Paper Sumoharjo (Revised)

48
Tugas : Monitoring dan Evaluasi Lingkungan Akuakultur Dosen : Dr. Ir. Eddy Supriyono, M.Sc DAMPAK LINGKUNGAN DARI PENGGUNAAN BAHAN KIMIA DALAM KEGIATAN AKUAKULTUR Disusun oleh : SUMOHARJO C151080041 MAYOR ILMU AKUAKULTUR SEKOLAH PASCASARJANA INSTITUT PERTANIAN BOGOR BOGOR 2009

Transcript of Paper Sumoharjo (Revised)

Page 1: Paper Sumoharjo (Revised)

Tugas : Monitoring dan Evaluasi Lingkungan Akuakultur Dosen : Dr. Ir. Eddy Supriyono, M.Sc

DAMPAK LINGKUNGAN DARI PENGGUNAAN

BAHAN KIMIA DALAM KEGIATAN AKUAKULTUR

Disusun oleh :

SUMOHARJO C151080041

MAYOR ILMU AKUAKULTUR

SEKOLAH PASCASARJANA INSTITUT PERTANIAN BOGOR

BOGOR 2009

Page 2: Paper Sumoharjo (Revised)

i

KATA PENGANTAR

Puji syukur kehadirat Allah SWT, karena atas rahmat-Nya jualah sehingga

makalah ini dapat saya selesaikan.

Makalah ini berjudul “Dampak Lingkungan Dari Penggunaan Bahan

Kimia Dalam Kegiatan Akuakultur” yang mana merupakan pengembangan dari

sebuah buku yang berjudul Environmental Management for Aquaculture pada

Bab III dengan sub judul “Environmental Impact of Chemicals in Aquaculture”

yang ditulis oleh Alex Midlen dan TA. Redding, terbit pada tahun 1998.

Isi dari makalah ini memuat tentang penggunaan bahan-bahan kimia dalam

akuakultur, monitoring dan evaluasi dampak yang ditimbulkannya terhadap

lingkungan perairan budidaya maupun lingkungan perairan secara umum, dan

beberapa metode menghilangkan residu bahan kimia tersebut dari lingkungan

perairan budidaya.

Penulis menyadari sepenuhnya bahwa isi dari makalah ini masih terdapat

kekurangan dan jauh dari kesempurnaan. Oleh karena itu, penulis sangat

mengharapkan kritik dan saran demi kesempurnaan makalah ini.

Semoga makalah dapat bermanfaat bagi pihak-pihak yang

memerlukannya.

Bogor, Juni 2009 Penulis

Sumoharjo

Page 3: Paper Sumoharjo (Revised)

ii

DAFTAR ISI

Halaman

KATA PENGANTAR ................................................................................................. i

DAFTAR TABEL...................................................................................................... iv

DAFTAR GAMBAR .................................................................................................. v

DAFTAR LAMPIRAN.............................................................................................. vi

I. PENDAHULUAN ............................................................................................... 1 II. BAHAN KIMIA YANG DIGUNAKAN DALAM AKUAKULTUR ................. 2

2.1. DISINFEKTAN ............................................................................................ 2 2.1.1. Copper Sulfat (CuSO4),....................................................................... 2 2.1.2. Malachite Green dan Formalin............................................................ 3 2.1.3. Kalium Permanganat (KMN4)............................................................. 4 2.1.4. Quaternary ammonia compounds (QACs).......................................... 4 2.1.5. Garam.................................................................................................. 5

2.2. ORGANOFOSFAT........................................................................................ 6

2.3. ANTIBIOTIK................................................................................................. 7 2.3.1. Jenis dan Cara Penggunaan Antibiotik ............................................... 7 2.3.2. Cara Kerja Antibiotik.......................................................................... 8

III. MONITORING DAMPAK PENGGUNAAN BAHAN KIMIA DALAM AKUAKULTUR ................................................................................... 10 3.1. Waktu Monitoring (Frekuensi dan Tren) ....................................................... 10 3.2. Metode Monitoring Polutan dalam Lingkungan Terkontrol.......................... 10 3.3. Metode Deteksi Residu Bahan Kimia ............................................................ 11

3.3.1. Deteksi Residu Disinfektan................................................................... 12 3.2.2. Deteksi Residu Organofosfat ................................................................ 13 3.2.3. Deteksi Residu Antibiotik ..................................................................... 13

3.4. Baku Mutu Bahan Kimia .............................................................................. 14

IV. EVALUASI DAMPAK LINGKUNGAN DARI PENGGUNAAN BAHAN KIMIA DALAM AKUAKULTUR ....................................................... 16

4.1. DISINFEKTAN ............................................................................................ 17 4.1.1. Copper Sulfat (CuSO4),......................................................................... 17 4.1.2. Malachite Green dan Formalin.............................................................. 19 4.1.3. Kalium Permanganat (KMN4)............................................................... 20 4.1.4. Quaternary ammonia compounds (QACs)............................................ 22

Page 4: Paper Sumoharjo (Revised)

iii

4.2. ORGANOFOSFAT........................................................................................ 22 4.2.1. Dampak Pestida Terhadap Lingkungan ................................................ 22

4.3. ANTIBIOTIK................................................................................................. 27 4.3.1. Resistensi Antibiotik ............................................................................. 27 4.3.2. Persistensi Residu Antibiotik di Lingkungan........................................ 28 4.3.3. Pengaruh Antibiotik Terhadap Komunitas Mikroba............................. 29 4.3.4. Dampak Antibiotik Terhadap Akuakultur ............................................ 31

V. PENGHILANGAN ZAT THERAPEUTIK DARI

SISTEM AKUAKULTUR.................................................................................... 34 VI. TREN PENGGUNAAN TERAPEUTANT.......................................................... 36 V11. KESIMPULAN .................................................................................................. 38 DAFTAR PUSTAKA LAMPIRAN

Page 5: Paper Sumoharjo (Revised)

iv

DAFTAR TABEL

1. Beberapa contoh antimikrobial yang umum digunakan dalam akuakultur ........... 8

2. Monitoring trend dan optimasi frekuensi ............................................................. 10

3. Metode utama untuk uji toksisitas dalam lingkungan akuatik ............................. 10

4. Toksisitas akut dan Maximum allowable Toxican Concentrates (MATC) ......... 14

5. Acceptable Daily Intake (ADI) ............................................................................ 15

6. Data regresi linear pengaruh copper terhadap insang ikan mas ........................... 18

7. Dua faktor yang dapat menyebabkan fiksasi dan menurunkan daya toksin organofosfat di perairan ..................................................................... 7

8. Hasil uji waktu paruh dari tiga antibiotik; oxytetracyclin, oxolinic acid, dan furazolidon dalam sedimen dari tiga karamba ikan salmon .............................................................................. 8

9. Jumlah total bakteri dalam semua sedimen setelah pemberian antibiotik .......... 30

10. Laju reduksi sulfat (MnSO4/m2/hari) setelah pemberian antibiotik ..................... 30

11. Resistensi bakteri atas agen antibakteri (% plate count pada waktu berbeda setelah pemberian antibiotik ............................................... 30

12. Sensitifitas antibiotik oleh isolat bakteri Vibrio hareveyi yang diambil dari hatchery berbeda ..................................................................... 32

13. Mortalitas PL udang windu (Peneaus monodon) dalam isolat bakteri pada berbagai konsentrasi ........................................................................ 31

14. Hubungan pH dan temperatur dalam adsorpsi zat therapeutik ............................ 34

Page 6: Paper Sumoharjo (Revised)

v

DAFTAR GAMBAR

1. Prinsip kerja garam sebagai disinfektan ........................................................... 5

2. Bentuk molekul organofosfat ........................................................................... 6

3. contoh jenis kutu yang dapat dibasmi dengan organofosfat ............................ 7

4. Skema monitoring dan evaluasi cemaran bahan kimia .................................. 11

5. Potongan membujur jaringan insang yang terpapar copper sulfat1 .................. 9

6. Aktifitas ChE pada juvenil ikan gilthead sea bream yang terpapar dichlorvos ................................................................................ 24

7. Tingkat lipid peroxida dalam kepala ikan gilthead sea bream yang terpapar dichlorvos ................................................................................ 26

Page 7: Paper Sumoharjo (Revised)

vi

DAFTAR LAMPIRAN

1. Sumber literatur yang dikembangkan (Chapter 3; Environmetal Impact of

Chemicals in Aquaculture. A Midlen dan TA Redding, 1998)

Page 8: Paper Sumoharjo (Revised)

1

I. PENDAHULUAN

Akuakultur diketahui sebagai kegiatan budidaya organisme akuatik, termasuk

ikan, moluska, krustasea, dan tumbuhan air. Istilah budidaya berdampak pada beberapa

bentuk campur tangan manusia dalam proses pemeliharaan untuk meningkatkan

produksi, misalnya penebaran secara berkala, pemberian pakan, dan perlindungan dari

predator (pullin, 1990).

Dalam lingkup kegiatan akuakultur, mengharuskan adanya manajemen kualitas

air dan perlindungan penyakit atau parasit ikan untuk menjaga produktifitas organisme

akuatik yang dibudidayakan. Dalam upaya mencegah atau mengobati ikan dari penyakit

infeksius dan menanggulangi parasit dan serangan predator, para pembudidaya biasanya

menggunakan bahan-bahan kimia yang biasa dikenal dengan istilah chemotherapetic

agent.

Di samping dapat membantu manusia dalam usaha mengatasi gangguan hama dan

penyakit, ternyata penerapan pestisida memberi pengaruh besar terhadap organisme atau

lingkungan lain yang bukan sasaran (Murty, 1986). Hal ini dapat terjadi apabila residu

bahan kimia tersebut masuk ke lingkungan sehingga dapat digolongkan sebagai bahan

pencemar (polutan).

Menurut Pillay, (1992); GESAMP, (1997) dalam Midlen dan Redding (1998)

bahwa pada umumnya bahan kimia yang digunakan oleh industri akuakultur bertujuan

untuk mengobati atau mencegah penyakit menular (therapeutik). Bahan kimia yang

digunakan biasanya memiliki senyawa aktif baik berupa anorganik maupun organik yang

secara kimiawi bersifat menghambat atau mematikan organisme penyebab penyakit,

sehingga bisa dianggap sebagai bahan beracun (toxin).

Tulisan ini bertujuan untuk memaparkan tentang monitoring dan evaluasi dari

penggunaan bahan kimia pada kegiatan akuakultur dan dampaknya pada lingkungan,

sehingga langkah-langkah awal dapat diambil untuk meminimalkan dampak negatifnya.

Page 9: Paper Sumoharjo (Revised)

2

II. BAHAN KIMIA YANG DIGUNAKAN DALAM AKUAKULTUR

Produk terapeutik yang paling umum digunakan terdiri atas tiga kelas (Alderman

dan Michel, 1992 dalam Midlen dan Redding, 1998) yaitu :

1. Disinfektan khusus, digunakan untuk memberantas parasit seperti; bakteri, protozoa,

dan fungi. Kelompok ini meliputi senyawa-senyawa seperti; malachite green, garam,

copper sulfat (CuSO4), potassium permanganat (KmNO4), dan senyawa quaternary

amonia (NH4-N).

2. Organo-phosphat, terutama diclorovos, digunakan untuk memberantas kutu laut atau

krustasea predator yang biasanya memangsa larva ikan.

3. Antimikroba, terdapat dalam berbagai macam senyawa, umumnya terdiri atas

antibiotik dan agen antibakteri sintetis.

2.1. DISINFEKTAN

Disinfektan merupakan suatu bahan bahan kimia yang dapat mematikan sel-sel

vegetatif tetapi belum tentu mematikan bentuk-bentuk spora mikroorganisme penyebab

penyakit. Biasanya digunakan untuk sterilisasi wadah dan peralatan yang digunakan

dalam kegiatan akuakultur (Madigan et al., 2003).

Disinfektan juga umum digunakan dalam kegiatan akuakultur untuk memberantas

parasit, jamur, bakteri, dan algae, terutama pada fase telur dan larva namun demikian

pemakaian.bahan kimia sebagai disinfektan perlu mempertimbangkan kemungkinan

pengaruh toksisitasnya, karena terdapat masalah dengan adanya batasan yang sangat tipis

yang memisahkan antara konsentrasi yang efektif dan konsentrasi yang dapat membunuh

ikan (Watson dan Yanong, 2002).

2.1.1. Copper Sulfat (CuSO4)

Salah satu senyawa yang biasa digunakan adalah copper sulfat (CuSO4), yang mana

telah digunakan selama bertahun-tahun sebagai bahan kimia dalam budidaya kolam air

tawar dan kegiatan budidaya lainnya, copper merupakan suatu algicide efektif atau

pemberantas algae, di mana dapat digunakan dengan cara penyebaran untuk

mengendalikan ganggang di kolam, termasuk filamentous atau ganggang lebih tinggi

Page 10: Paper Sumoharjo (Revised)

3

seperti Chara (stink weed). Telah ada beberapa usaha penggunaan copper untuk

mengurangi kelimpahan ganggang yang dapat mengurangi selera makan jenis ikan

catfish. Copper sulfat sebanyak 0.084 mg/l yang setara dengan 0.033 mg/l copper

digunakan untuk mereduksi blooming microcystis di kolam (Boyd, 1990)

2.1.2. Malachite Green dan Formalin

Menurut Canadian Food Inspection Agency (CFIA) (2005) bahwa malachite green

adalah cationic triphenylmethane dye (pewarna sintetis) secara komersial dapat diperoleh

berupa oxalate and garam hydrochloride. Malachite green memiliki sifat anti fungal yang

kuat dan digunakan untuk membasmi Saprolegnia (fungus) atau sebagai senyawa untuk

mencegah infeksi pada telur ikan. Malachite Green dan Formalin juga merupakan bahan

kimia yang digunakan untuk membasmi parasit, yang dapat digunakan bersama-sama

atau terpisah untuk memberantas Gyrodactylus (skin flukes), Dactylogyrus (gill flukes),

Ichthyobodo (Costia), Trichodina , Chilodonella dan Ichthyophthirius (white spot).

Jung, et al (2001) menyatakan bahwa formalin merupakan nama umum dari 37 %

gas formaldehyde yang dilarutkan dalam air, biasa digunakan untuk membasmi parasit

metazoan dan protozoan, cara pemakaiannya dapat dilakukan dengan cara perendaman :

0.15 - 0.25 ml/l selama 60 menit. Atau dengan mengoleskannya pada bagian yang

terinfeksi : 0.015 - 0.025 ml/l, dapat diulang setiap 3 – 4 hari dan dilakukan pada air yang

berbeda di setiap perlakuan. Sedangkan untuk penggunaan malachite green dengan

perendaman : 1-2 mg/l , selama 30 - 60 menit dan dapat diulang 4 kali; dengan

pengolesan (prolong immersion) : 0.1- 0.25 mg/l dan dapat diulang tiga kali sehari,

maksimum tiga kali; dan dengan perlakuan khusus langsung pada luka, terutama jika

sudah ada serangan jamur, dengan tetap menjaga agar tidak ada kontak langsung pada

mata dan insang ikan

Menurut Jung, et al (2001) formalin juga adalah disinfektan yang kuat dan

digunakan untuk membunuh mikroorganisme atau sebagai pengawet spesimen biologi.

Bahan-bahan kimia ini dapat digunakan secara terpisah, tetapi biasanya digunakan secara

bersama-sama karena menghasilkan pengaruh yang sinergis dan lebih kuat.

Page 11: Paper Sumoharjo (Revised)

4

2.1.3. Kalium Permanganat (KMNO4)

KMNO4 juga dapat membasmi Trichodina, Costia and Chilodonella, serta

monogenean flukes, Gyrodactylus (skin flukes) dan Dactylogyrus (gill flukes), bahkan

dapat juga digunakan untuk mengobati penyakit karena infeksi bakteri pada insang dan

penyakit bakteri, seperti borok di kulit. Cara pemakaiannya di kolam adalah dengan

menyemprotkan larutan KMNO4 dengan dosis 2 mg/l, jika nampak berwarna pink selama

4-6 jam maka dosisnya sudah sesuai, jika tidak, maka dosisnya ditambahkan sebanyak

1.75 mg/l pada hari berikutnya, ulangi perlakuan ini sampai nampak warna pink konstan

selama 4-6 jam, agar lebih efektif maka air diganti terlebih dahulu sebelum melakukan

perlakuan untuk menghindari bahan organik yang terlalu banyak dalam kolam (Arthur, et

al., 1996). Pada perlakuan di kolam/bak, dengan residual 1.75 mg/l efektif membunuh

bakteri dan parasit lebih kecil (tidak untuk lernea dan atau argulus), dapat diulang setiap

2-3 hari sekali, maksimal 3 kali. Sedangkan dengan perendaman singkat dapat diulang

setiap hari, maksimal 5 kali. Perlakuan dengan pencelupan 20 mg/l selama 20 detik

efektif untuk membasmi Lernea dan Argulus.

2.1.4. Quaternary ammonia compounds (QACs)

Quaternary ammonia compounds (QACs) adalah disinfektan yang sangat kuat

dengan penambahan aksi surfaktan (deterjen) untuk menghilangkan kelebihan mukus

yang dihasilkan oleh parasit dan bakteri, membuat aksi kombinasi QAC dan surfaktan

menjadi lebih efektif. Keduanya sangat sesuai untuk membasmi infeksi bakteri eksternal

seperti; Bacterial Gill Disease. Dengan menghilangkan kelebihan lendir (mukus) di

insang dapat membantu pernafasan ikan. Pengobatan Bacterial Gill Disease dapat

dilakukan juga dengan kombinasi QAC dengan chloramine-T, tetapi tidak dalam waktu

bersamaan. Kombinasi perlakuan ini bisa lebih sukses. QAC juga dapat digunakan untuk

membersihkan luka dan borok, kedua anti bakteri dan deterjen membantu membunuh

bakteri dan menghilangkan bekas luka (GESAMP, 1997). Umumnya QAC yang

digunakan adalah benzalkonium chloride, Hyamine 3500 dan Hyamine 1622 yang sangat

populer di Inggris dengan merek Vetark’s Ark-Klens’ dan NT Labs ‘Gill Wash’.

Tingkat dosis yang digunakan, antara lain :

∗ 10 mg of active QAC per litre selama 5-10 minutes

Page 12: Paper Sumoharjo (Revised)

5

∗ 5 mg of active QAC per litre selama 30 minutes

∗ 2 mg of active QAC per litre selama 60 minutes

∗ 1 mg of active QAC per litre selama beberapa jam

∗ Umumnya dosis rendah yang digunakan harus selama 2-3 kali perlakuan.

2.1.5. Garam (NaCl)

Garam (NaCl) adalah zat yang telah umum digunakan untuk membasmi penyakit,

yang bekerja dengan baik untuk melawan parasit protozoa seperti Costia, Trichodina dan

Chilodonella serta kutu dan ektoparasit lainnya. Garam dapat membantu masalah

osmoregulasi yang diakibatkan oleh borok karena infeksi bakteri, membantu

membersihkan insang sehingga mendukung ikan yang menderita stress. Karena cara

kerjanya yang berbeda dari kebanyakan perlakuan penyakit, garam lebih aman dari pada

senyawa kimia lainnya dan tidak akan mempengaruhi proses biofiltrasi di kolam. Pada

umumnya digunakan pada intensitas tinggi dalam jangka pendek dengan cara

perendaman. Tetapi juga bisa digunakan dalam jangka panjang untuk mendukung

perlakuan pada kolam (GESAMP, 1997).

Perlakuan dengan perendaman dalam larutan garam umumnya dilakukan dalam

waktu singkat (30 menit) dengan dosis 10 – 30 ppt untuk menghindari terjadinya difusi

molekul air yang lebih besar dari ikan, karena bisa menyebabkan ikan menjadi stress.

Sedangkan dengan prolong immersion dapat

dilakukan dengan dosis 1 – 3 ppt, dosis yang lebih

rendah sering direkomendasikan untuk pencegahan

(prophylactic) pada kolam ikan koi. Namun untuk

pengobatan luka/borok karena infeksi bakteri

disarankan menggunakan dosis 5 ppt.

Cara kerja garam dalam membunuh parasit

adalah dengan berdasarkan pada peningkatan gradient tekanan osmotic antara parasit atau

ikan dengan air di sekitarnya. Hal ini, akan mempengaruhi tekanan osmotik parasit, di

mana ketika garam ditambahkan ke dalam air, maka akan menarik molekul air sehingga

mereduksi cairan (molekul air) bebas dari parasit untuk terdifusi ke luar jaringan dan

Page 13: Paper Sumoharjo (Revised)

6

mematikan parasit tersebut. Cara ini dilakukan pada ikan air tawar, sedangkan pada air

laut dilakukan cara yang terbalik yakni dengan perendaman ikan laut ke dalam air tawar.

2.2. ORGANOFOSFAT

Organofosfat adalah pestisida/insektisida organik sintetik, memiliki nama kimia

190 px-Phosphoric-acid-2D-dimensions , yang mana

banyak digunakan sebagai pestisida atau insektisida.

Dalam prakteknya, pestisida digunakan bersama-sama

dengan bahan lain misalnya dicampur minyak untuk

melarutkannya, air pengencer, tepung untuk

mempermudah dalam pengenceran atau penyebaran dan

penyemprotannya, bubuk yang dicampur sebagai pengencer (dalam formulasi dust),

atraktan (misalnya bahan feromon) untuk pengumpan, bahan yang bersifat sinergis untuk

penambah daya racun, dan sebagainya (Wikipedia, 11 Maret 2009).

Menurut Babaei, et al (2007) Organofosfat biasa digunakan sebagai bahan racun

dan sering secara sadar digunakan dalam kegiatan pertanian atau akuakultur sebagai

pestisida dan isektisida.

Beberapa contoh dari organofosfat :

1. Insectisida, antara lain ; malathion, parathion, diazinon, fenthion, dichlorvos,

chlorpyrifos, ethion Nerve Gases: soman, sarin, tabun, VX Ophthalmic agents:

echothiophate, isoflurophate.

2. Antihelmintics, antara lain; trichlorfon herbicides: tribufos [DEF], dan merphos

(tricresyl phosphate)

Penggunaan organofosfat yang biasa dilakukan dalam akuakultur, seperti diklorvos

untuk memberantas kutu seperti monogenean, Gyrodactylus (skin fluke) dan

Dactylogyrus (gill fluke) atau krustasea pemangsa seperti Argulus (fish lice) dan Lernaea

(anchor worm) (Duursma and Marchand, 1974).

Page 14: Paper Sumoharjo (Revised)

7

Contoh jenis kutu yang dapat dibasmi dengan organophosphate :

Oncomiracidium Benedinia

Secara umum, aplikasi pestisida adalah sebagai berikut; Dosis (dosage),

merupakan banyaknya (volume) racun (bahan aktif, walaupun dalam praktek yang

dimaksud adalah product formulation) yang diaplikasikan pada suatu satuan luas atau

volume, misalnya : 1 liter / ha luasan. Dosis pestisida untuk suatu keperluan biasanya

tetap, walaupun kensentrasi dapat berubah-ubah (Murty, 1986)..

Dose adalah banyaknya racun (biasanya dinyatakan dalam berat, mg) yang

diperlukan untuk masuk dalam tubuh organisme dan dapat mematikannya, misalnya

lethal dose (LD) dinyatakan dalam mg/kg (mg bahan aktif per kg berat tubuh organisme

sasaran). Sedangkan konsentrasi, adalah perbandingan (persentase, precentage) antara

bahan aktif dengan bahan pengencer atau pelarut.

EC (emulsible atau emulsifiable concentrates) adalah larutan pekat pestisida yang

diberi emulsifier (bahan pengemulsi) untuk memudahkan pencampurannya sehingga

terjadi suspensi dari butiran-butiran kecil minyak dalam air (emulsi). Bahan pengemulsi

adalah sejenis detergen (sabun) yang menyebabkan penyebaran butir-butir kecil minyak

secara menyeluruh dalam air pengencer. Penyemprotan merupakan cara yang paling

umum, mencakup 75 % dari seluruh pemakaian insektisida, yang sebagian besar berasal

dari formulasi Emulsible Concentrates

2.3. ANTIBIOTIK

2.3.1. Jenis dan Cara Penggunaan Antibiotik

Antibiotik adalah zat kimia yang dihasilkan oleh suatu mikroorganisme yang dapat

menghambat kerja mikroorganisme lain. Lebih dari 8000 bahan antibiotik telah diketahui,

serta beberapa ratus antibiotik ditemukan setiap tahunnya (Madigan et al., 2003).

Page 15: Paper Sumoharjo (Revised)

8

Perhatian utama lingkungan karena penggunaan antibiotic dalam akuakultur adalah

karena dapat :

∗ Memungkinkan terjadinya resistensi antibiotik pada patogen manusia, seperti

Vibrio spp.

∗ Meningkatkan kesulitan penanganan penyakit pada stok akuakultur akibat

perkembangan strain patogen yang resisten

Tabel 1. Beberapa contoh antimikrobial yang umum digunakan dalam akuakultur.

Zat therapeutics Produk Route Dosis (mg/kg/10 hari)

Indikasi (bakteri)

1. Antibiotik ∗ β Lactams Ampicilin

Amoxycilin Oral Oral

50-80 50-80 Gram (-)

∗ Aminoglycosida Neomycin Kanamycin

Oral Bath

50-80 20 Gram (-)

∗ Tetracyclines Tetracycline Oxytetracycline Doxycycline

Oral Bath

50-80 20 Gram (-)

∗ Macrolides Erythromycin Oral 50 Bakteri ginjal ∗ Non-classifiable Chloramphenicol Oral

Bath 50-80

Gram (-)

2.Antibakteri sintetis Gram (-) ∗ Sulphonamide Sulphamethazine

SulphadimethoxineSulphaguanidine

Oral 200

Gram (-)

∗ Potentiated Trimethoprim + Oral 50 Gram (-) ∗ Sulfonamides Sulphadiazine 50-80 Gram (-) ∗ Nitrofurans Furazolidone

Furaltadone Nifurpirinol

Oral Oral/ bath

50 -80 50-80 10-50 Gram (-)

∗ Quinolones Oxolinic acid flumequine Oral 12 Gram (-)

Sumber : Midlen dan Redding (1998)

Cara pemberian antibiotik dalam akuakultur dapat dilakukan secara oral,

penyebaran secara massal, atau injeksi. Perlakuan dengan perendaman dengan

melarutkan senyawa kimia yang mudah larut harus diberikan pada sistem akuakultur

tertutup. Suplai air ke wadah perlakuan harus dihentikan selama perlakuan berlangsung.

Pada aplikasi untuk jaring apung, maka harus diselubungi dengan platik kedap air

sebelum perlakuan di laksanakan. Hal ini dapat mengurangi jumlah bahan kimia yang

Page 16: Paper Sumoharjo (Revised)

9

digunakan dibandingkan dengan perlakuan pada sistem terbuka. Bahan kimia ini

kemudian dapat dibuang ke perairan ketika sudah dianggap normal. Perlakuan dengan

injeksi merupakan metode yang mahal, hal ini dapat dilakukan jika ikan yang

dibudidayakan memiliki harga tinggi, sebagai contoh injeksi untuk vaksinasi ikan salmon

untuk mengobati penyakit furunculosis, suatu infeksi bakteri karena serangan virus. Ini

dapat dilakukan dengan tangan atau menggunakan mesin. Dampak lingkungan dari

teknik ini dapat diabaikan karena paling aman dari sudut pandang lingkungan (Midlen

dan Redding, 1998).

2.3.2. Cara Kerja Antibiotik

Pada prinsipnya cara kerja antibiotik adalah dengan cara menghambat kerja enzim,

membuat perubahan molekul protein dan asam nukleat, sehingga menghambat sintesis

dan asam nukleat mikroorganisme patogen karena zat antibiotik dapat berupa

peptidoglikan (materi penyusun membran sel) yang mirip sengan peptidoglikan bakteri

patogen, hal menyebabkan bakteri patogen tersebut akan mengambil peptidoglikan

antibiotik untuk menyusun dinding selnya, namun karena secara substansi fungsi

biologisnya berbeda mengakibatkan dinding sel bakteri tersebut tidak berfungsi sehingga

bakteri patogen tidak berkembang dan mati (Madigan et al, 1998).

Page 17: Paper Sumoharjo (Revised)

10

III. MONITORING DAMPAK LINGKUNGAN DARI PENGGUNAAN BAHAN KIMIA DALAM AKUAKULTUR

3.1. Waktu Monitoring (Frekuensi dan Tren)

Menurut Chapman (1992) bahwa kegiatan monitoring didevinisikan sebagai suatu

kegiatan pengukuran, observasi, evaluasi dan pelaporan secara jangka panjang untuk

menentukan status dan trend suatu bahan pencemar dalam perairan.

Tabel 2. Monitoring trend dan optimisasi frekuensi : Lokasi Sampling Parameter Sungai kecil Sungai besar Danau/laut

Air < 24 kali /tahun < 12 kali/tahun 1 kali/pertahun, atau setiap kali ada kejadian

Partikel 1 kali/tahun 1 kali/tahun 1 kali/tahun

Monitoring biologis

1 kali/tahun 1 kali/tahun jika aliran air kecil

8-12 kali/tahun

Sumber : Chapman (1992)

3.2. Metode Monitoring Polutan dalam Lingkungan Terkontrol

Cara mengetahui toksisitas suatu zat pencemar harus dilakukan uji hayati, yaitu

suatu uji dimana kadar dan cara kerja suatu bahan pencemar diperlihatkan dengan reaksi

organisme terhadap bahan tersebut, dengan cara demikian dapat diketahui pengaruh

bahan pencemar melalui tahap yang diinginkan, misalnya tingkat kematian atau

hambatan pertumbuhan serta gejala lainnya (Sparaque dalam Wardoyo, 1977).

Berbagai metode uji toksisitas sudah distandarisasi untuk monitoring dan kontrol

polusi suatu zat pencemar dalam lingkungan terkontrol, biasanya ditentukan berdasarkan

konsentrasi mematikan hewan uji 50 % pada waktu tertentu (contoh EC50-48 jam) untuk

uji toksisitas akut sedangkan untuk uji toksisitas kronis dilakukan uji histopathologis

(Chapman, 1992).

Tabel 3. Metode utama untuk uji toksisitas dalam lingkungan akuatik (Chapman, 1992) Hewan uji Metode uji

Tingkat tropik Organisme Metode khusus Metode tambahan Dekomposer Bakteri,fungi,p

rotozoa BOD, nitrifikasi Dekomposisi

selulosa,lignin,petroleum,bahan organik lainnya

Produser Algae, Laju pertumbuhan, Fotosintesis dan laju respirasi,

Page 18: Paper Sumoharjo (Revised)

11

primer makrofita kapasitas reproduksi, konsumsi oksigen, klorofil fluorescence

konsentrasi klorofil, morfologi, dan pertumbuhan

Produser sekunder

Avertebrata, beberapa spesies ikan

SR, kapasitas reproduksi, kelangsungan progeni

Laju pertumbuhan, feeding, dan laju respirasi, analisis biokimia (spt: hormon, haemoglobin, morfologi dan histologi

Skema Monitoring dan Evaluasi Cemaran Bahan Kimia (Sparringa, 2007)

3.3. Metode Deteksi Residu Bahan Kimia

3.3.1. Deteksi Residu Disinfektan

a. Formalin (Giwangkara, 2007)

Cara mengisolasi formalin dari makanan (daging ikan) dapat dilakukan dengan

mengekstraknya menggunakan pelarut H2O pada suhu ruangan. Tidak diperbolehkan

menggunakan H2O panas, karena akan menguapkan CO2 sehingga mengurangi kadar

formaldehida.

Analisis formalin bisa dilakukan dengan metode enzimatis secara fluorimetri,

High Performance Liquid Chromatography (HPLC), gas chromatography (GC) dan

spektrofotometri. Dari kesemuanya yang sering digunakan, yakni metode

Page 19: Paper Sumoharjo (Revised)

12

spektrofotometri (karena mudah dan murah) dengan mereaksikan formalin dengan

alkanon kedalam media garam asetat sehingga terbentuk senyawa kompleks berwarna

kuning dan diuji pada gelombang sepanjang 410 nm.

Harus diyakinkan juga bahwa dalam sampel tidak mengandung Fe3+, karena akan

menjadi interferer, dimana Fe3+ juga bekerja pada panjang gelombang 410 nm. Kalau

interferensi ini susah dihindari coba lakukan scanning panjang gelombang dulu

menggunakan formalin murni dan cari panjang gelombang alternatif selain 410 nm.

Interferensi Fe3+ perlu dipertimbangkan, karena kemungkinan adanya residu Fe3+ dalam

daging ikan.

b. Senyawa Quaternary Ammonium (QAC)

Menurut Van Bruijnsvoor, et al (2004), untuk menentukan residu QAC dapat

menggunakan metode spectrometry yang digabungkan dengan liquid chromatography.

Metode ini telah berhasil mengidentifikasi keberadaan alkylbenzyldimethyl-ammonium,

didecyldimethyl ammonium, didodecyldimethyl ammonium, dan benzyldodecyl-

hydroxyethyl ammonium.

Prosedurnya adalah mengekstrak sample dengan mengeluarkan garam dari sample

menggunakan acetonitrile dan sodium chloride. Perlu kehati-hatian dalam melakukan

homogenasi sample untuk menghindari adanya kontaminasi dari peralatan laboratorium

lainnya.

c. Malachit Green (MG) (Anderson et al, 2005).

Residu malachite green (MG) dan leucomalachite green (LMG) dapat ditentukan

dengan metode liquid chromatography, mass spectrometry, dan fluorescents detector.

Untuk liquid chromatography, caranya dengan mengekstrak jaringan ikan dengan buffer

ammonium acetate dan acetonitrile, kemudian diisolasi dengan terpisah ke dalam

methylene chloride. leucomalachite green secara kuantitatif teroksidasi menjadi chromic

malachite green oleh reaksi dengan with 2,3-dichloro-5,6-dicyano-1,4-benzoquinone.

Sample kemudian di bersihkan melalui fase ekstraksi solid dengan alum dan fase asam

propylsulfonic. Ekstraknya dianalisis untuk malachite green dengan liquid

chromatography dengan panjang gelombang 618 nm, menggunakan isocratic elution dan

C18 column

Page 20: Paper Sumoharjo (Revised)

13

The Canadian Food Inspection Agency (CFIA) telah menguji malachite green dan

leucomalachite green untuk program mereka pada tahun 2003/04. Pada tahun 2005

sisa/residu malachite green atau metabolitnya (leucomalachite green) ditemukan pada

budidaya salmon dan trout di Canada dan ikan import. Namun demikian, kebanyakan

hasil samplingnya adalah negative, menunjukkan bahwa keberadaan malachite green

tidak menyebar secara luas. Setiap insiden di mana residu malachite green ditemukan

harus melalui investigasi menyeluruh untuk mencegah produk yang tidak terkonsumsi

masuk ke dalam rantai makanan.

3.3.2 Deteksi Residu Organofosfat (Atmadjaya, Cahyono, dan Rudianto. 2004)

Penentuan residu organofosfat (pestisida) dilakukan dengan cara kromatografi gas

(KG) dilengkapi detektor fotometri nyala, kolom OV-17 pada suhu 220 oC, laju alir gas

pembawa nitrogen 35 mL/menit, suhu injektor dan detektor 230 oC.

Penentuan kadar residu dengan cara sebanyak 1-2 µL ekstrak disuntikkan pada

KG, yang sebelumnya telah diatur pada kondisi optimum pengukuran kadar residu

pestisida. Detektor yang digunakan fotometri nyala dengan filter fosfor, diatur pada

penguatan 1000 x. Sebelum ekstrak sampel disuntikkan pada injektor KG, tekanan gas

hidrogen pada generator harus stabil pada 1,5 bar, kolom harus dipanaskan pada suhu 220

oC. Selanjutnya penen-tuan kuantitatif dilakukan dengan membandingkan area

kromatogram antara laru-tan baku dan sampel dengan persamaan :

R = (Au/Ab) × [(Cb • Vb)Vu] × (Ve/Wu)

Dengan R = kadar residu pastisida (mg/kg), Au = area kromatogram sampel, Ab =

area kromatogram standar/baku, Cb = konsentrasi standar (bpj),Vb = volume larutan

standar yang disuntikan (µL),Vu = volume larutan sampel yang disuntikkan (µL), Ve =

volume ekstrak sampel (mL) dan Wu = berat sampel (g) [1, 5].

3.3.3. Deteksi Residu Antibiotik (Madigan et al, 2003)

Untuk mendeteksi residu antibiotik paling kurang ada 4 teknik yang telah

digunakan, yakni :

1. Screening antimikrobial dengan microbiological assay

2. Enzime immuno assay

3. Chromatographyc technique, terdiri atas dua, yaitu:

Page 21: Paper Sumoharjo (Revised)

14

a. Liquid chromatography dengan menggunakan UV Absorbance, Diode

Array, Fluorescence, Electrochemical.

b. Gas chromatography, dengan menggunakan Electron capture, NPD,

Flame ionisation, dan flame photometric.

4. Mass spectrometry, dengan menggunakan GC-MS, LC-MS/MS, electrospay, dan

thermospray.

3.4. Baku Mutu Bahan Kimia Yang Digunakan Dalam Akuakultur

Tabe 4. Toksisitas Akut dan Maximum Allowable Toxican Concentrates (MATC) Senyawa Toksisitas Akut MATC Pustaka

Disinfektan ∗ CuSO4 LC50-96 = 0.6-1 mg/l 0.45 mg/l Chen dan Lin, 2001 ∗ KMNO4 150 ppm 1.75 mg/l Rasowo, et al 2007 ∗ Malachite Green 1 ppb Rasowo, et al 2007 ∗ Formalin > 4000 mg/l 250 mg/l Rasowo, et al 2007 ∗ Quaternary

Ammonia 10 mg/l 1 mg/l GESAMP, 1997

∗ NaCl 1000 mg/l Rasowo, et al 2007 Organofosfat 0.1 mg/l Effendie, 2003 ∗ Malathion LD50 = 0.1-0.28 mg/l Babaei et al, 2007 ∗ Diazinon LC50 = 2.6-23.4 mg/l ∗ Fozalen LD50 = 0.11-2 mg/l ∗ Azinofus metil LD50 = 0.02-0.12 mg/l ∗ Dichlorvos 0.125 mg/l 0.025 mg/l Varo’ et al, 2007 ∗ Fenintorn LD50 = 1.7-4.1 mg/l ∗ Trichlorfon 0.25 mg/l (T<27 0C)

dan 0.50 mg/l (T>27 0C)

GESAMP, 1997

Antibiotik ∗ Ampicilin ∗ Amoxycilin ∗ Neomycin ∗ Kanamycin ∗ Tetracycline ∗ Oxytetracyclin 1.51 µg/ml Haug and Hals, 2000 ∗ Doxycycline ∗ Erythromycin ∗ Chloramphenicol 16 µg/ml Barnes et al,1995

Page 22: Paper Sumoharjo (Revised)

15

Tabel 5. Acceptable Daily Intake (ADI)

No. Jenis Pestisida ADI (mg/kg berat badan)

1 Carbaril 0.008 2 Chorpyrifos 0.01 3 Diazinon 0.002 4 Dimethoate 0.002 5 Endosulfan 0.006 6 Fenitrothion 0.005 7 Fenthion 0.007 8 Lindane 0.005 9 Methidathion 0.001 10 Mevinphos 0.0008 11 Parathion-Methyl 0.003 12 Phosalone 0.02 Sumber : Sparringa, 2007

Page 23: Paper Sumoharjo (Revised)

16

IV. EVALUASI DAMPAK LINGKUNGAN DARI PENGGUNAAN BAHAN KIMIA DALAM KEGIATAN AKUAKULTUR

Tidak semua bahan kimia therapeutik ini memiliki tingkat daya racun atau dampak

terhadap lingkungan yang sama, tergantung pada sifat volatilitasnya dan persistensinya.

Yang berbahaya adalah persistensinya yang lama di dalam tanah sehingga menimbulkan

residu yang dapat membahayakan organisme bukan sasaran, lingkungan, bahkan

manusia. kalau bahan kimia yang mudah terdegradasi sebenarnya tidak terlalu berbahaya

(meskipun semua bahan kimia tetap beresiko menimbulkan masalah). Misalnya pestisida

alami (nabati) lebih aman karena mudah terdegradasi dan bahan bakunya dari alam

(tumbuhan) sehingga residunya sangat kecil.

Bahan-bahan kimia yang digunakan untuk mengobati atau mencegah serangan

penyakit dan parasit biasanya sangat sulit untuk menentukan antara konsentrasi yang

efektif dan konsentrasi yang dapat membunuh ikan, bahkan ada bahan kimia yang tidak

langsung memberikan efek mematikan, tetapi bisa menyebabkan efek kronis sehingga

akan menghambat pertumbuhan, persistensinya lama, terresidu dan termagnifikasi dalam

rantai makanan, serta menimbulkan resistensi pada mikroba patogen. Selain itu,

penggunaan zat-zat kimia yang tidak terkontrol dan tidak sesuai dengan kaidah-kaidah

pemakaiannya, bisa berdampak pada keseimbangan lingkungan akuatik, merusak habitat,

mengubah atau menurunkan keanekaragaman ekosistem, bahkan mempengaruhi

kesehatan manusia (Ellis,1991 dalam Aitcheson, et al., 2001).

Mekanisme cemaran secara umum di dasarkan pada sifat racun suatu bahan kimia

yang dapat digolongkan menjadi dua menurut Murty (1986), yakni:

1. Racun sistemik, artinya dapat diserap melalui sistem organisme misalnya melalui

akar atau daun kemudian diserap ke dalam jaringan tanaman yang akan bersentuhan

atau dimakan oleh hama sehingga mengakibatkan peracunan bagi hama.

2. Racun kontak, langsung dapat menyerap melalui kulit pada saat pemberian

insektisida, sisa insektisida (residu) terjadi beberapa waktu setelah penyemprotan.

Selain itu, menurut Midlen dan Redding (1998) cemaran bahan kimia yang

digunakan dalam akuakultur biasanya terjadi akibat dari cara pemakaian bahan kimia itu

sendiri, yaitu : jika diberikan secara oral dan injeksi ada kemungkinan bahan tersebut

Page 24: Paper Sumoharjo (Revised)

17

berikatan dengan ion Ca2+ dan Mg2+ (contoh Oxytetracycline) sehingga keluar dari tubuh

melalui osmoregulasi, dan jika diberikan dengan cara perendaman atau immersion

(dioleskan) kemungkinan besar bisa larut ke dalam air (leaching).

4.1. DISINFEKTAN

4.1.1. Copper Sulfat (CuSO4)

Unsur copper (Cu), merupakan logam berat yang dapat terakumulasi dan terikat

kuat dalam jaringan, unsur ini dapat mereduksi lipoprotein plasma sel, sehingga

dipastikan akan dapat mengganggu fungsi sel dan organ secara luas, terutama jaringan

hati. Demikian pula dengan asam sulfat yang menjadi oksidator dari senyawa CuSO4.

5H2O memiliki sifat iritasi yang kuat terutama terhadap kulit dan jaringan insang.

Meskipun suatu senyawa kimia memiliki sifat kelarutan yang tinggi, namun

akumulasinya tidak mudah terjadi, kecuali logam berat, seperti senyawa copper ini

meskipun mudah larut dalam air, namun tidak larut dalam alkohol dan lemak, dengan

demikian diffusi senyawa copper melalui kulit dan system pernafasan ikan (insang),

maupun yang masuk secara oral akan tersimpan dalam ”lemak cadangan” dan terikat erat

sehingga terakumulasi di hati (liver). Penyimpanan dalam lemak cadangan dapat

menghilangkan daya racun dari copper, namun jika terjadi proses katabolisme, dimana

lemak tersebut digunakan untuk menyediakan energi maka materi yang tersimpan dalam

lemak tersebut akan bergerak kembali dalam organisme dan beroksidasi dengan sel-sel

sehingga berpotensi sebagai racun kembali (Walker, 1990). Masuknya suatu bahan kimia

(uptake) ke dalam sel-sel organisme hidup terjadi melalui diffusi, dimana kekuatan atau

tekanan terjadinya diffusi ini disebut “potensi kimia” (the chemical potential) yang

berperan dalam memindahkan bahan kimia ke dalam jaringan organisme, proses ini

disebut bioakumulasi. Bahan kimia akan terikat pada gugus protein atau dalam lemak,

jika penyerapan berjalan lambat atau tidak berlanjut, atau bahan kimia tersebut tidak

terikat dalam sel, maka organisme yang bersangkutan dapat menyingkirkan bahan kimia

tersebut dari dalam tubuhnya.

Pada percobaan dengan metode uji toksisitas statis menunjukkan bahwa toksisitas

letal CuSO4.5H2O terhadap ikan mas adalah 0.7629 mg/l (LC50-96 jam), di mana copper

sulfat dapat menyebabkan mortalitas hewan uji sebesar 50 % selama 96 jam (lethal

Page 25: Paper Sumoharjo (Revised)

18

median concentrate). Hal ini sesuai dengan pendapat Sorensen (1991) yang menyatakan

bahwa konsentrasi copper berkisar antara 0.6 – 2.4 mg/l dapat mengakibatkan mortalitas

ikan untuk LC50-96 jam (Sumoharjo 2007),

Sedangkan pada pengujian terhadap juvenil udang, semua udang dapat bertahan

hidup selama 75 hari pada kontrol dan pada perlakuan 0.45 mg/l, namun pada konsentrasi

4.50 mg/l semua udang mati selama 45 hari pemaparan, sedangkan pada konsentrasi 0.90

mg/l dan 1.80 mg/l, berturut-turut menyebabkan kematian udang sebesar 22 % dab 50 %

selama 75 hari pemaparan demikian pula dengan pertumbuhan udang, mengalami

penurunan seiring dengan peningkatan konsentrasi coper. Efek fisiologis dari toksisitas

copper terhadap ikan menyebabkan kerusakan secara struktural pada lamelar insang

dengan pembengkakan pada jaringan epitel sehingga menggangu keseimbangan regulasi

ion dan respirasi. Kerusakan insang juga terjadi pada juvenil udang yang terekspose 15.9

mg/l copper (Chen dan Lin, 2001),

Tabel 6. Data regresi linear pengaruh copper terhadap pertumbuhan (Chen dan Lin,

2001): Time elapsed (days) A B R2 EC50 (mg/l)

Weight gain 15 30 45 60 75

Length increase

15 30 45 60 75

0.082 0.188 0.372 0.597 0.900

0.560 1.040 1.585 2.119 2.620

-0.013 -0.036 -0.104 -0.195 -0.319

-0.089 -0.172 -0.375 -0.624 -0.821

0.965* 0.974* 0.932* 0.940* 0.951*

0.952* 0.994* 0.979* 0.979* 0.960*

3.367 2.822 1.893 1.635 1.508

3.339 3.049 2.174 1.760 1.677

Page 26: Paper Sumoharjo (Revised)

19

Gambar 1. Potongan membujur jaringan insang yang terpapar copper sulfat dengan 4 tingkat konsentrasi perlakuan (Sumoharjo, 2007)

Perlakuan 0.25 ppm :

1. edema sel pilar 2. epithelial lifting Perlakuan 0.62 ppm : 1 & 3. hiperthropy 2. nekrosis dan microprojection sel epitel 4. hiperplasia sel mukus

Perlakuan 1.56 ppm: 1. hyperplasia sel mukus 2. lacuna (lumen kapilar), 3. piknotik

Perlakuan 3.94 ppm: Hyperplasia menyeluruh dan degenerasi lamella

4.1.2. Malachite Green dan Formalin

Menurut Jung, et al (2001) Formalin dapat bereaksi dengan sel protein dan asam

nukleat sehingga dapat menyebabkan iritasi yang kuat pada insang, merusak struktur dan

fungsinya dan tidak harus digunakan pada ikan yang insangnya atau kulitnya terdapat

luka. Pada air laut yang mengandung formaldehyde 25 – 200 mg/l mencapai batas

konsentrasi yang terdeteksi 0.05 µg/l selama 8 – 19 hari, tetapi degradasi residu formalin

ini dapat dicapai dengan aerasi tinggi selama 6 – 10 hari.

Malachite green dapat meracuni fungsi respirasi, merusak kemampuan sel untuk

memproduksi energi guna menjalankan proses metabolisme, dan menjadi lebih toksik

Page 27: Paper Sumoharjo (Revised)

20

pada pH rendah dan juga pada suhu tinggi, bahkan dicurigai memiliki sifat karsonogenik,

mutagenik, dan teratogenik (Srivastava, et al., 2004).

Kedua senyawa kimia ini mempengaruhi berbagai parameter biologi dan kimia air,

dapat membatasi degradasi partikulat organic seperti limbah, detritus dan algae. Formalin

lebih toksik pada air yang kurang sadah, air yang asam, dan juga menghilangkan oksigen

dari air, jadi aerasi harus dilakukan. Setiap 5 mg formalin dapat menghilangkan 1 mg

oksigen dari air. Di dalam menggunakan malachite green dan formalin, harus memakai

sarung tangan dan masker, jangan sampai tertelan atau terhirup, karena kedua senyawa

ini sangat berbahaya, karena dapat meracuni sistem pernafasan dan berpotensi

menimbulkan kanker (carcinogenic) contohnya, Proliferative Kidney Disease (PKD)

(Fishdoc, 2004).

Ikan yang diperlakukan dengan malachite green akan mengekskresi malachite

green dengan cepat, tetapi akan menyimpan metabolitnya berupa basa leuco,

leucomalachite green (LMG), dalam jaringan ototnya selama berbulan-bulan. Pada ikan

trout dan catfish, 80 % atau lebih malachite green di konversi menjadi LMG.

Transformasi malachite green menghasilkan leucomalachite yang dapat tertinggal di

dalam jaringan ikan secara jangka panjang. Waktu paruh LMG yang tertahan dalam otot

trout dapat terjadi selama 40 hari. Maka dari itu, kelihatannya mayoritas residu

violatifnya yang ada dalam ikan akan membentuk LMG (CFIA, 2005).

4.1.3. Kalium Permanganat (KMNO4)

Menurut Arthur, et al., (1996) mekanisme pengaruh KMNO4 terhadap organisme

dengan cara mengoksidasi bahan organik terlarut, mereduksi BOD dan memperbaiki

kualitas air. KMNO4 bukanlah obat sebenarnya, melainkan alkali biasa yang pada dosis

tinggi dapat menyebabkan kerusakan pada jaringan kulit dan insang, karena merupakan

bahan kimia yang sangat reaktif terhadap bahan organik. Di mana, selama reaksi ion

manganate, MnO4- menghilangkan dua atom oksigen dan mengurangi kelarutan

manganese dioxide (MnO2). Atom oksigen yang hilang tersebut secara agresif bereaksi

dengan molekul organik, meningkatkan sifat dan struktur kimiawinya. Sifat reaktif ini

yang dapat membunuh bakteri dan parasit seperti Costia, Trichodina, dan flukes.

Page 28: Paper Sumoharjo (Revised)

21

Meskipun KMNO4 sangat sukses untuk perlakuan penyakit, namun sifat reaktifnya

dengan bahan organik dapat menyulitkannya dan berpotensi membahayakan. Di

lingkungan perairan, senyawa ini akan bereaksi dengan bahan organik lain seperti; algae,

detritus, atau senyawa organik terlarut. Kemudian reaksi oksidasi akan terjadi dengan

bahan organic ini dari pada dengan parasit atau bakteri target. Untuk alasan ini KMNO4

tidak efektif diberikan dengan penyemprotan di kolam ikan atau green water.

Beberapa hal yang harus diperhatikan dalam penggunaan potassium permanganat

ini (GESAMP, 1997), yaitu :

∗ Sistem biofilter harus diisolasi dahulu sebelum perlakuan, karena berdampak pada

matinya mikroflora bakteri.

∗ Pengulangan perlakuan dapat berdampak pada kerusakan insang secara kumulatif.

∗ Lebih baik digunakan pada air kolam yang reltif bersih dari bahan organik.

∗ Lebih toksik pada pH tinggi, pada kondisi alkaline (basa) akan terjadi pengendapan

manganese dioxide (MnO2) dan bisa menumpuk di insang, sehingga menghalangi

proses respirasi insang, bahkan mengoksidasi insang sehingga merusak jaringan

insang.

∗ Tidak diperbolehkan dicampur dengan formalin, karena dapat menghasilkan gas

beracun formaldehyde.

∗ Potassium permanganate dapat dinetralkan dengan penambahan hydrogen peroxide.

Level yang direkomendasikan adalah 3 % H2O2/liter air yang dicampurkan ke dalam

10 liter air kolam akan mendeaktifkan 20.000 liter air kolam yang mengandung

KMNO4

∗ Efektif untuk membasmi ektoparasit yang lebih kecil seperti, Costia, Trichodina and

Chilodonella. Tetapi tidak efektif membasmi parasit yang lebih besar seperti

Gyrodactylus (skin flukes) dan Dactylogyrus (gill flukes), namun tergantung

dosisnya. Pada dosis residual di bawah 1.5 mg/l perlakuan untuk membasmi flukes

nampaknya tidak efektif. Perendaman dengan dosis tinggi dalam waktu singkat lebih

berhasil.

∗ Sangat berguna untuk membantu penyebuhan borok karena bakteri, karena bekerja

ganda dengan mereduksi keberadaan parasit dan sekaligus mereduksi bahan organic

dan level bakteri.

Page 29: Paper Sumoharjo (Revised)

22

∗ Harus menggunakan sarung tangan karena KMNO4 sangat cepat bereaksi dengan

kulit yang akan meninggalkan bekas berwarna hitam.

4.1.4. Quaternary ammonia compounds (QACs)

QAC adalah senyawa yang lebih toksik pada suhu tinggi dan pada air yang kurang

sadah (soft water), pada kondisi ini dosis yang direkomendasikan harus dibagi dua. Perlu

kehati-hatian dalam menghitung dosisnya dan lebih baik mengerti aturan pakainya. Dosis

yang lebih rendah dalam waktu yang lama lebih baik dari pada menggunakan dosis tinggi

dalam sekali perlakuan. QAC tidak direkomendasikan untuk perlakuan di kolam dan

harus dilakukan pada bak perlakuan khusus. Perlakuan yang diberikan bisa berdampak

negatif, jika ikan menjadi stress karena perlakuan yang lama pada bak berukuran kecil

(GESAMP, 1997).

4.2. ORGANOFOSFAT

Menurut Tarumingkeng (1977), dinamika pestisida dalam ekosistem lingkungan

dikenal istilah residu. istilah residu tidak sinonim dengan arti deposit. Deposit ialah

bahan kimia pestisida yang terdapat pada suatu permukaan pada saat segera setelah

penyemprotan atau aplikasi pestisida, sedangkan residu ialah bahan kimia pestisida yang

terdapat di atas atau di dalam suatu benda dengan implikasi penuaan (aging), perubahan

(alteration) atau kedua-duanya. Residu dapat hilang atau terurai dan proses ini kadang-

kadang berlangsung dengan derajat yang konstan. Faktor-faktor yang mempengaruhi

ialah penguapan, pencucian, pelapukan (weathering), degradasi enzimatik dan

translokasi. Dalam jumlah yang sedikit (skala ppm), pestisida dalam tanaman hilang

sama sekali karena proses pertumbuhan tanaman itu sendiri.

Dichlorvos merupakan salah satu pestisida organofosfat neurotoksik yang biasa

digunakan dalam kegiatan marikultur. Perlakuan yang dilakukan biasanya dengan cara

perendaman untuk membasmi ektoparasit, mekanisme kerjanya dengan cara menghambat

aksi Acetylcholinesterase (AChE) pada sel syaraf.

4.2.1. Dampak Pestisida Terhadap Lingkungan

Nilai toksisitas akut untuk berbagai insektisida yang umum digunakan berkisar 5 –

100 µg/l, dan pada konsentrasi rendah bisa menjadi racun jika ikan terpapar pada waktu

Page 30: Paper Sumoharjo (Revised)

23

yang lama. Walupun jika pada ikan dewasa tidak mati ketika terpapar, tetapi karena

persistensinya yang lama di lingkungan akan berpengaruh sublethal pada organisme yang

terkontaminasi sehingga akan menghambat pertumbuhan. Di sisi lain, pengaruhnya akan

menyebabkan berkurangnya kelimpahan mikroflora dan mikrofauna yang menjadi

sumber makanan organinisme perairan, dan bahkan dapat membunuh telur dan larva

ikan.

Palpp (1976) mengemukakan bahwa pengaruh samping dari pada penggunaan

pestisida terhadap hewan inveterbrata dapat berupa timbulnya pembentukan kekebalan

(resistensi) ataupun resurgensi. Pembentukan kekebalan terjadi melalui beberapa

mekanisme seperti perubahan asetilkolinestrase, menurunnya penyerapan, kekebalan

terhadap pengatur pertumbuhan (growth regulator), kekebalan terhadap piretroid,

kekebalan metabolisme terhadap organofosfat dan karbamat serta kekebalan terhadap

senyawa pestisida berklor. Szeics et al. (1973) menemukan bahwa penyerapan insektisida

oleh kulit krustasea bertambah sesuai dengan polaritasnya. Hal ini diamati pada

percobaan terhadap Heliothis virescens, akan tetapi penurunan penyerapan dapat terjadi

dan merupakan mekanisnme kekebalan. Walaupun mekanisme tersebut di atas belum

dapat dijelaskan secara rinci, akan tetapi pengamatan pada larva Heliothis zea yang lebih

tua nampak lebih kebal dari yang muda (Gast, 1961).

Sumber pencemaran perairan oleh pestisida ialah adanya aliran air dari daerah

pertanian terutama selama musim hujan dan juga dari aktifitas akuakultur dalam rangka

pemberantasan hama dan predator. Pada kadar yang tinggi pestisida dapat membunuh

jasad yang hidup di dalam air. Pestisida-pestisida yang persistensinya tinggi seperti

golongan organoklorin meskipun dengan kosentrasi rendah dapat masuk dalam rantai

makanan dan mengalamai proses peningkatan kadar (biological magnification) sampai

pada derajat yang mematikan (Coutney et.al.,1973). Terhadap kehidupan fitoplankton,

perlakuan paraquat pada dosis 1,0 ppm selama 4 jam dapat menurunkan produktivitas

53%, perlakuan diquat dengan dosis yang sama selang waktu 48 jam menurunkan

produktivitas 45 %, sedangkan diuran dengan dosis 1,0 ppm dalam 4 jam menurunkan

produktivitas sampai 87 % (Pimentel, 1974).

Daya meracun berbagai pestisida khususnya herbisida terhadap kehidupan ikan

telah banyak diteliti. Misalnya kemampuan meracuni kehidupan ikan, jenis insektisida

Page 31: Paper Sumoharjo (Revised)

24

nampak lebih kuat dibanding herbisida. Akan tetapi karena pemakaian herbisida sebagai

pengendali gulma intensitas pemakaiannya lebih tinggi, maka dampak kerusakannya

lebih nampak. Nilai toksisitas akut herbisida terhadap ikan umumnya jauh lebih tinggi

dari pada konsentrasi yang dibutuhkan untuk mengendalikan gulma. Sebagai contoh,

herbisida paraquat pada kadar aplikasi 1,14 ppm dapat mematikan ikan lele, dan ikan

salmon 3 hari setelah aplikasi (Duursma and Marchand, 1974).

Secara umum, proses peracunan senyawa pestisida dapat diamati berdasarkan

golongan pestisida yang dipakai di lapangan. Pada senyawa fosfat organik, gejala yang

timbul dapat berupa sakit kepala, pusing, lemah, pupil mengecil, gangguan penglihatan,

sesak nafas, mual, muntal, kejang pada perut, diare, sesak dada dan detak jantung

menurun. Senyawa ini menghambat aktivitas enzim kolonestrasi dalam tubuh penderita.

Pada karbamat, gejala keracunannya hampir tak terlihat jelas, proses kerjanya juga

menghambat enzim kolinestrase dalam tubuh, tetapi reaksinya reversible dan lebih

banyak bekerja pada jaringan bukan dalam plasma darah.

Kategori senyawa tersebut adalah aldikarb, carbofuran, metomil, propoksur dan

karbaril untuk organofosfat, misalnya dichlorvos dapat terabsorbsi melalui permukaan

isang dan tubuh. Walaupun tidak terjadi bioakumulasi dalam tubuh ikan namun

toksisitasnya berada pada skala menengah sampai tinggi yang dapat mengakibatkan

kematian dan efek sublethal(Anonim, 1984).

Aktifitas ChE pada juvenile ikan gilthead sea bream yang terpapar dichlorvos pada konsentrasi berbeda; O’ = Kontrol ethanol

Sumber : Varo’, et al.( 2007)

Page 32: Paper Sumoharjo (Revised)

25

Menurut Varo’, et al.( 2007) semua senyawa OF (organofosfat, organophospates)

dan KB (karbamat, carbamates) bersifat perintang ChE (enzim choline esterase), enzim

yang berperan dalam penerusan rangsangan syaraf. Peracunan dapat terjadi karena

gangguan dalam fungsi susunan syaraf yang akan menyebabkan kematian atau dapat

pulih kembali. Umur residu dari OF dan KB ini tidak berlangsung lama sehingga

peracunan kronis terhadap lingkungan cenderung tidak terjadi karena faktor-faktor

lingkungan mudah menguraikan senyawa-senyawa OF dan KB menjadi komponen yang

tidak beracun. Walaupun demikian senyawa ini merupakan racun akut sehingga dalam

penggunaannya faktor-faktor keamanan sangat perlu diperhatikan. Karena bahaya yang

ditimbulkannya dalam lingkungan hidup tidak berlangsung lama, sebagian besar

insektisida dan sebagian fungisida yang digunakan saat ini adalah dari golongan OF dan

KB. Namun demikian, tetap ada persistensi toksisitas kronis dari keracunan akut atau

ekspos pada level rendah dalam jangka panjang sangat luas. Fenomena OPIDP

(organophosphate induced delayed polyneuropathy), yang mana menyebabkan degenerasi

jaringan syaraf pheripheral, yang terjadi beberapa minggu setelah terekspos beberapa

organofosfat.

Varo’ et al. (2007) selanjutnya menyatakan bahwa mekanisme aksi dari pestisida

organofosfat adalah menghambat acetylcholinesterase (AChE), yang merupakan salah

satu dari enzyme cholinesterase yang bertanggung jawab dalam degradasi

neurotransmitter acetylcholine dalam cholinergic synapsis pada vertebrata maupun

avertebrata. Penghambatan aksi enzim ini dapat menyebabkan akumulasi achetylcholine

dalam synapsis yang akan terus menerus merangsang membrane post-synapsis, gejala

yang tampak adalah perubahan pola renang yang melonjak-lonjak, dan ikan mengalami

kejang-kejang, proses ini dapat mengakibatkan kematian. Pestisida organophosphate juga

menghambat pseudocholinesterase seperti butyrlcholinesterase (BChE) dan

propionlycholinesterase (PrChE) yang berhubungan dengan enzim hydrolisa beberapa

xenobiotics dan saling mengikat satu sama lain dengan organofosfat.

Page 33: Paper Sumoharjo (Revised)

26

Tingkat lipid peroksida dalam kepala ikan gilthead sea bream yang terpapar dichlorvos pada konsentrasi berbeda Sumber : Varo’, et al.( 2007)

Dari hasil penelitian Varo’, et al.( 2007), dichlorvos secara signifikan menghambat

aktivitas ChE dengan perendaman selama 24 jam, pada konsentrasi 0.05 mg/l (41 %) dan

0.1 mg/L (52 %). Selanjutnya, dampak dari penghambatan ChE ini adalah terjadinya

peningkatan lemak di otak (brain lipid peroxidation), hal ini dapat menghambat aliran

darah yang menuju ke otak. Selain itu, lipid peroxidasi ini dapat terjadi pada membrane

plasma sel yang akan merangsang formasi radikal bebas penyebab munculnya sel kanker.

Bahkan ikan yang terekspos dichlorvos 0.05 mg/L dan 0.1 mg/L mengakibatkan

penurunan rasio RNA/DNA yang menjadi indicator toksisitas kronis suatu zat.

Beberapa jenis lain dari organofosfat seperti malathion pada konsentrasi 0.1 – 0.82

mg/l sedangkan Diazinon pada konsentrasi 2.6 – 23.4 mg/l dapat menyebabkan kematian

ikan (LD50).

Table 7. Dua faktor yang dapat menyebabkan fiksasi dan menurunkan daya toksin organophosphate di perairan adalah :

Suhu

1. Pada suhu rendah dapat menghambat laju reaksi hydrolysis yang menyebabkan rendahnya aktifitas mikroba.

2. Pada suhu tinggi akan meningkatkan reaksi hydrolisa sehingga meningkatkan aktifitas mikroba

pH 1. Variabel alkali pH

2. Stable acidic pH

Sumber : Babaei, et al (2007)

Page 34: Paper Sumoharjo (Revised)

27

Laju degradasi organofosfat tergantung pada berbagai faktor seperti; cahaya, suhu

tinggi, aerasi, dan pH tinggi, semua ini akan mempercepat waktu degradasi. Pada suhu

rendah dan pH sedang, waktu paruhnya bisa beberapa hari, ini berarti bahwa organofosfat

aktif lebih lama. Pada kondisi alkalin dan suhu tinggi waktu paruhnya bisa kurang dari

sehari (Babaei, et al., 2007).

4.3. ANTIBIOTIK

Pemberian antibiotik secara oral nampaknya merupakan cara yang ideal untuk

pemberian senyawa therapeutik ini, namun demikian terdapat kesulitan, khususnya pada

udang, karena cara makan udang yang yang lambat, dimana makanan hanya digerogoti

perlahan-lahan menyebabkan senyawa therapeutik yang dimasukkan ke dalam

makanannya sebagian besar terbuang karena terlarut dalam air sehingga mencemari

lingkungan. Selain itu, obat yang sudah termakan tidak dapat dijamin dapat diserap oleh

tubuh, contohnya Oxytetracycline akan terikat dengan ion Ca2+ dan Mg2+ sehingga keluar

lagi dari tubuh ikan pada saat proses osmoregulasi, lalu terbuang ke lingkungan masih

dalam keadaan aktif. Faktor lainnya adalah ikan dan udang biasanya akan kehilangan

selera makan pada saat stress, sehingga semua obat yang diberikan tidak akan termakan

dan terbuang percuma sebagai limbah yang berimplikasi pada peningkatan jumlah bahan

kimia di alam (Midlen and Redding, 1998).

4.3.1. Resistensi Antibiotik

Midlen dan Redding (1998) menyatakan bahwa secara alamiah, mikroorganisme

mengembangkan resistensi untuk adaptasi dan toleransi terhadap keadaan lingkungan

yang baru, resistensi terjadi dengan cara transformasi, transduksi, dan konjugasi.

Perkembangan resistensi antibiotik yang digunakan dalam akuakultur menjadi

perhatian utama, di beberapa negara cenderung bersikap konservatif dalam

pendekatannya, mereka lebih menyukai penggunaan bahan kimia yang telah mereka

ketahui cara kerjanya daripada menggantinya dengan sesuatu yang baru, bahkan

penggunaan antibiotik tidak dalam pengawasan legislatif. Di Inggris, sebagaimana juga

pada banyak negara penggunaan antibiotik harus atas izin yang dikeluarkan oleh

pemerintah dan sangat ketat dalam pemakaiannya (Richards, 1992; Hankin, 1992).

Karena bakteri dengan cepat berkembang menjadi resisten terhadap senyawa antibiotik,

Page 35: Paper Sumoharjo (Revised)

28

maka penggunaan antiobiotik secara berkala untuk perlakuan atas infeksi bakteri adalah

alat yang penting untuk efektifitasnya.

Dampak lingkungan karena resistensi bakteri patogen adalah dua kali lipat.

Pertama, infeksi menjadi sulit untuk ditangani, sehingga membahayakan kelangsungan

usaha akuakultur. Kedua, dapat berdampak pada kehidupan manusia, karena ada

kemungkinan air buangan dari kegiatan akuakultur yang mengandung residu antibiotik

digunakan untuk keperluan rumah tangga, demikian pula sebaliknya. Dengan demikian,

patogen pada manusia akan terpapar juga oleh antibiotik yang digunakan dalam

akuakultur yang mana biasa juga digunakan sebagai obat untuk manusia, misalnya

chloramphenicol. Hal ini, memungkinkan terjadinya resisten pada beberapa obat-obatan

penting yang digunakan untuk mengobati manusia (Midlen dan Redding,

Penggunaan antibiotik sebagai pencegahan, misalnya dengan penggunaan secara

bertahap sebagai anti terhadap respon infeksi untuk mencegah meluasnya infeksi.

Kontributor utama untuk perkembangan resistensi adalah bakteri, karena pencegahan

dengan antibiotik banyak digunakan untuk melawan infeksi bakteri Vibrio spp yang bisa

menyebabkan perkembangan strain resisten.

Penggunaan bahan untuk pencegahan pada perlakuan atas parasit eksternal tidak

menimbulkan perkembangan resistensi yang sama. Pada kasus ini, lebih menekankan

pada kelebihan bahan kimia yang terbuang ke dalam lingkungan akuatik yang dapat

menyebabkan keracunan bagi komunitas alami.

4.3.2. Persistensi Residu Antibiotik Di Lingkungan

Memulihkan alam dari ancaman pengaruh penggunaan bahan kimia oleh kegiatan

akuakultur terhadap lingkungan alam merupakan tugas yang sulit, untuk itu dilakukan

studi laboratorium untuk mendapatkan gambaran tentang apa yang terjadi di alam.

Pada konteks ini, investigasi dilakukan untuk melihat pengaruh antibiotik yang

umum digunakan untuk menangani ikan budidaya terhadap komunitas mikrobial dari

sedimen organik yang berasal dari dasar laut di bawah karamba jaring apung (Samuelsen,

1992), tujuannya adalah untuk menguji persistensi antibiotik di lingkungan, penaruh

keberadaan sedimen terhadap populasi mikroba, dan bahaya resistensi terhadap aktifitas

antibiotik dalam populasi mikroba yang ada di sedimen.

Page 36: Paper Sumoharjo (Revised)

29

Metode waktu paruh (half-life) dilakukan untuk membuat perhitungan persistensi

residu antibiotik di alam. Waktu paruh adalah suatu pengukuran tentang lama waktu yang

dibutuhkan untuk degradasi setengah senyawa atau yang hilang. Harus diingat bahwa

pada pengukuran waktu paruh, dosis senyawa masih ada dalam sedimen, dan juga laju

hilangnya dari sedimen bisa tidak linear, hal ini memerlukan waktu yang lebih lama

selama setengah detik dosis untuk menghilang.

Tabel 8. Hasi uji waktu paruh dari tiga antibiotik; oxytetracyclin, oxilonic acid, dan

furazolidone dalam sedimen dari tiga karamba ikan salmon. Senyawa Cage 1 Cage 2 Cage 3 Hasil uji

Furazolidone - - - 18 jam

Oxilonic acid - - - 48 hari

Oxytetracyclin 125 hari 142 hari 89 hari 55 hari

Sumber : Midlen and Redding (1998)

Oxytetracyclin dan oxilonic acid tidak dapat dimetabolisme oleh bakteri, senyawa

ini hilang dari sedimen melalui difusi secara bertahap ke lapisan air karena kedua

senyawa ini dapat larut dalam air. Asumsi ini membantu menjelaskan keberadaan

anomali pengukuran yang diperoleh pada bidang survey. Di sini waktu paruh

Oxytetracyclin bervariasi pada karamba berbeda. Penandaan atas perbedaan antara ketiga

karamba dapat dijelaskan bahwa ketika oxytetracyclin diberikan secara oral , ikan

dihilangkan dari karamba 3, maka akumulasi sedimen dapat dihindari. Sedangkan pada

karamba lain, sedimen terus dikumpulkan, meliputi deposit awal, dan kemungkinan

terjadi pengurangan karena difusi ke dalam air.

4.3.3. Pengaruh Antibiotik Terhadap Komunitas Mikroba

Percobaan pada skala laboratorium mengenai pengaruh keberadaan antibiotik

dalam media akuakultur terhadap komunitas mikroba telah di investigasi oleh Kupka-

Hansen et al (1992). Dua hari setelah perlakuan dengan oxolinic acid dan flumequine,

jumlah sedimen yang terukur dari sampel menurun sekitar 1/3. dari poin ini secara

bertahap diketahui, namun tidak dapat mencapai tingkat 80 hari pada pra-perlakuan

setelah pemberian antibiotik. Mungkin tidak sama dengan apa yang terjadi di alam,

karena laju reduksi sulfat sebagai indikator mineralisasi sedimen organik secara

Page 37: Paper Sumoharjo (Revised)

30

signifikan dipengaruhi oleh perlakuan, dan memerlukan waktu lebih dari satu bulan untuk

recovery tingkat pra-perlakuan.

Tabel 9. Jumlah total bakteri dalam semua sedimen setelah pemberian antibiotik Perlakuan Hari ke-2 Hari ke-7 Hari ke-24 Hari ke-80

Kontrol (3.0 x 1010) (3.3 x 1010) (4.3 x 1010) (3.2 x 1010) Kontrol 100 100 100 100 Oxolinic acid 63 65 77 84 flumequine 67 71 93 84 Sumber : Midlen and Redding (1998)

Recovery populasi bakteri dilakukan karena sebagian dari bakteri itu

mengembangkan resistensi terhadap aktifitas biologis antibiotik. Bakteri mampu

mencapai fase ini dengan cepat, sifat-sifat ini sangat berpengaruh terhadap lingkungan,

kesehatan publik dan akuakultur.

Tabel 10. Laju reduksi sulfat (MnSO4/m2/hari) setelah pemberian antibiotik Perlakuan Hari ke-7 Hari ke-29 Hari ke-70

Kontrol 14 312 309 oxytetracyclin 0 55 412 Oxolinic acid 0 18 541 flumequine 0 18 295

Sumber : Midlen and Redding (1998) Tabel 11. Resistensi bakteri atas agen antibakteri (% plate count) pada waktu berbeda

setelah pemberian antibiotik. Perlakuan Hari ke-2 Hari ke-7 Hari ke-24 Hari ke-80

Kontrol 0.05 0.07 0.21 0.13 oxytetracyclin 2.8 13.5 - 8.7 Oxolinic acid 14.2 8.5 20.3 2.7 flumequine 0.2 0.4 - 4.0

Sumber : Midlen and Redding (1998) Pada media percobaan, bakteri aerobik mengembangkan resistensi terhadap

oxytetracyclin dan oxolinic acid setelah pemaparan selama 2 hari. Karena konsentrasi

antibiotik ini di dalam sedimen menurun, bakteri resisten menumpuk dalam level tinggi,

walaupun terlihat berkurang pada akhir percobaan (80 hari). Bakteri yang terpapar

oxolinic acid juga mengembangkan resistensi terhadap oxytetracyclin dan flumequine.

Ada dua hal yang menarik dari percobaan ini adalah;

1. Bakteri mengembangkan tingkat persistensinya dengan sangat cepat, dan mampu

pulih dengan cepat selama perlakuan. Pada kontrol, persistensi ini menghilang

Page 38: Paper Sumoharjo (Revised)

31

secara bertahap dari populasi (selama periode minggu atau bulan). Oleh karena

itu, frekuensi penggunaan antibiotik untuk pencegahan harus terjaga, jika tidak,

akan meningkatkan level resistensi di antara populasi bakteri.

2. Populasi bakteri di sedimen berpengaruh secara luas karena berdasarkan pada

kemampuan metabolismenya terhadap limbah organik dari akuakultur.

Jadi pemberian antibiotik memberikan dua konsenkuensi potensi kerusakan untuk

para pembudidaya ikan, yaitu; perkembangan resistensi bakteri strain patogen dan

penurunan dalam laju mineralisasi sedimen yang dapat mengakibatkan masalah kualitas

air.

Hasil studi di Denmark menunjukkan bahwa tingkat resistensi oxolinic acid pada

aliran air yang terpolusi dua kali lipat dari pada bakteri yang tidak terpolusi, hal ini jelas

bahwa pengaruh penggunaan antibiotik berpengaruh terhadap lingkungan secara luas.

(Spanggaard et al., 1993). Sedangkan studi di Irlandia tentang distribusi residu

oxytetracyclin di bawah karamba ikan salmon menunjukkan sumber oxytetracyclin di

sedimen lebih banyak dari limbah sisa pakan dari pada limbah feses . Model perkiraan

yang digunakan untuk mengindikasikan distribusi limbah pakan dan limbah fese yang

mengendap, menunjukkan bahwa limbah feses tidak padat dan mengendap lebih lambat

sehingga menyebar lebih luas, sehingga residu oxytetracyclin tidak terdeteksi pada

daerah yang dianggap sebagai tempat mengendapnya feses.

4.3.4. Dampak Antibiotik Terhadap akuakultur

Kasus resistensi antibiotik di India, menyebabkan tingkat kematian yang tinggi di

hatchery udang windu (Penaeus monodoni), tingkat paling serius terjadi pada fase mysis,

zoea, dan post larva (PL) dengan kematian 70-90 % (Karusanagar et al., 1994).

Sampel larva yang diambil dari luar hatchery juga terinfeksi bakteri Vibrio harveyi

yang mengakibatkan penyakit ”luminous bacterial desease”, maka sumber infeksi ini

kemudian diinvestigasi dengan mengambil sampel air dari air masuk dari air laut,

hasilnya menunjukkan terdapat sejumlah kecil Vibrio harveyi, dengan sistem filtrasi

cukup untuk mencegah penularan penyakit sebelum air tiba ke hatchery. Demikian pula

dengan stok induk, nauplii, sumber pakan, dan algae spesies Chaetocerosi tidak tertular

penyakit.

Page 39: Paper Sumoharjo (Revised)

32

Maka analisis resistensi antibiotik Vibrio harveyi dari sampel yang diisolasi dari

hatchery dan air di pesisir pantai memberikan kunci pertama untuk masalah ini. Bakteri

yang diisolasi dari hatchery menunjukkan resistensi yang lebih besar terhadap antibiotik

dari pada yang diisolasi dari air laut dan tingkat virulensi yang lebih besar dari pada isolat

kontrol yang diujikan pada larva hidup. Hal ini mendukung pendapat bahwa air laut

bukan merupakan sumber infeksi.

Kesimpulan yang digambarkan dari penelitian ini bahwa, resistensi strain patogen

V. Harveyi telah berkembang dan telah ada dalam larva yang dipelihara dalam bak-bak

hatchery, karena akibat dari penggunaan cholaramphenicol dan cotrimoxazole untuk

mengontrol bakteri secara terus menerus tanpa adanya proses disinfeksi dan pengeringan

di bak larva. Hal menyebabkan bakteri luminous dapat bertahan hidup di dalam bahan

organik yang ada di dalam bak larva, dan secara bertahap mengembangkan sifat resisten

terhadap antibiotik yang terekspos dalam jangka waktu yang lama. Dari hasil uji

menunjukkan bahwa bakteri ini resisten terhadap kloramphenical pada konsentrasi 1000

mg/l. Dengan demikian penggunaan bahan prophylactic dalam hatchery tidak efektif

untuk melindungi stok. Hatchery ditutup dan bak-bak dikeringkan lalu diberi disinfektan,

kemudian dioperasikan kembali dengan sukses tetapi pada penggunaan antibiotik yang

sangat terbatas.

Tabel 12. Sensitifitas antibiotik oleh isolat bakteri Vibrio harveyi yang diambil dari hatchery berbeda

Antibiotik Air laut Air laut Bak PL 12 Bak PL12 Bak B 8

Co-trimoxazole Erythromycin Streptomycin Oxytetracycline Neomycin Chloramphenicol gentamicin

S R S S S S S

S R S S S S S

R R R S S R S

R R R S S R R

R R R S S R S

Sumber : Midlen and Redding (1998) R = Resisten, S = Sensitive

Tabel 13. Mortalitas PL udang windu (Peneaus monodon) dalam isolat bakteri pada

berbagai konsentrasi 102 103 104 105 106 Nil

V. harveyi dari bak larva V. harveyi dari air laut

2/50 3/50

16/50 5/50

35/50 12/50

50/50 22/50

50/5040/50

1/50 2/50

Page 40: Paper Sumoharjo (Revised)

33

Kontrol isolat bakteri PL1 Pseudomonas PL2 Pseudomonas PL3 Vibrio sp

2/50 3/50 4/50

3/50 2/50 3/50

8/50 6/50 5/50

10/50 12/50 14/50

20/5022/5018/50

2/50 3/50 1/50

Sumber : Midlen and Redding (1998)

Akuakultur di beberapa negara sering menjadi pendamping untuk perikanan

tangkap, dan secara teoritis memungkinkan bahwa ikan ditangkap di sekitar operasi

akuakultur yang mungkin terdapat antibiotik pada level yang tinggi di dalam jaringan

ikan. Untuk menginvestigasi isu ini, sebuah studi yang dilakukan pada ikan laut dan

avertebrata lain di Norwegia dengan menangkap ikan di sekitar budidaya salmon Sampel

yang diambil dari kepiting, kerang, dan berbagai jenis ikan, menunjukkan konsentrasi

rata-rata oxolinic acid dalam daging ikan liar pada akhir penelitian adalah 3800 ppb. Hal

ini dianggap sudah melebihi batas toleransi untuk sumber makanan bagi kebutuhan

konsumsi manusia. Konsentrasi tertinggi adalah 10.000 ppb di dalam daging coalfish. 12

hari kemudian oxolinic acid sudah tidak terdeteksi di dalam ikan yang ditangkap tersebut.

Jadi walaupun ini menunjukkan bahwa oxolinic acid dapat dimetabolisme oleh ikan

dengan cepat, jaringannya masih mengandung antibiotik dengan konsentrasi tinggi yang

masih digunakan dalam kegiatan akuakultur dalam masa yang pendek berikutnya

(Lunestad, 1992).

Page 41: Paper Sumoharjo (Revised)

34

V. PENGHILANGAN ZAT THERAPEUTIK DARI SISTEM AKUAKULTUR

Seperti halnya reaksi-reaksi kimia lain, penghilangan residu pestisida mengikuti

hukum kinetika pertama, yakni derajat/kecepatan menghilangnya pestisida berhubungan

dengan banyaknya pestisida yang diaplikasi (deposit). Dinamika pestisida di alam akan

mengalami dua tahapan reaksi, yakni proses menghilangnya residu berlangsung cepat

(proses desipasi), atau sebaliknya proses menghilangnya residu berlangsung lambat

(proses persistensi). Terjadinya dua proses ini disebabkan karena deposit dapat diserap

dan dipindahkan ke tempat lain sehingga terhindar dari pengrusakan di tempat semula.

Terhindarnya insektisida yang ditranslokasikan dari proses pengrusakan dimungkinkan

oleh faktor-faktor lingkungan yang kurang merusak sehingga terjadi proses penyimpanan

(residu persisten). Kemungkinan lain adalah pestisida akan bereaksi dan mengalami

degradasi sehingga hilangnya residu berlangsung cepat

Bahan-bahan kimia therapeutik seperti malacite green, formalin, Chloramine-T,

dan oxytetracycline biasa digunakan dalam akuakultur, namun hanya ada sedikit data

yang dapat diperoleh tentang sifat adsorbsi mereka. Menurut Aitcheson et al (1999),

penggunaan carbon 2007 EA yang digunakan untuk menyerap karbon organik terlarut

dalam sistem akuakultur dapat juga berfungsi sekaligus untuk menyerap bebagai zat

therapeutic di atas tanpa menyebabkan stress pada ikan yang dipelihara.

Tabel 14. pH dan temperatur memegang peranan penting dalam adsorbsi zat therapeutik tersebut

Temp. (0C) pH I Relative adsorbability (strongest to weakest)

5 5 10 10 10 10 10 10 20 20 20 20

6 7 6 6 7 7 7 8.5 6 6 7 7

2 2 0.2 2 0.2 2 20 20 0.2 2 0.2 2

Malachite green ≥ Oxytetracycline > Chloramine-T > DOC Malachite green > Oxytetracycline > Chloramine-T > DOC Chloramine-T > Malachite green > formaldehyde > Oxytetracycline > DOC Chloramine-T ≥ Malachite green > Oxytetracycline > DOC Chloramine-T > Malachite green > Oxytetracycline > DOC Malachite green ≥ Oxytetracycline ≥ Chloramine-T > DOC Oxytetracycline ≥ Oxytetracycline > Malachite green > DOC Malachite green > Oxytetracycline > Chloramine-T > DOC Malachite green > Chloramine-T > Oxytetracycline > DOC Malachite green > Oxytetracycline = Chloramine-T > DOC Malachite green > Chloramine-T ≥ Oxytetracycline > DOC formaldehyde > Chloramine-T ≥ Oxytetracycline > Malachite

Page 42: Paper Sumoharjo (Revised)

35

20 20 30 30

7 8.5 6 7

20 20 2 2

green ≥ D-glucosa = DOC Malachite green > Oxytetracycline > Chloramine-T > DOC Malachite green > Oxytetracycline ≥ Chloramine-T > DOC Malachite green > Oxytetracycline > Chloramine-T > DOC Oxytetracycline > Chloramine-T ≥ Malachite green > DOC

Sumber : Aitcheson et al (1999)

Dari data di atas, suhu merupakan parameter yang paling besar pengaruhnya

terhadap efisiensi adsorpsi therapeutant, dengan efisiensi adsorpsi terrendah 50 % atau

lebih rendah lagi seperti yang terlihat pada suhu 5 0C , pengaruh suhu dan kekuatan ion

sangat kecil. Walaupun nampaknya efisiensi adsorpsi lebih dengan kekuatan ion, tapi

adsorpsi paling besar terjadi pada suhu 10 – 20 0C dan kekuatan ion 0.2 – 2 mM

(Aitcheson, et al., 1999).

Page 43: Paper Sumoharjo (Revised)

36

VI. TREN PENGGUNAAN THERAPEUTANT

Sulitnya penanganan bahan kimia dalam kegiatan akuakultur karena berhadapan

dengan kepentingan proteksi lingkungan, dengan batasan yang tipis antara kebaikan dan

kerugian yang ditimbulkannya, serta melihat buruknya dampak yang dihasilkan oleh

penggunaan zat therapeutik sintetis, baik berupa disinfektan, pestisida, maupun antibiotik

terhadap lingkungan dan organisme bukan sasaran, maka kecederungan penggunaan

bahan-bahan nabati (alami) untuk pengobatan maupun pencegahan semakin meningkat,

terutama pestisida nabati, hal ini dilakukan dengan alasan bahwa bahan-bahan pestisida

alami tidak memiliki waktu residu yang lama karena mudah terdegradasi dalam waktu

singkat. Sebagai contoh adalah penggunaan caprilic oil, yang mana mengandung asam

lemak dari minyak kelapa, mentega, dan minyak goreng telah ditemukan memiliki

kemampuan larvacidal untuk membasmi cacing anjing (Toxocara canis).

Dari hasil pengujian tiga minyak esensial, yaitu; orange oil (praziquantel),

peppermint oil (levamisol) dan cinnamon oil (pyrantel pamoate), serta caprylic acid

(antimony sodium tartarate) menunjukkan bahwa dengan imersi praziquantel serta merta

100 % larva cacing terlepas dari insang ikan, sedangkan dengan pemberian levamisol

66.7 % larva cacing terlepas setelah 5 menit pemaparan, dan terlepas 100 % setelah 2

jam, sedangkan dengan perlakuan pyrantel pamoate dan antimoni sodium tartarate tidak

berpengaruh (Hirazawa, et al., 2000).

Selanjutnya dari hasil penelitian Hirazawa, et al (2001) menunjukkan bahwa

caprylic acid untuk membasmi ciliata Cryptocaryon irritan menunjukkan bahwa caprylic

acid (C8) adalah antiparasit yang paling kuat untuk membasmi C. Irritans pada suhu 17 –

24 0C. Keuntungannya adalah meskipun dapat mengurangi parasit dengan metode

perendaman pada dosis tertinggi (75 mg/kg ikan), namun tidak menimbulkan kematian

pada ikan yang dipelihara, bahkan persistensinya hilang dalam kurun waktu 32 hari.

Sedangkan untuk penggunaan antibiotik lebih menekankan pada teknik

pemberiannya untuk mengurangi terjadinya resistensi, yaitu:

1. mencegah pemakaian antibiotik pada kasus-kasus yang tidak membutuhkannya.

2. menghentikan penggunaan antibiotik pada infeksi biasa

Page 44: Paper Sumoharjo (Revised)

37

3. menggunakan antibiotik yang tepat dengan dosis yang tepat.

4. Menggunakan kombinasi antibiotik yang terbukti keefektifannya

5. menggunakan antibiotik lain, jika ada tanda-tanda akan terjadi resisten.

Oleh karena itu, secara umum syarat-syarat yang harus terpenuhi dalam pemilihan

zat kemotherapeutik adalah :

1. Harus memunyai kemampuan untuk merusak atau menghambat mikroorganisme

spesifik, berspektrum luas terhadap banyak spesies

2. Tidak mengakibatkan berkembangnya bentuk-bentuk resisten parasit.

3. Tidak menimbulkan efek samping yang tidak dikehendaki pada inang (alergis,

kerusakan syaraf, dan iritasi)

4. Tidak melenyapkan mikroba normal pada inang

5. Jika diberikan melalui mulut tidak diinkatifkan oleh asam lambung, atau jika

disuntikkan tidak terjadi pengikatan dengan protein darah

Memiliki taraf kelarutan yang tinggi dalam zat alir tubuh

Page 45: Paper Sumoharjo (Revised)

38

VI. KESIMPULAN

Penggunaan bahan kimia lebih mengutamakan pada senyawa therapeutic (obat)

untuk mengontrol penyakit, yang dapat digunakan secara oral, penyebaran secara massal

atau injeksi. Namun bagaimanapun, penggunaan bahan kimia dalam akuakultur

berdampak pada lingkungan dalam bentuk toksisitas langsung maupun sistemik senyawa

kimia yang digunakan, mengakibatkan perkembangan resistensi suatu senyawa oleh

organisme pathogen, dan waktu persistensi yang lama di lingkungan perairan, bahkan

terjadi residu (bioakumulasi) dalam jaringan organisme akuatik yang tentu berbahaya

bagi organisme yang dibudidayakan, menggangu keseimbangan lingkungan secara umum

(rantai makanan), dan bahkan kesehatan manusia jika organisme tersebut dijadikan

sumber makanan.

Oleh karena itu, pemakaian bahan kimia dalam kegiatan akuakultur perlu kehati-

hatian, menggunakan bahan yang sudah teruji dan prosedur standar keamanan bagi

organisme yang dibudidayakan maupun bagi lingkungan sekitarnya, baik toksisitasnya,

persistensi, maupun residunya.

Page 46: Paper Sumoharjo (Revised)

39

DAFTAR PUSTAKA

Aitcheson SJ, Arnet J, Murray KR, dan Zhang J. 2001. Removal of Aquaculture

Therapeutants by Carbon Adsorption 2: Multicomponent Adsorption and Equilibrium behaviour of Mixture. Elsevier. Aquaculture Journal 192, 249-264.

Anderson WC, Roybal JE, Turnipseed SB. 2005. Determination of Malachite

Green and Leucomalachite Green in Salmon with In-Situ Oxidation and Liquid Chromatography with Visible Detection. Food and Drug Administration, Animal Drugs Research Center Denver Federal Center

Atmadjaya S, Cahyono DH, dan Rudianto. 2004. Pengaruh Perlakuan terhadap

Kadar Residu Pestisida Metidation pada Tomat. Unit Bidang Ilmu Farmasi Analisis. Departemen Farmasi FMIPA. Institut Teknologi Bandung

Babaei D, Doost, ZB, dan Doost RB. 2007. Environmental Risk Assessment Of

Organophosphorus Pesticides In The Southern Coastal Of Caspian Sea. International Conference “Waste Management, Environmental Geotechnology and Global Sustainable Development. Slovenia.

Van Bruijnsvoort M, Rooselaar J, Strern AG, Jonker KM. 2004. Determination of

Residues of Quaternary Ammonium Disinfectants in Food Products by Liquid Chromatography-Tandem Mass Spectrometry. AOAC Journal : Volume 87. 4 : 1016-1020

Canadian Food Inspection Agency (CFIA). 2005. Update on the Canadian Food

Inspection Agency monitoring activities for malachite green. Retrieved July 6, 2005.

Chen JC and Lin CH. 2001. Toxicity of copper sulfate for survival, growth,

molting and feeding of juveniles of the tiger shrimp (Penaeus monodon). Elsevier. Aquaculture Journal 192, 55–65.

Fish Doc. 2004. Malachite Green and Formalin : A Good General-Purposes Anti-

Parasites Treatment. FishDoc © GESAMP (IMO/FAO/UNESCO-IOC/WMO/WHO/IAEA/UN/UNEP Joint Group

of Experts on the Scientific Aspects of Marine Environmental Protection). 1997. Towards safe and effective use of chemicals in coastal aquaculture. Reports and Studies, GESAMP. No. 65. Rome, Italy: FAO. http://www.fao.org/docrep/meeting/003/w6435e.htm

Giwangkara. 2007. Bagaimana menetapkan kadar formalin dalam makanan. Situs

Kimia Indonesia. (Chem-Is-Try.Org). dikunjungi pada hari Rabu, 8 April 2009.

Page 47: Paper Sumoharjo (Revised)

40

Hirazawa N, Oshima SI, Hara T, Mitsuboshi T, Hata K. 2000. Antiparasitic Effect of Medium-Chain Fatty Acids Against The Cilliate (Cryptocaryon irritans) infestation in the red sea bream Pagrus major. Elsevier. Aquaculture Journal 198, 219–228

Hirazawa N, Oshima SI, Hata K. 2001. Invitro Assessment of the Antiparasitic

Effect of Caprilic Acid Against Several fish Parasities. Elsevier. Aquaculture Journal 200, 251-258

Madigan MT, Martinko JM, Parker J. 2003. Brock Biology of Microorganisms. 10th Edition. Southern Illinois University Carbondale. Pearson Education, Inc. USA

Midlen AB dan Redding TA. 1998. Environmental Manajement for Aquaculture.

Chapman & Hall. Murty, A.S. 1986. Toxicity Of Pesticides To Fish. CRC Press. Hal. 136-138. Pullin, R.S.V. 1990. An overview of environmental issues in third world

aquaculture development. Conference on environment and third world aquaculture development. Rockefeller Foundation, Bellagio, Italy, 17–22 September 1990.

Arthur J, Pitogo CRL, Subasingse RP.1996. Use of Chemical in Aquaculture in

Asia. Editor : Prosiding of the meeting on the use Chemical in Aquaculture in Asia. SEAFDEC. Tibabauan. Ilo Ilo. Philiphines.

Rasowo J, Okoth OE, Ngugi CC. 2007. Effects of formaldehyde, sodiumchloride,

potassium permanganate and hydrogen peroxide on hatch rate of African catfish Clarias gariepinus eggs. Aquaculture 269: 271–27

Sparringa R. 2007. Keamanan Pangan Hewani di Indonesia. Presentasi :

Disampaikan pada seminar nasional hari pangan sedunia 2007 “ Dukungan teknologi untuk pemenuhan gizi masyarakat” Ristek. Bogor

Sumoharjo. 2007. Pengaruh Sub Letal CuSO4.5H2O Terhadap Histopathologik

Insang Ikan Mas (Cyprinus carpio Linn). Jurnal Ilmu Perikanan Tropis. FPIK Unmul Samarinda.

Srivastava, S., Sinha, R. & Roy, D. 2004. Toxicological effects of malachite

green. Aquatic Toxicology. 66(3):319-329. Varo’ I, Navarro JC, Nunes B, Guihermino L. 2007. Effects of dichlorvos

aquaculture treatments on selected biomarkers of gilthead sea bream (Sparus aurata L.) fingerlings. Elsevier. Aquaculture Journal 266, 87-96

Walker, C. 1990. Bioconcentration, Chemical Fat Enviroment Effects Testing

Under Section 4 of the Toxic Substances Control Act, Toxicity Assess.

Page 48: Paper Sumoharjo (Revised)

41

Wardoyo, S. T. H. 1977. Panduan Pestisida Terhadap Perairan. Aspek Pestisida

di Indonesia 3, 83 – 86. Watson dan Yanong, 2002. Use Copper in Freshwater Aquaculture and Farm

Pond : Institute of Food and Agricultural Sciences. University of Florida. First published June 1989. Reviewed: December 2002. (Tersedia pada EDIS Web Site at http://edis.ifas.ufl.edu).