melakukan timbal balik. Hasil dari timbal balik tersebut dapat menghasilkan senyawa-senyawa yang penting bagi kehidupan makhluk hidup termasuk organisme yang berada di dalamnya. Hasil fotosintesis tumbuhan adalah oksigen, kadar oksigen sangat tergantung dengan jumlah organisme yang hidup di tempat tersebut, juga dipengaruhi oleh penggunaan oksigen oleh organisme tersebut. Sehingga antara tempat yang satu dengan tempat yang lain dapat memiliki kadar oksigen yang berbeda.

Untuk meningkatkan oksigen melalui fotosintesis menjadi bahan-bahan organik pada tingkat autotrof yang pada sistem perairan tertentu meliputi berbagai organisme berklorofil. Oksigen dari kegiatan fotosintesis organisme-organisme produsen (terutama tumbuh-tumbuhan hijau) dalam bentuk senyawa-senyawa organik yang dapat digunakan sebagai bahan-bahan pangan. Hasil dari fotosisntesis ini yang berupa oksigen terlarut sangat dibutuhkan untuk kelangsungan hidup organisme air ssebagai bahan pangan, termasuk ikan.

2.4 Pengaruh Kelarutan Oksigen Terhadap Respon Fisiologis dan Tingkah Laku Ikan Nila (Oreochromis niloticus)Atmosfer bumi mengandung oksigen sekitar 210 ml/L. Oksigen merupakan salah satu gas yang terlarut dalam perairan. Kadar oksigen yang larut di perairan bervariasi, tergantung pada suhu, salinitas, turbulensi air, dan tekanan atmosfer. Semakin besar suhu dan ketinggian serta semakin kecil tekanan atmosfer, kadar oksigen terlarut semakin kecil (Effendi, 2003). Kandungan oksigen terlarut (Dissolved Oxygen) minimal 4 ppm. Beberapa ikan hidup dengan baik pada kandungan oksigen kurang dari 4 ppm, terutama ikan-ikan yang mempunyai alat pernafasan tambahan, yang memungkinkannya mengambil oksigen langsung dari udara bebas seperti lele (Clarias sp.), sepat (Trichogaster sp.), gabus (Channa striata), gurami (Osphronemus gouramy) (Effendi, 2003).

Oksigen terlarut merupakan kebutuhan dasar untuk kehidupan makhluk hidup didalam air maupun hewan teristrial. Penyebab utama berkurangnya oksigen terlarut di dalam air adalah adanya bahan-bahan buangan organik yang banyak mengkonsumsi oksigen sewaktu penguraian berlangsung (Hadic dan Jatna, 1998). Konsentrasi oksigen terlarut yang aman bagi kehidupan diperairan sebaiknya harus diatas titik kritis dan tidak terdapat bahan lain yang bersifat racun, konsentrasioksigenminimum sebesar 2 mg/l cukup memadai untuk menunjang secara normal komunitas akuatik di periaran (Pescod, 1973).Variasi oksigen terlarut dalam air biasanya sangat kecil sehingga tidak menggangu kehidupan ikan (Brotowidjoyo et al, 1995). Oksigen diperlukan dalam proses oksidasi berbagai senyawa kimia dan respirasiberbagai organisme perairan. Kadar oksigen terlarut dan pengaruhnya terhadap kelangsunganhidup ikandalam Effendi (2003) sebagai berikut:

Tabel 2.1.Kadar Oksigen Terlarut dan PengaruhnyapadaKelangsungan Hidup IkanKadar DO (mg/L)Pengaruh Terhadap Kelangsungan Hidup ikan

5.0Pada kisaran ini hampir semua organisme akuatik menyukainya

Oksigen terlarut merupakan faktor pembatas bagi kehidupan organisme. Perubahan kelarutan oksigen secara drastis dapat berakibat pada kematian organisme perairan. Pengaruh tidak langsung adalah meningkatkan toksisitas bahan pencemar yang pada akhirnya dapat membahayakan organisme itu sendiri. Hal ini disebabkan karena oksigen terlarut digunakan untuk proses metabolisme dalam tubuh dan berkembang biak. Oksigen terlarut dalam ekosistem perairan sangat mendukung eksistensi organisme dan proses-proses yang terjadi didalamnya. Hal ini terlihat dari peranan oksigen aktifitas respirasi organisme air dan dekomposer dalam proses mendekomposisi bahan organik dalam perairan. Respirasi di perairan memerlukan oksigen dari dalam air dan menghilangkan limbah karbon dioksida (Goldman, 1983),

Oksigen terlarut dapat dianalisis atau ditentukan dengan cara metode titrasi dengan cara WINKLER. Metode titrasi dengan cara WINKLER secara umum banyak digunakan untuk menentukan kadar oksigen terlarut. Prinsipnya dengan menggunakan titrasi iodometri. Sampel yang akan dianalisis terlebih dahulu ditambahkan larutan MnCl2 dan NaOH - KI, sehingga akan terjadi endapan MnO2. Dengan menambahkan H2SO4 atau HCl maka endapan yang terjadi akan larut kembali dan juga akan membebaskan molekul iodium (I2) yang ekivalen dengan oksigen terlarut. Iodium yang dibebaskan ini selanjutnya dititrasi dengan larutan standart natrium tiosulfat (Na2S2O3) dan menggunakan indikator larutan amilum (kanji encer). Reaksi kimia yang terjadi dapat dirumuskan sebagai berikut:

1) MnCl2 + NaOH Mn(OH)2 + 2 NaCl

2) 2 Mn(OH)2 + O2 2 MnO2 + 2 H2O

3) MnO2 + 2 KI + 2 H2O Mn(OH)2 + I2 + 2 KOH

4) I2 + 2 Na2S2C3 Na2S4O6 + 2 NaI

Penentuan oksigen terlarut (DO) dengan cara titrasi berdasarkan metode WINKLER lebih analitis apabila dibandingkan dengan cara alat DO meter.

2.4 Intensitas Cahaya Berpengaruh Terhadap Tumbuhan Air dan Aktivitas Ikan Nila (Oreochromis niloticus)Cahaya merupakan faktor penting bagi kehidupan organisme di muka bumi. Cahaya berfungsi sebagai precursor terjadinya fotosintesis pada tumbuhan dan terbentuknya vitamin dalam tubuh makhluk hidup sehingga dapat melaksanakan metabolisme dengan baik. Cahaya merupakan komponen penting bagi tumbuhan untuk melakukan fotosintesis dan menghasilkan glukosa sebagai nutrisinya, tanpa cahaya tumbuhan tidak dapat melangsungkan fotosintesis dan otomatis tidak dapat menghasilkan glukosa sebagai nutrisinya. Intensitas dan panjang gelombang sangatpenting sangat penting dalam proses fotosintesis. Cahaya matahari terutama berperan dalam reaksi terang fotosintesis pada fotosistem I maupun II, dimana dalam proses ini terjadi pembentukan klorofil dari cincin phirol. Cahaya matahari sebagai donor electron menjadi precursor cincin phirol untuk membentuk klorofil. Semakin tinggi kadar klorofil warna daun akan semakin terlihat hijau tua karena terjadi akumulasi klorofil dalam daun tersebut. Sebaliknya semakin sedikit kadar klorofil semakin pucat warna daun tersebut. Apabila suatu perairan kekurangan cahaya matahari, menyebabkan fotosintesis tanaman air terhambat, menyebabkan kadar oksigen yang dihasilkan dari fotosintesis berkurang, sehingga kelarutan oksigen dalam perairan rendah. Rendahnya kadar oksigen dalam air berpengaruh terhadap respon fisiologi dan aktivitas organisme perairan (ikan mas). Kelaruran oksigen yang rendah menyebabkan respirasi ikan sedikit terhambat. Organ-organ respirasi menjadi berat dalam melakukan kerja seperti laju kerja operculum menjadi lebih cepat.

Cahaya mempermudah ikanuntuk memangsa, melakukan aktivitas, reproduksi, mencari perlindungan, orientasi migrasi, polapertumbuhan (Brotowidjoyo et al, 1995), dan fase metabolisme ikan(Brown andGratzek, 1980).Kemampuan sinar matahari pada kondisi cerah dapat diabsorbsi sebanyak 1% pada kedalaman 100 meter danuntukperairan yang keruh hanya mencapai kedalaman 10-30 meter dan tiga meter padaperairan estuari (Brotowidjoyo etal,1995).

Penetrasicahayake dalam perairan menjadirendah apabila kandungan partikel tersuspensi di perairan tinggi (Hutabarat dan Evans, 1985). Berkas cahaya yang jatuh ke permukaan air, sebagiannya akan dipantulkan dan sebagian lagi akanditeruskan ke dalam air. Kecerahan perairan yang di perbolehkan dalam budidaya perikanan berkisarantara 5-10meter (Wibisono,2005).Pada kedalaman tertentu, apabila kemampuan intensitas cahaya dapat melampauinya, akan mempengaruhi produktifitas total dan tumbuhan yang dominan dalam ekosistem.Bentuk-bentukyang hidupdi lautcenderungmenyukai sinar-sinardengan spektrumhijau dan biru. Keadaan ini secara tidaklangsung mempengaruhi daya dukung ekosistem perairan.2.5 Pengaruh Kadar Karbondioksida terhadap Aktivitas IkanKarbondioksida dalam air pada umumnya merupakan hasil respirasi dari ikan dan phytoplankton. Kadar CO2 lebih tinggi dari 10 ppm diketahui menunjukkan bersifat racun bagi ikan, beberapa bukti menunjukkan bahwa karbon dioksida berfungsi sebagai anestesi bagi ikan. Karbondioksida sebesar 10 mg/L atau lebih masih dapat ditolerir oleh ikan bila kandungan oksigen di perairan cukup tinggi. Kebanyakan spesies biota akuatik masih dapat hidup pada perairan yang memiliki kandungan karbondioksida bebas lebih dari 60 mg/L). Ketika kandungan oksigen perairan rendah, proses fotosintesis berjalan lambat, sehingga karbondioksida banyak dilepaskan oleh proses respirasi biota akuatik dan yang tidak terserap oleh phytoplankton (Boyd, 1982).Kadar gas CO2 terlarut sangat dipengaruhi oleh suhu, pH, dan banyaknya organisme yang hidup di dalam air. Semakin banyak organisme di dalam air, semakin tinggi kadar karbon dioksida terlarut dan apabila di dalam air terdapat tumbuhan air yang berfotosintesis contohnya Hydrilla sp. maka akan menghambat tingginya kadar CO2.

CO2 merupakan salah satu gas rumah kaca yang memberikan efek terhadap pemanasan global dan perubahan iklim. Gas-gas rumah kaca menyebabkan energi panas yang berupa gelombang panjang terperangkap didalam atmosfer bumi sehingga menimbulakan efek pemanasan global.2.6 Respirasi ikan Nila (Oreochromis niloticus)

Ikan nila memiliki alat pernapasan berupa lembaran insang yang terletak di sisi lateral kepala, lembaran insang ini berwarna merah muda, tipis, kasar seperti handuk, dan selalu lembab. Insang memiliki penutup yang lebar disebut operkulum. Bagian terluar dari insang berhubungan dengan air, sedangkan bagian dalam berhubungan erat dengan kapiler-kapiler darah. Tiap lembaran insang terdiri dari sepasang filamen, dan tiap filamen. Pada filamen terdapat pembuluh darah yag memiliki banyak kapiler sehingga memungkinkan O2 berdifusi masuk dan CO2 berdifusi keluar. Insang pada ikan bertulang sejati ditutupi oleh tutup insang yang disebut Operculum, sedangkan insang pada ikan bertulang rawan ditutupi oleh Operkulum.

Mekanisme pernapasan pada ikan melalui inspirasi dan ekspirasi. Pada fase inspirasi, O2 dari air masuk ke dalam insang kemudian O2 diikat oleh kapiler darah untuk dibawa ke jaringan-jaringan yang membutuhkan. Fase ekspirasi, CO2 yang dibawa oleh darah dari jaringan akan bermuara ke insang dan dari insang diekskresikan keluar tubuh. Selain dimiliki oleh ikan, insang juga dimiliki oleh katak pada fase berudu, yaitu insang luar. Hewan yang memiliki insang luar sepanjang hidupnya adalah salamander.Fungsi respirasi adalah menyediakan oksigen untuk darah dan membuang karbondioksida. Sistem respirasi terdiri atas paru-paru dan sistem saluran yang menghubungkan jaringan paru-paru dengan lingkungan luar. Sistem respirasi di bagi menjadi dua, yaitu bagian kondusi yang terdiri atas rongga hidung, nesofaring, laring, trakhea, bronki, dan bronkeolus. Bagian respirasinya terdiri atas alveoli dan struktur yang berhubungan. Pertukaran gas antara udara dan darah hanya terjadi dalam alveoli (berbentuk seperti kantung khusus yang membentuk sebagian besar paru-paru). BAB III

METODE PERCOBAAN

2.1 Jenis Penelitian

Penelitian ini merupakan penelitian yang bersifat eksperimen karena terdapat variabel kontrol, variabel manipulasi, dan variabel respon untuk menjawab rumusan masalah.

2.2 Variabel Penelitian

Variabel yang digunakan dalam melakukan percobaan ini antara lain :

a. Variabel kontrol :

1. Jenis ikan

2. Volume air

3. Volume MnSO4

4. Volume KOH-KI

5. Volume H2SO4 pekat

6. Volume larutan amilumb. Volume larutan Phenolphelin (PP)Variabel manipulasi :

1. Toples A1= ikan mas

2. Toples A2= ikan mas dan tumbuhan Hydrilla

3. Toples A3= tumbuhan Hydrilla

4. Toples A4= air (kontrol)

c. Variabel respon : kadar oksigen terlarut (DO) dan kadar CO22.3 Alat dan Bahan

a. Alat1. Termometer suhu

1 buah

2. Toples ukuran 3000ml4 buah

3. Botol winkler gelap2 buah

4. Erlenmeyer

2 buah

5. Pipet

5 buah

6. Gelas ukur

2 buah

7. Alat pemanas air (hitter)2 buah

8. Stopwatch

1 buah

9. Alat tulis

1 buah

b. Bahan1. Air suhu kamar 3000 ml

2. Air panas (80oC) 1000 ml

3. Air es

2000 ml

4. Ikan mas

8 ekor5. MnSO4

20 ml

6. KOH-KI

20 ml

7. H2SO4

20 ml

8. Na2S2O3

40 ml

9. Larutan amilum 1% 10 ml2.4 Langkah Kerja

a. Menyiapkan alat dan bahan.

b. Menyiapkan dua percobaan A dan B, masing-masing terdiri dari empat buah toples. Kemudian menandai toples tersebut dengan kode A1, A2, A3, A4 dan B1, B2, B3, B4.

c. Melakukan perlakuan, antara lain:

1. Mengisi toples A1 dan B1 dengan air + ikan.

2. Mengisi toples A2 dan B2 dengan air + ikan + tumbuhan Hydrilla sp.

3. Mengisi toples A3 dan B3 dengan air + tumbuhan Hydrilla sp.

4. Toples A4 dan B4 hanya diisi dengan air saja (sebagai kontrol) (Air diisi tidak sampai penuh, kira-kira 20 mm di bawah mulut toples)

d. Menutup semua toples tersebut sampai rapat, dan mengusahakan agar tutup toples tersebut tidak bocor.

e. Jika semua toples sudah tertutup rapat, maka langkah selanjutnya yaitu menempatkan rangkaian percobaan A (A1, A2, A3 dan A4) dalam tempat terang (cahaya) dan menempatkan rangkaian percobaan B (B1, B2, B3 dan B4) dalam kamar (tempat) gelap.

f. Mengamati perlakuan tersebut selama 48 jam.

g. Setelah 48 jam, kemudian mengamati semua toples dan melihat perubahan apa yang terjadi pada masing-masing toples tersebut. Dan mencatat juga bila terjadi perubahan pada ikan nila merah maupun tumbuhan Hydrilla sp.

h. Setelah melakukan pengamatan, kemudian melakukan pengukuran terhadap kadar DO dan CO2 dengan metode sebagao berikut :

1. Mengukur Kadar DO (Disolved Oxygen)

a) Mengambil sampel air dengan botol winkler terang dengan hati-hati agar tidak ada O2 yang terperangkap.

b) Menambahkan MnSO4 dan KOH-KI sebanyak 2 ml (dengan membuka botol winkler terang secara hati-hati) kemudian menutup botol winkler kembali dengan membolak-balikkan selama 5 menit, dan membiarkannya selama 10 menit agar terjadi pengikatan oksigen terlarut dengan sempurna dengan ditandai timbulnya 2 lapisan endapan di dasar botol winkler tersebut.

c) Menambahkan H2SO4 pekat sebanyak 2 ml ke dalam botol winkler secara hati-hati, kemudian menutup botol winkler tersebut dan membolak-balikkan sehingga endapan larut dan larutan menjadi warna kuning kecoklatan.

d) Mengambil 100 ml sampel air yang telah dititrasi dengan H2SO4 pekat tadi dan memasukkannya ke dalam erlenmeyer. Kemudian melakukan titrasi dengan Na2S2O3 sampai terjadi perubahan warna (dari coklat menjadi kuning muda). Kemudian menambahkan amilum (1 %) sebanyak 10 tetes hingga tampak warna biru kemudian melanjutkan titrasi dengan Na2S2O3 sampai warna biru hilang.

e) Menghitung DO dengan rumus sebagai berikut :

Rumus DO = 8000 x N x a mg/l (ppm)

Vol. botol winkler 4

Keterangan :

a = volume titrasi Na2S2O3 yang dipakai

N = konstanta 0,025

2. Mengukur Kadar CO2a) Mengambil sampel air dengan botol winkler gelap.

b) Menuangkan 100 ml air sample ke dalam erlenmeyer dan menambahkan 10 tetes larutan phenolphtalin (pp). jika terjadi perubahan dari tidak berwarna menjadi berwarna pink atau merah muda, maka perlu melakukan titrasi dengan larutan NaOH hingga warna menjadi pink atau merah muda (jumlah larutan NaOH yang terpakai merupakan konsentrasi CO2 dalam ppm. Misalnya 2 ml maka konsentrasi CO2 nya sebesar 2 ppm)

2.5 Rancangan Percobaan

a. Rancangan untuk percobaan A (A1, A2, A3, dan A4)

A1

A2

A3

A4

Toples diletakkan pada tempat yang terang terkena cahayab. Rancangan untuk percobaan B (B1, B2, B3, dan B4)

B1

B2

B3

B4

Toples diletakkan pada tempat yang gelap tidak terkena cahaya Toples diletakkan pada tempat yang gelap tidak terkena cahayac. Setelah membuat percobaan A (A1, A2, A3, A4) dan (B1, B2, B3, B4), kemudian

d. Untuk mengukur kadar DO, maka yang harus dilakukan adalah sebagai berikut :

e. Untuk mengukur kadar CO2, maka yang harus dilakukan adalah sebagai berikut :

BAB IVHASIL DAN PEMBAHASAN

4.1 Hasil dan Pengamatan

Berdasarkan percobaan tentang pengaruh kadar oksigen terlarut terhadap aktivitas ikan yang dilakukan di laboratorium Fisiologi Unesa, didapatkan hasil pengamatan sebagai berikut. Tabel 4.1. Hasil Pencatatan dan Penghitungan DO, Karbondioksida, dan Pengamatan Ikan Nila (Oreochromis niloticus) dan Hydrilla verticillata Pada Kondisi Terang (A).Media AirKadar DO (ppm)Kadar CO2 (ppm)Pengamatan Ikan Mas dan Hydrilla

A10,082Ikan mati dengan kondisi pucat dan berlendir, air keruh dan berbau amis, (++)

A20,161Ikan mati dengan kondisi pucat dan berlendir, air jernih, hydrilla dengan kondisi hijau segar.

A30,330,05Air jernih, hydrilla dengan kondisi hijau segar.

A40,650,1Air jernih

Tabel 4.2. Hasil Pencatatan dan Penghitungan DO, Karbondioksida, dan Pengamatan Ikan Nila (Oreochromis niloticus) dan Hydrilla verticillata Pada Kondisi Gelap (B).

Media AirKadar DO (ppm)Kadar CO2 (ppm)Pengamatan Ikan Mas dan Hydrilla

B10,032,3Ikan mati terapung dengan kondisi pucat dan berlendir, air keruh (+++) dan berbau amis

B20,44Ikan mati tenggelam, mata hitam, warna ikan terang, bangkai busuk (+), hydrilla ujungnya berwarna hijau tua, pangkalnya hijau muda (++), bau amis (+)

B300,8Hydrilla hijau tua tapi pucat

B41,70,6Air jernih

Keterangan:

Toples 1: Air + Ikan MasToples 2: Air + Ikan Mas + HydrillaToples 3: Air + HydrillaToples 4: Air (Kontrol)A: Kondisi Terang

B: Kondisi Gelap

Grafik. 4.1. Perbandingan Kadar Oksigen Terlarut dan Kadar Karbondioksida Pada Berbagai Media Air4.2 AnalisisPada percobaan ini terdapat 8 media air yang dibagi menjadi 2 kelompok besar dimana media pertama A1, A2, A3, A4 dan kedua yaitu media B1, B2, B3, B4. Media A diletakkan pada kondisi terang dan media B diletakkan pada kondisi gelap yang memungkinkan cahaya matahari tidak dapat masuk dalam ruang tersebut. Pada masing-masing media A dan B, diberikan perlakuan yang sama dimana perlakuan 1 dengan memasukkan air dan ikan nila dalam toples, perlakuan 2 memasukkan air, ikan nila, dan hydrilla, perlakuan 3 memasukkan air dan hydrilla, perlakuan 4 dengan memasukkan air saja pada toples, perlakuan 4 ini sebagai kontrol dari perlakuan-perlakuan lainnya. Semua toples ditutup rapat agar tidak ada oksigen dari lingkungan yang dapat mempengaruhi penghitungan kadar DO. Pengamatan dilakukan setelah 48 jam, apabila sebelum waktu tersebut sudah ada ikan yang mati, sebaiknya segera dilakukan penghitungan kadar DO dan CO2. Pengamatan pada media A, dimana toples diletakkan pada kondisi terang, didapatkan pada media A1 dengan media berupa air dan ikan nila, dan keadaan toples ditutup rapat, diketahui pada hari ke-1 ikan masih hidup, pada hari ke-2 ikan mati dengan kondisi pucat dan berlendir serta air sebagai media tempat hidupnya keruh, dan berbau amis (++). Berdasarkan penghitungan diperoleh nilai DO 0,08 dan CO2 2 ppm. Pada media A2 dengan media berupa air, ikan nila, serta hydrilla, diketahui pada hari ke-1 ikan masih hidup, pada hari ke-2 ikan mati dengan kondisi pucat dan berlendir serta air sebagai media tempat hidupnya jernih dan air berbau amis, hydrilla yang terdapat di dalamnya hijau segar. Berdasarkan penghitungan diperoleh nilai DO 0,16 dan CO2 1 ppm. Pada media A3 dengan media yang berisi air dan hydrilla pada hari ke-2 didapatkan air tetap jernih dengan keadaan hydrilla segar berwarna hijau tua yang menyeluruh. Berdasarkan penghitungan diperoleh nilai DO 0,33 dan CO2 0,05 ppm.

Pada media A4 dengan media berisi air saja (sebagai kontrol) pada hari ke-2 didapatkan keadaan air tetap jerih. Berdasarkan penghitungan diperoleh nilai DO 0,65 dan CO2 0,1 ppm.Pengamatan pada media B, dimana toples diletakkan pada kondisi gelap, didapatkan media B1 dengan media berupa air dan ikan, dan keadaan toples ditutup rapat, diketahui pada hari ke-1 ikan masih hidup, pada hari ke-2 ikan mati dengan kondisi busuk (++) hal ini diketahui karena keadaan bangkai ikan terapung, mata berwarna putih, warna ikan pucat, air sebagai media tempat hidupnya keruh (+++), dan berbau amis (+++). Berdasarkan penghitungan diperoleh nilai DO 0,03 dan CO2 2,3 ppm. Pada media B2 dengan media berupa air, ikan nila, serta hydrilla, diketahui pada hari ke-1 ikan masih hidup, pada hari ke-2 ikan mati dengan kondisi busuk (+) hal ini diketahui dengan keadaan bangkai ikan yang tenggelam, warna ikan cerah, air sebagai media tempat hidupnya tidak begitu keruh dibandingkan pada media B1, serta bau air juga tidak begitu amis dibandingkan pada media B1, hydrilla yang terdapat di dalamnya pucat, pangkalnya berwarna hijau muda dan ujungnya berwarna hijau tua. (++). Berdasarkan penghitungan diperoleh nilai DO 0,4 dan CO2 4 ppm. Pada media B3 dengan media yang berisi air dan hydrilla pada hari ke-2 didapatkan air tetap jernih dengan keadaan hydrilla berwarna hijau pucat. (++). Berdasarkan penghitungan diperoleh nilai DO 0 dan CO2 0,8 ppm. Pada media B4 dengan media berisi air saja (sebagai kontrol) pada hari ke-2 didapatkan keadaan air tetap jerih. (++). Berdasarkan penghitungan diperoleh nilai DO 1,7 dan CO2 0,6 ppm. Hasil tersebut tergambar pada grafik 4.1 tentang perbandingan kadar oksigen terlarut dan karbondioksida dalam media air.

4.3 Pembahasan

Berdasarkan hasil pengamatan dan analisis data dapat diketahui bahwa kadar kelarutan oksigen (O2) dan kadar karbondioksida (CO2) mempengaruhi aktivitas ikan nila (Oreochromis niloticus). Kadar O2 dan CO2 dipengaruhi oleh keberadaan organisme air di dalam media / ekosistem tersebut. Tumbuhan air mempengaruhi tingginya kelarutan O2 dan rendahnya CO2 dalam perairan karena dari O2 dapat dihasilkan dari proses fotosintesis menyebabkan kadar O2 tinggi dalam air. Kadar CO2 rendah karena diabsorbsi tumbuhan untuk melangsungkan fotosintesis tersebut. Media A1 dengan diletakkan pada kondisi terang yang berisi air dan ikan dengan kadar DO 0,08 dan CO2 2 ppm. Pengamatan hari ke-2 ikan mati, kondisi air keruh dan berbau amis (++). Ikan mati karena kadar O2 yang terlarut tidak mencukupi kebutuhan respirasi ikan. Hal ini sesuai dengan penentuan kadar DO beradasarkan Swingle dalam Boyd, (1988), dalam penentuan tersebut menyebutkan kadar DO antara 0,3 - 1 akan menyebabkan kematian ikan jika berlangsung dalam waktu lama. Hal ini berarti ikan tidak dapat bertahan hidup apabila kadar DO yang berkisar angka tersebut dalam jangka waktu pendek, namun terbatas dalam aktivitas dan pergerakannya. Praktikum ini dilaksanakan selama 2 hari (tidak dalam waktu yang lama) sehingga ikan tidak dapat bertahan hidup. Kadar DO yang rendah disebabkan tidak adanya tumbuhan air yang dapat menghasilkan O2, dimana O2 terlarut bergantung dari DO awal sebelum toples ditutup rapat, sedangkan kebutuhan O2 terus meningkat menyebabkan semakin lama DO semakin berkurang. Air keruh disebabkan dari hasil ekskresi ikan yang berupa feses dan sisa metabolisme lain. Feses mengandung amonia dan nitrogen tinggi serta tidak adanya tumbuhan air yang mengalir sehingga senyawa tersebut terakumulasi sehingga menyebabkan bau amis (++) pada air. Pada toples A2 terdapat tumbuhan air menyebabkan kadar DO lebih tinggi yakni 0,16 karena didukung dari hasil fotosintesis dan keadaan ruangan terang yang memungkinkan terjadinya proses tersebut. Tidak adanya ikan dalam toples tersebut menyebabkan kadar DO lebih tinggi daripada kadar CO2 sebesar 1 ppm. Air tidak begitu keruh dan amis seperti pada A1 karena hadirnya tumbuhan air yang dapat mengabsorbsi senyawa N dan NH3 sebagai hasil ekskresi ikan. Keadaan hydrilla segar dan berwarna hijau tua karena mendapatkan cahaya matahari yang optimal sehingga dapat melangsungkan fotosintesis dan pembentukan klorofil.Pada media A3 kadar DO tinggi yakni 0,33 hal ini karena dalam media tersebut hanya terdapat hydrilla dan air sehingga kadar DO selalu bertambah dan tidak berkurang. Hydrilla segar berwarna hijau tua karena dapat melangsungkan fotosintesis dan pembentukan klorofil. Air berwarna jernih karena tidak ada ikan yang membuang hasil ekskresi pada air. Kadar CO2 0,05 ppm.Hal ini berbeda dengan A4 yang memiliki kadar DO paling tinggi yaitu 0,65, kadar DO ini diperoleh dari DO awal sebelum toples ditutup rapat. DO ini lebih tinggi dibanding B4, karena diletakkan di tempat terang sehingga memungkinkan terjadinya fotosintesis mikroalga dan fitoplankton menyebabkan kadar oksigen terlarutnya tinggi. Kadar CO2 0,01 ppm. Media B1 dengan diletakkan pada kondisi gelap yang berisi air dan ikan dengan kadar DO 0,03 dan CO2 2,3. Pengamatan hari ke-1 ikan masih hidup, pengamatan hari ke-2 ikan mati dengan kondisi busuk. Hal ini diketahui karena keadaan bangkai ikan terapung, mata berwarna putih, warna ikan pucat, air sebagai media tempat hidupnya keruh (+++), dan berbau amis. Saat pengukuran DO air ikan sudah mati terapung dalam media, sehingga kadar DO tersebut bukan kadar DO saat ikan mati. Pada kadar tersebut sudah terjadi pengurangan O2 hasil dari dekomposisi bangkai ikan. Kondisi bangkai ikan yang busuk (++) mengindikasikan bahwa ikan telah mati dalam jangka waktu yang lebih lama, menyebabkan terbentuknya gas dalam tubuh ikan yang diakibatkan adanya kegiatan mikroorganisme dalam pembusukan sehingga tubuh ikan mengambang, lembek, matanya putih dan warna tubuh pucat. Air sangat keruh dan berbau amis disebabkan karena hasil ekskresi ikan saat masih hidup disertai dengan dekomposisi bangkai ikan, bangkai ikan yang lunak karena terendam air menyebabkan rusaknya jaringan ikan sehingga mengelupas sedikit demi sedikit sehingga menyebabkan air keruh. Hal ini berbeda dengan B2, dengan kadar DO 0,4 dan CO2 4 ppm, pada media ini terdapat air, hydrilla, dan ikan dan toples diletakkan pada kondisi gelap. Kadar DO B2 lebih rendah dibandingkan A2, karena toples ini diletakkan di tempat gelap, minim cahaya sehingga fotosintesis terhambat, hasil Oksigen terlarut juga sangat sedikit. Pada hari ke-1 ikan masih hidup, pada hari ke-2 ikan mati dengan kondisi tidak sebusuk pada perlakuan B1, bangkai ikan tenggelam, mata ikan hitam, warna tubuh ikan terang. Hal ini mengindikasikan bahwa ikan mati dalam jangka waktu pendek sebelum pengamatan, karena bangkai ikan masih terlihat segar. Air sebagai media tempat hidupnya tidak begitu keruh dibandingkan pada media B1, serta bau air juga tidak begitu amis dibandingkan pada media B1. Hal ini karena hadirnya hydrilla yang terdapat dalam toples sehingga dapat mengabsorbsi senyawa-senyawa kimia (hasil ekskresi ikan) yang terdapat dalam air, serta menyerap CO2 air untuk melangsungkan fotosintesis. Hydrilla pucat, pangkalnya berwarna hijau muda dan ujungnya berwarna hijau tua (++). Hal ini disebabkan karena toples berada di tempat gelap sehingga menghambat proses fotosintesis dan menghambat pembentukan klorofi sehingga warna hydrilla pucat.Pada media B3 kadar DO 0, hal ini karena dalam media tersebut hanya terdapat cahaya yang membantu proses fotosintesis pada Hydrilla sehingga kadar DO tidak bertambah. Kadar ini lebih rendah dibandingkan dengan A3, karena pada B3 toples diletakkan di tempat gelap sehingga proses fotosintesis terhambat, sehingga kadar O2 yang dihasilkan tidak ada, selain itu juga menyebabkan pembentukan klorofil juga terganggu menyebabkan warna hydrilla pucat. Air berwarna jernih karena tidak ada ikan yang membuang hasil ekskresi pada air. Kadar CO2 0,8 ppm.

Hal ini berbeda dengan B4 yang memiliki kadar DO lebih tinggi yaitu 1,7 kadar DO ini diperoleh dari DO awal sebelum toples ditutup rapat. Perlakuan ini sebagai kontrol perlakuan dimana hanya berisi air tidak ada hydrilla dan ikan, sehingga DO dan CO2 tidak ada penambahan sama sekali. Kadar CO2 sebesar 0,6 ppm.

Hubungan produsen (tumbuhan air) dan konsumen (ikan) merupakan hubungan yang saling melengkapi, dimana tumbuhan air dapat menyerap CO2 sebagai hasil respirasi ikan dan mengubahnya menjadi O2 sebagai bahan baku respirasi ikan. Tidak adanya satu diantara keduanya menyebabkan ekosistem perairan terganggu.

Kadar CO2 disemua perlakuan tidak sama, hal ini disebabkan adanya aktifitas dari makhluk hidup, baik aktifitas Hydrilla, ikan maupun plankton. Berdasarkan teori, pada toples yang mengalami fotosintesis (toples pada kondisi terang) memiliki kadar CO2 yang lebih rendah dibanding lainnya karena proses fotosintesis membutuhkan CO2. Pada media tanpa hydrilla seharusnya memiliki kadar CO2 yang tinggi karena CO2 terakumulasi dalam air, tidak ada yang mengabsorbsi. Kadar CO2 yang sama dalam praktikum ini dimungkinkan karena ketika pengambilan sampel air dari media toples tidak dimasukkan dalam botol terang terlebih dahulu sehingga kadar CO2 lingkungan mempengaruhi hasil akhir. Hal ini mengindikasi CO2 yang ada pada lingkungan saat itu bercampur dengan air sampel yang akan diuji. Ketidak telitian dalam melakukan titrasi PP terhadap sampel air, dimungkinkan terjadi sedikit kesalahan dalam melihat tepat perubahan warna larutan. .BAB V

PENUTUP

5.1 Simpulan

a. Produsen berperan sebagai penyedia oksigen dan karbohidrat bagi konsumen, sedangkan konsumen berperan sebagai penyedia CO2 untuk produsen untukdigunakan produsen dalam melakukan proses fotosintetis.b. Produsen dan konsumen saling bergantung satu sama lain, jika salah satu tidak dapat melakukan proses dengan baik maka proses lainnya tidak akanbisa berjalan.

c. Dalam melakukan proses fotosintesis mutlak diperlukan bantuan cahaya matahari, CO2, dan karbohidrat.d. Kadar O2 terlarut (DO) mempengaruhi aktivitas ikan

e. Kadar O2 di tempat terang lebih tinggi dibanding kadar O2 di tempat gelap.5.2 Saran

a. Teliti dalam pengukuran kadar CO2, menggunakan winkler terang terlebih dahulu untuk mengambil sampel air dan ketika melakukan titrasi PP pada sampel air dengan mengamati dengan teliti tepat perubahan warna yang terjadi.b. Pada praktikum perlu dipilih ikan-ikan yang mempunyai umur, aktivitas dan ukuran yang sama agar ketepatan kebutuhan oksigennya sama.

c. Hydrilla yang dimasukkan ukuran dan jumlah daunnya juga perlu samakan karena sangat mempengaruhi laju fotosintesis.

.DAFTAR PUSTAKAAnonim. 2011. Tumbuhan Air (Hydrilla verticillata) http://ayhaduck.blogspot.com/2011/11/tumbuhan-air-hydrilla-verticilata.html (Online) Diakses tanggal 15 Mei 2013)Brotowijoyo,M.D.,Dj. Tribawono., E. Mulbyantoro. 1995.PengantarLingkungan Perairan dan Budidaya Air. Penerbit Liberty: Yogyakarta.Brown.E.E and J B Gratzek. 1980. Fish Farming Handbook.AVIPublishingCompany INC: New York.

Boyd, C.E. 1981. Water Quality in Warm Water Fish Pond. AuburnUniversity: Auburn.

Effendi dan Hefni. 2003. Telaah Kualitas Air. Kanisius : Yogyakarta

Hutabarat, S. 2000. Peranan Kondisi Oceanografi terhadap Perubahan Iklim,Produktivitas dan Distribusi Biota Laut.UNDIP: Semarang.Kanisius. 1992. Polusi Air dan Udara. Yogjakarta. Penerbis KanisiusSalmin. 2000. Kadar Oksigen Terlarut diPerairan Sungai Dadap Goba Muara Karang dan Teluk Banten. Jurnal Balitbang Oseanografi Puslitbang Oseanografi LIPI Jakarta.

Sukiya. 2005. Biologi Vertebrata. Malang. Penerbit Universitas Negeri MalangYuliani dan Raharjo. 2012. Panduan Praktikum Ekofisiologi. Surabaya : Laboratorium Fisiologi Tumbuhan Jurusan Biologi FMIPA Unesa.

Menyiapkan alat dan bahan

Menyiapkan percobaan A (A1, A2, A3, A4) dan B (B1, B2, B3, B4)

Melakukan perlakuan seperti yang diterangkan pada langkah kerja di atas

Percobaan A

Percobaan B

Percobaan A dan B dibiarkan selama 48 jam

Mengukur kadar DO dan CO2

Setelah 48 jam, kemudian mengamati perubahan apa saja yang terjadi pada ikan nila merah maupun tumbuhan Hydrilla sp.

Mengambil sampel air pada perlakuan A (A1, A2, A3, A4) dan B (B1, B2, B3, B4) tersebut dengan botol winkler terang dengan hati-hati agar tidak ada O2 yang terperangkap.

Menambahkan MnSO4 dan KOH KI masing-masing sebanyak 2 ml dengan membuka botol winkler secara hati-hati, kemudian mengocoknya dengan pelan. (membolak-balik botol secara hati-hati hingga pereaksi tercampur dengan sampel air). Mendiamkannya hingga terbentuk 2 lapisan.

KOH-KI 2 ml

MnSO4 2 ml

Menambahkan H2SO4 pekat sebanyak 2 ml ke dalam botol winkler dengan hati-hati, kemudian mengocok botol hingga larutan tercampur.

H2SO4 2 ml

Mengambil 100 ml sampel air yang telah dititrasi dengan H2SO4 pekat tadi dan memasukkannya ke dalam erlenmeyer. Kemudian melakukan titrasi dengan Na2S2O3 sampai terjadi perubahan warna (dari coklat menjadi kuning muda). Kemudian menambahkan amilum (1 %) sebanyak 10 tetes hingga tampak warna biru kemudian melanjutkan titrasi dengan Na2S2O3 sampai warna biru hilang.

Menghitung DO dengan rumus sebagai berikut :

DO = mg/l (ppm)

8000 x N x a

Vol. botol winkler 4

Keterangan :

a = volume titrasi Na2S2O3 yang dipakai

N = konstanta 0,025

Mengambil sampel air pada perlakuan A (A1, A2, A3, A4) dan B (B1, B2, B3, B4) tersebut dengan botol winkler gelap dengan hati-hati agar tidak ada O2 yang terperangkap.

Menuangkan 100 ml air sample ke dalam erlenmeyer dan menambahkan 10 tetes larutan phenolphtalin (pp). jika terjadi perubahan dari tidak berwarna menjadi berwarna pink atau merah muda, maka perlu melakukan titrasi dengan larutan NaOH hingga warna menjadi pink atau merah muda

Phenolptalin (pp)

18Laporan Praktikum Ekofisiologi Biologi 2010 tahun 2013Halaman 1

_1431716025.xlsChart1

0.082

0.161

0.330.05

0.650.1

0.032.3

0.44

00.8

1.70.6

DO

CO2

Perlakuan

Nilai

Sheet1

DOCO2Column1

A10.082

A20.161

A30.330.05

A40.650.1

B10.032.3

B20.44

B300.8

B41.70.6

To resize chart data range, drag lower right corner of range.