BUKU PENUNTUN PRAKTIKUM

MIKROBIOLOGI & PARASITOLOGI

Disusun Oleh

dr. Budy Nugraha

SEKOLAH TINGGI ILMU KESEHATAN (STIKes)

MITRA KENCANA TASIKMALAYA

KATA PENGANTAR

Penyakit akibat infeksi masih cukup tinggi prevalensinya di Indonesia dan

masih menjadi permasalahan kesehatan prioritas. Sering kali penyakit akibat

infeksi bersifat asimptomatik atau memiliki gejala yang tidak khas. Hal tersebut

dapat menyebabkan kesalahan dalam menegakkan diagnosis apabila tidak cermat

untuk menyikapinya.

Oleh karena itu selain mengetahui gejala dan tanda penyakit, diperlukan

juga pemeriksaan laboratorium untuk membantu menegakkan diagnosis. Untuk

memastikan agen penyebab penyakit.

Agar mahasiswa dapat memahami, khususnya mengenai agen-agen

penyebab penyakit infeksi, maka sebagai pedoman disusunlah buku ini. Mudah-

mudahan dapat bermanfaat.

1

DAFTAR ISI

KATA PENGANTAR..........................................................................................................1

DAFTAR ISI........................................................................................................................2

I. DIAGNOSTIK LABORATORIUM BEBERAPA PENYAKIT PARASIT USUS.......3

A. Pendahuluan.............................................................................................................3

B. Penggunaan Mikroskop..........................................................................................4

II. CARA MENGGUNAKAN MIKROSKOP.................................................................8

III. CARA PENGAMBILAN SAMPEL..........................................................................11

A. Pemeriksaan Sampel Tanah Terhadap Adanya Kontaminasi Telur Cacing

Parasit Usus...........................................................................................................11

B. Pemeriksaan Sampel Sayuran Terhadap Kontaminasi Telur Cacing

Parasit Usus...........................................................................................................12

IV. TEKNIK-TEKNIK PEMERIKSAAN LABORATORIS BEBERAPA

PENYAKIT PARASIT..............................................................................................13

A. Teknik Pemeriksaan Telur Cacing Parasit.............................................................13

B. Pemeriksaan Cacing Parasit...................................................................................28

C. Teknik Pemeriksaan Protozoa Parasit....................................................................31

IV. TEKNIK-TEKNIK PEMERIKSAAN LABORATORIS BAKTERI

M. tuberculosis...........................................................................................................35

GAMBAR BEBERAPA TELUR CACING DAN PROTOZOA USUS...........................36

2

I. DIAGNOSTIK LABORATORIUM BEBERAPA PENYAKIT PARASIT USUS

A. PENDAHULUANPerlu kita ketahui bahwa penduduk di daerah tropic, mungkin tidak

hanya menderita penyakit parasit melainkan juga menderita salah satu

diantara sekian banyak penyakit tropis.

Banyak infeksi dengan parasit berlangsung tanpa gejala atau

menimbulkan gejala ringan. Oleh sebab itu, diagnosis yang didasarkan

hanya gejala klinik saja, kurang dapat dipastikan, sehingga harus dengan

bantuan pemeriksaan laboratorium.

Sebagai contoh, seseorang kelihatannya stabil tanpa menunjukkan

gejala penyakit, tetapi pada pemeriksaan tinja didapatkan telur-telur

cacing. Demikian pula ada kasus infeksi berat dengan Strongiloides yang

berakhir dengan fatal, pernah dilaporkan. Penderita tersebut dengan

keluhan utama terdiri atas diare dan sakit perut. Beberapa kali masuk

rumah sakit dan dilakukan beberapa kali pembedahan, akan tetapi tinjanya

tidak diperiksa untuk mencari telur atau parasit, sehingga penanganannya

tidak tepat dan mengakibatkan fatal pada penderitanya.

Identifikasi parasit yang tepat memerlukan pengalaman dalam hal

membedakan sifat berbagai spesies parasit, kista, telur, larva dan juga

pengetahuan tentang berbagai bentuk pseudoparasit dan artefak yang

mungkin dikira suatu parasit.

Identifikasi parasit juga tergantung dari persiapan bahan yang baik

untuk pemeriksaan, baik dalam keadaan hidup maupun sebagai sediaan

yang telah dipulas. Sebagai contoh, untuk pemeriksaan trofozoit dari

amoeba maka diperlukan tinja yang segar.

Bahan yang diperiksa tergantung dari jenis parasit, untuk cacing

atau protozoa usus maka bahan yang akan diperiksa adalah tinja, sedang

parasit darah dan jaringan dengan cara biopsi, kerokan kulit dan

sebagainya secara imunologis.

Di dalam buku ini hanya dijelaskan beberapa cara/teknik sederhana

yang sangat praktis dan dapat dipergunakan secara umum.

3

B. PENGGUNAAN MIKROSKOPUntuk mempelajari Parasitologi diperlukan pemahaman

penggunaan mikroskop dengan baik. Pelajari baik-baik bagian-bagian

mikroskop sebelum menggunakannya. Yakinkan bahwa lensa okuler,

obyektif, kondensor dan kaca sudah bersih. Setiap kotoran pada benda-

benda tersebut dapat mengganggu lapangan pandangan dan menimbulkan

salah tafsir. Apabila benda-benda tersebut kotor karena debu, bersihkanlah

dengan kertas lensa. Kadang-kadang lensa okuler agak berminyak atau

berlemak karena bulu mata Anda. Lemak ini dapat dihapus dengan kertas

lensa yang sedikit dilembabi dengan xylol. Jangan sekali-kali seluruh lensa

direndam dengan xylol.

Untuk menentukan apakah kotoran menempel pada lensa okuler,

cobalah lensa ini diputar pada kedudukannya. Jika kotoran itu ikut

berputar, jelaslah bahwa kotoran tersebut terdapat pada lensa okuler.

KOMPONEN MIKROSKOP

1.1 STATIF

Bagian ini terdiri dari :

a.Cermin

Bagian ini merupakan penangkap sinar utama. Cermin

ini dilengkapi dengan dua dataran.

* Datar : digunakan kalau dipakai sinar alami cukup

terang dan kalau kondensor digunakan.

* Cekung : titik apinya diatur serupa itu, hingga sinar-

sinar sejajar yang jatuh disitu akan dipantulkan

kekaca sediaan. Dataran cekung digunakan kalau

dipakai sinar buatan atau jika sumber cahaya kurang

kuat atau kondensor tidak digunakan. Untuk mengatur

cahaya sesuai dengan keperluan, cermin dapat

diputar-putar pada kedua sumbunya yang saling tegak

lurus.

b. Meja Sediaan

Berupa meja datar dilengkapi dengan lubang yang dapat

dilintasi sinar yang dipantulkan oleh cermin dan alat

4

penjepit sediaan yang diletakkan pada meja ini.

Kadang-kadang untuk meletakkan dan dapat

memindahkan kaca sediaan dengan lebih cepat, meja

dilengkapi dengan alat lain, yang dilengkapi dengan dua

jenis sekrup pemutar. Sekrup ini mampu mendorong

kaca sediaan baik kemuka maupun ke kanan atau ke

kiri. Umumnya alat ini dilengkapi dengan skala

milimeter serta nonius, sehingga dapat diketahui letak

titik bayangan terhadap meja sediaan. Letak meja

horisontal atau mendatar, dapat diatur dengan mengatur

kedudukan-kedudukan tabung pada statif.

c.Tabung atau Tubus

Ini terdiri atas 2 bagian :

Bagian atas :

Lebih ramping dan pendek. Ujungnya dilengkapi

dengan lensa okuler.

Bagian bawah :

Lebih gemuk dan panjang. Di ujung bawahnya

terdapat lempeng bulat disebut revelver. Ini

ditempati deretan lensa obyektif berbagai ukuran,

dan dapat diputar untuk menempatkan lensa pada

kedudukannya sesuai keperluan. Ukuran panjang

tubus berbeda-beda menurut pabrik pembuat

mikroskop. Statif pada ujung atasnya dilengkapi

dengan alat pemutar, sepasang, masing-masing di

kanan dan kiri.

Sekrup makrometer besar. Pemutaran sekrup ini

membantu kita menaikturunkan tabung terhadap

meja sediaan dan statif. Ini diperlukan waktu kita

berusaha mempertajam penglihatan kita terhadap

bayangan sediaan.

5

Sekrup makrometer kecil. Kegunaanya serupa

dengan sekrup manometer, hanya gerakannya lebih

halus. Ini baru digunakan kalau lensa obyektif sudah

sangat dekat pada kaca sediaan sehingga bayangan

kabur sediaan sudah dapat terlihat pada lensa

okuler. Kedua sekrup tersebut dilengkapi dengan

skala untuk secara kasar dapat dipakai untuk

mengukur tebal sediaan.

1.2 KOMPONEN OPTIK

Ini tersusun oleh :

a. Kondensor

Daya urai mikroskop diantaranya diatur oleh sudut

pembuka obyektif. Untuk memperoleh hasil optimal,

sinar yang menembus sediaan harus jatuh dengan sudut

pembukaan obyektif. Kondensor digunakan untuk

mencapai hasil ini. Kita mengenal berbagai kondensor.

Nilai kondensor ditentukan oleh ``Numerical Aperture``

atau NA dan koreksi optiknya. Kondensor yang dipaki

di sini mempunyai NA sebesar 1,2. Di bawah

kondensor ada diafragma. Ini dipaki untuk mengatur

intensitas cahaya yang datang dari bawah. Di bawah

diafragma ada cincin berupa cahaya kuat dari sumber

buatan.

b. Lensa Obyektif

Lensa ini tersusun oleh berbagai macam lensa dengan

berbagai macam kekuatan, disesuaikan dengan panjang

tubus dan tebal kaca sediaan. Lensa obyektif sebagai

komponen revolver merupakan lensa pertama yang

memperbesar gambar sediaan. Bayangan yang telah

diperbesar dan ``jatuh dalam tabung`` akan diperbesar

lagi kelak oleh lensa okuler.

6

c. Lensa Okuler

Lensa ini ditempatkan pada ujung atas tabung. Lensa ini

juga berbagai jenis. Tugasnya ialah memperbesar

bayangan yang telah diperbesar oleh lensa obyektif.

Lensa okuler sederhana ialah lensa Huygens, terdiri atas

lensa plankonveks. Lensa di bawah dinamakan lensa

kolektif dan lensa dekat mata disenut lensa mata.

Diantaranya ada diafragma yang dapat dilengkapi

dengan petunjuk.

7

II. CARA MENGGUNAKAN MIKROSKOP

Setelah Anda mencari tempat kerja dan duduk sesuai :

1. Periksa atau sediakan sumber cahaya yang baik. Jika sumber cahaya

bukan matahari gunakan filter biru.

1 2 3 4 5

8

7

8

9

6 10

11

KETERANGAN :

1. OKULER LENS 6. PENGATUR DIAFRAGMA

2. TUBUS 7. PENGGESER SEDIAAN

3. OBJEKTIF LENS 8. SEKRUP MAKROMETER

4. MEJA SEDIAAN 9. SEKRUP MIKROMETER

5. SAKLAR 10. LAMP

11. SEKRUP PENGGESER

DIAFRAGM

2. Kedudukan mikroskop

Tempatkan di tempat yang cukup dapat menangkap sinar

Sesuaikan kedudukan mikroskop dengan prasarat :

- Anda supaya dapat bekerja dengan enak, tidak lekas capai

- Meja sediaan dan tabung tidak boleh condong jika Anda

memeriksa sediaan basah atau memakai minyak emersi.

3. Pengaturan sinar

- Lensa okuler dilepas dari tempat kedudukannya.

- Atur kedudukan cermin dengan memutar pada sumbunya dan pilihlah

jenis permukaan cermin, datar atau cekung sesuai dengan jenis sumber

cahaya yang dipakai.

- Perhatikan apakah ada kotoran yang mengganggu.

- Usaha baru dihentikan kalau lapangan pandangan sudah tampak terang

merata.

4. Memasang kaca sediaan

Letakkan kaca sediaan pada meja sediaan sehingga :

a. Kaca penutup sediaan terletak disebelah atas

b. Letak sediaan di atas lubang meja sediaan

c. Kaca sediaan dijepit.

5. Ketajaman bayangan : ``Mulailah dengan pembesaran lemah``

a. Pasanglah lensa okuler

b. Dengan memutar sekrup makrometer pada statif serta mengamati

berhati-hati dari samping, usahakanlah lensa obyektif mendekat kaca

9

sediaan sedekat-dekatnya dan jangan sampai lensa obyektif menekan

kaca penutup sediaan.

c. Sambil melihat melalui lensa okuler dan memutar sekrup mikrometer,

usahakanlah supaya bayangan sediaan yang telah tampak kabur

menjadi tajam.

6. Pemakaian kondensor dan diafragma

a. Kondensor digunakan kalau dipakai sinar buatan dan pada pembesaran

kuat, kondensor dapat dinaikkan atau diturunkan sehingga ukuran luas

lapangan penglihatan dapat diatur.

b. Diafragma digunakan untuk mengatur intensitas sinar, pada

pembesaran lemah diafragma dikecilkan dan kondensor diturunkan.

7. Setelah latihan selesai

a. Pada pemakaian minyak emersi, bersihkanlah dengan kertas halus

yang dilembabi dengan xylol.

b. Kembalikan dan atur kaca sediaan pada tempat semula setelah diteliti

apakah ada yang rusak atau pecah.

c. Kembalikan mikroskop pada kedudukan semula dan periksalah apakah

ada kerusakan.

d. Laporkan pada staf pembimbing yang sedang bertugas dalam

laboratorium dengan rasa tanggung jawab semestinya.

10

III. CARA PENGAMBILAN SAMPEL

A. PEMERIKSAAN SAMPEL TANAH TERHADAP ADANYA

KONTAMINASI TELUR CACING PARASIT USUS

TEKNIK PENGAPUNGAN METODE COLDWELL DAN

CADWELL MODIFIKASI MISBAR DAN PURNOMO (Rampen,

1986)

Dasar teorinya :

NaOH 0,4% untuk pengendapan

NaCl jenuh untuk pengapungan

Aquadest untuk pencucian

Cara Kerja

a) Mengambil tanah (+/- 5 gr) kemudian dimasukkan ke dalam

tabung piala (Erlenmeyer)

b) Menambahkan NaOH 0,4% 40 cc

c) Mengocok larutan dengan kuat

d) Larutan tersebut didiamkan selama 15 menit

e) Cairan supernatan dibuang dan menyisakan endapannya

f) Mencuci endapan dengan 40 cc aquadest sebanyak 2 kali dan

didiamkan selama 15 menit.Pencucian 2 kali ini bertujuan untuk

menghilangkan NaOHnya

g) Setelah pencucian tersebut, kemudian menambahkan larutan NaCl

jenuh 50 cc ke dalam endapan yang ada

h) Larutan tersebut dikocok-kocok kemudian dituangkan ke dalam 3

tabung reaksi pendek hingga penuh dan didiamkan selama 15

menit

i) Kaca penutup ditempelkan diatasnya dan dikatupkan di atas kaca

benda (seperti metode apung)

j) Memeriksa dibawah mikroskop cahaya dimulai dengan

pembesaran lemah terlebih dahulu

11

B. PEMERIKSAAN SAMPEL SAYURAN TERHADAP

KONTAMINASI TELUR CACING PARASIT USUS

a) Merendam sayuran ke dalam cairan NaOH 0,2% sebanyak satu

liter dalam beker glass 1000 mL selama 30 menit

b) Sayuran dikeluarkan lembar demi lembar dari dalam larutan

c) Menyaring air rendaman kemudian dimasukkan ke dalam beker

glass lain dan didiamkan selama kurang lebih satu jam

d) Air yang ada dipermukaan beker glass dibuang , air bagian bawah

beker glass beserta endapannya diambil dengan volume 10-15 mL

menggunakan pipet,dimasukkan ke dalam tabung ependorf

e) Air endapan disentriguasi dengan kecepatan 1500 putaran per

menit selama 5 menit

f) Air pada bagian atas ependorf dibuang, endapan diambil

menggunkan pipet Pasteur dan teteskan diatas kaca benda yang

sebelumnya telah diberi lugol

g) kaca benda ditutup dengan kaca penutup kemudian diperiksa di

bawah mikroskop cahaya dengan perbesaran 40x

h) Sisa endapan dapat ditambahkan NaCl jenuh hingga penuh ke

dalam sisa endapan, kemudian dikocok dan dibiarkan selama 15

menit

Pada prinsipnya metode

pemeriksaan sayuran dengan pencucian NaOH 0,4% seperti

metode pemeriksaan tanah juga

Dapat hanya sampai pencucian dengan NaOH 0,4% yang

kemudian disentrifugasi dan supernatan dibuang untuk

diperiksa endapannya

Dapat juga endapan yang ada dilanjutkan dicuci dengan

aquadest kemudian diapung dengan NaCl jenuh seperti pada

pemeriksaan tanah berikut.

12

IV. TEKNIK-TEKNIK PEMERIKSAAN LABORATORIS

BEBERAPA PENYAKIT PARASIT

A. TEKNIK PEMERIKSAAN TELUR CACING PARASIT

Pemeriksaan telur-telur cacing dari tinja, ada dua macam cara

pemeriksaan, yaitu secara kualitatif dan kuantitatif.

A.1. PEMERIKSAAN KUALITATIF

a. Pemeriksaan secara natif ( direct slide )

Metode ini dipergunakan untuk pemeriksaan secara cepat dan

baik untuk infeksi yang berat, tetapi untuk infeksi yang

ringan sulit ditemukan telur-telurnya. Cara pemeriksaan ini

menggunakan larutan NaCl fisiologis (0,9%) atau eosin 2%.

Penggunaan eosin 2% dimaksudkan untuk lebih jelas

membedakan telur-telur cacing dengan kotoran-kotoran di

sekitarnya.

Cara Kerja :

1. Pada gelas objek yang bersih diteteskan 1-2 tetes NaCl

fisiologis atau eosin 2%.

2. Dengan sebuah lidi, diambil sedikit tinja dan ditaruh pada

larutan tersebut.

3. Dengan lidi tadi, kita ratakan/larutkan, kemudiaan ditutup

dengan gelas benda/cover glass. ( Gambar 1)

13

Gambar 1

b. Pemeriksaan dengan metode apung ( Flotation Methode )

Pada metode ini dipakai larutan NaCl jenuh atau larutan gula

jenuh dan terutama dipakai untuk pemeriksaan faeces yang

mengandung sedikit telur. Cara kerjanya didasarkan atas

berat jenis (BJ) telur uyang lebih ringan daripada BJ larutan

yang digunakan, sehingga telur-telur terapung di permukaan

dan juga untuk memisahkan partikel-partikel yang besar yang

terdapat dalam tinja. Pemeriksaan ini hanya berhasil untuk

telur-telur Nematoda, Schistosoma, Dibothriocephalus, telur

yang berpori-pori dari famili Tainidae, telur-telur

Acanthocephala ataupun telur Ascaris yang infertil.

14

b.1. Tanpa disentrifugasi

10 gram tinja dicampur dengan 200 ml larutan NaCl

jenuh (33%), kemudian diaduk sehingga larut. Bila

terdapat serat-serat selulosa disaring terlebih dahulu

dengan penyaring teh. Selanjutnya ada 2 cara :

* Didiamkan selama 5-10 menit, kemudian dengan ose

diambil larutan permukaan dan ditaruh di atas gelas

objek. Kemudian ditutup dengan gelas penutup/cover

glass. Periksa di bawah mikroskop. ( Gambar 2 )

* Tuangkan ke dalam tabung reaksi sampai penuh, yaitu

rata dengan permukaan tabung. Diamkan selama 5-10

menit. Letakkan/tutupkan gelas objek dan segera

angkat. Selanjutnya letakkan di atas gelas preparat

dengan cairan berada di antara gelas preparat dan

gelas penutup. Kemudian diperuiksa di bawah

mikroskop.

Gambar 2

15

b.2. Dengan disentrifugasi

- Campurkan tinja dan NaCl jenuh seperti di atas

kemudian disaring dengan penyaring teh dan

dituangkan dalam tabung sentrifugasi.

- Tabung tersebut diputar pada alat sentrifugasi

selama 5 menit dengan putaran 100 x per menit.

- Dengan ose atau cover glass, diambil larutan

bagian permukaan dan ditaruh pada gelas objek,

ditutup dengan gelas penutup, kemudian diperiksa

di bawah mikroskop. ( Gambar 3 )

16

Gambar 3

c. Metode selotip ( Cellotape Methode )

Metode ini dilakukan untuk pemeriksaan telur E.

vermicularis. Pemeriksaan dilakukan pada pagi hari

sebelum anak kontak dengan air, anak yang diperiksa

berumur 1 – 10 tahun.

Cara melakukan pemeriksaan dengan menggunakan plester

plastik yang tipis dan bening, dipotong dengan ukuran 2 x

1,5 cm. Plester tersebut ditempelkan pada permukaan

lubang anus lalu ditekan dengan ujung jari. Kemudian

plester dilepas perlahan-lahan dan langsung ditempelkan

pada permukaan objek gelas untuk kemudian dilihat ada

atau tidak adanya telur yang melekat pada plester tersebut

dan dilihat di bawah mikroskop.

Jika tidak terlihat telur berarti negatif, sedangkan yang

ditemukan telurnya dikelompokkan kedalam 4 kelompok

yaitu positif 1 sampai dengan positif 4. Pengelompokkan

tersebut berdasarkan jumlah telur yang terlihat dalam satu

lapang pandangan dalam mikroskop yaitu :

* Terdapat 1 – 5 telur berarti +

* Terdapat 6 – 10 telur berarti ++

* Terdapat 11 – 20 telur berarti +++

* Terdapat > 20 telur berarti ++++

Setelah diketahui jumlah sampel dan jumlah yang positif,

kemudian dapat dihitung prosentase anak yang terinfeksi E.

vermicularis. Preparat yang positif dikumpulkan, untuk

kemudian dibuat suatu preparat permanen, dengan cara

plester yang terdapat telur digunting kemudian diberi

glycerin jelly 1 tetes, ditempelkan pada objek glass dan

ditutup dengan cover glass, didiamkan beberapa hari

sampai kering, setelah kering di atas cover glass diberi

17

Canada balsem, ditutup kembali dengan coverglass yang

kebih besar kemudian didiamkan kembali sampai kering,

sehingga diperoleh suetu preparat permanen. ( Gambar 4 )

Gambar 4

d. Metode Konsentrasi ( Gambar 5 )

Metode ini praktis dan sederhana untuk pemeriksaan telur

pada tinja, dengan cara sebagai berikut :

1. Kira-kira 1 gr tinja dimasukkan kedalam tabung reaksi,

diberi akuadest diaduk sampai homogen, kemudian

dimasukkan ke dalam tabung sentrifusi dan disentrifusi

dengan kecepatan 3000 rpm selama 1 menit.

2. Larutan dibuang, sedimennya diambil dengan pipet

Pasteur, diletakkan di atas kaca objek kemudian ditutup

dengan cover glass dan lihat di bawah mikroskop.

18

3. Kalau ingin mendapat hasil yang baik, setelah disentrifusi

sedimennya ditambah lagi akuadest, disaring disentrifusi

lagi. Hal ini dapat dilakukan 2 sampai 3 kali.

19

Larutantinjadimasukkanke dalamtabungsentrifusi

MIKROSKOPIKMIKROSKOPIKKUALITATIFKUALITATIF

Sentrifusi3.000 x/mnt,1 menit

METODA KONSENTRASIMETODA KONSENTRASI

Aduksampaihomogen

1 grtinja

Batangpengaduk

Aquades

Gambar 5

e. Metode Sediaan Tebal (Cellophane Covered thick Smear

Technic/Teknik Kato).

Sebagai pegganti kaca tutup pada teknik a, digunakan

sepotong selofan. Dengan teknik ini lebih banyak telur cacing

dapat diperiksa sebab digunakan lebih banyak tinja. Teknik

ini dianjurkan juga untuk pemeriksaan tinja secara massal

karena lebih sederhana dan murah. Morfologi telur cacing

cukup jelas untuk membuat diagnosis. Bahan yang

diperlukan adalah :

1. Selophane sebesar 2,5 – 3 cm

2. Larutan untuk membuat selophane terdiri atas :

a.100 bagian akuades (atau 6% fenol)

b. 100 bagian gliserin

c.1 bagian larutan hijau malachite 3%

3. Rendam selofan dalam larutan tersebut di atas sebelum

dipakai selama > 24 jam.

Teknik :

1. Ambil 20 – 50 mg tinja (sebesar kacang merah )

2. Letakkan di atas kaca benda (kaca objek), diratakan

3. Tutup dengan selofan

4. Tekan selofan dengan kaca objek atau tutup botol

karet supaya tinja menjadi rata sampai menyebar di

bawah selofan.

5. Keringkan larutan yang berlebihan dengan kertas

saring.

6. Biarkan sediaan yang sudah selesai dibuat selama 20-

30 menit

7. Periksa di bawah mokroskop. ( Gambar 6 )

20

Gambar 6

f. Metode Sedimentasi Formol Ether ( RITCHIE )

Metode Formol Ether yang merupakan metode cukup baik

bagi tinja yang diambil beberapa hari yang lalu, misalnya

kiriman dari daerah yang jauh dari laboratorium. (Gambar 7)

Alat-alat :

1. Pot plastik tempat tinja

21

2. Tabung sentrifusi

3. Tutup tabung sentrifusi

4. Pipet Pasteur panjang

5. Objek glass

6. Cover glass

Tata cara :

1. Ambil tinja 0,5 ml dicampur 1-2 akuadest, kocok,

tambahkan lagi 10 – 12 ml akuadest, kocok.

2. Saring dengan kain kasa, cairan filtrasi ditampung dalam

tabung sentrifusi 15 ml.

3. Seimbangkan, putar selama 1 menit dengan putaran 1000

putaran permenit, kemudian cairan di atasnya dibuang.

4. Tambahkan pada endapan 1 ml formalin 1 % kocok,

tambahkan lagi 8 ml formalin 10% biarkan selama 10

menit.

5. Tambahkan 3 ml ether, tabung ditutup kemudian dikocok

sampai aduk betul (10-20 detik).

6. Putar selama 1-2 menit dengan putaran 2000 putaran

permenit.

7. Hati-hati, ambil dengan pipet sampai perbatasan ether

dengan formalin, kemudian buang cairan sisa.

8. Pindahkan 1 tetes sedimen pada kaca benda yang

sebelumnya telah ditetesi 1 tetes larutan Iodin.

22

9. Kemudian tutup dengan kaca tutup, lihat di bawah

mikroskop.

Gambar 7

A.2. PEMERIKSAAN KUANTITATIF

a. Metode Kato Katz ( Gambar 8 )

Alat dan bahan yang diperlukan :

1. Gelas benda

2. Selotip dengan tebal 40 m ukuran 3 x 3 cm.

3. Kawat kasa dengan ukuran lubang tertentu dipotong

dengan ukuran 3 x 3 cm,

4. Karton yang tebal diberi lubang dengan volume

tertentu, sehingga tinja yang dicetak dengan karton

tersebut dapat diketahui beratnya (misalnya 30 mg).

5. Lidi dan kertas minyak.

23

6. Larutan Malachite green yang terdiri dari : 100 ml

glycerin ditambah 100 ml akuadest ditambah 1 ml

Malachite-green 3%.

Cara kerja :

1. Sebelum pemakaian, pita selophane dimasukkan ke

dalam larutan malachite green selama + 24 jam.

2. Di atas kertas minyak, ditaruh tinja sebesar sebutir

kacang, selanjutnya di atas tinja tersebut ditumpangi

dengan kawat saringan dan ditekan sehingga didapatkan

material/tinja yang kasar tertinggal di bawah kawat dan

tinja yang halus keluar di atas kawat penyaring.

3. Dengan ludi, ambil tinja yang sudah halus tersebut di

atas kawat penyaring + 30 mg, dengan memakai

cetakan karton yang berlubang, taruh di atas gelas

preparat yang bersih.

4. Kemudian ditutup dengan pita selofan dengan

meratakan tinja di seluruh permukaan pita selofan

sampai sama tebal, dengan bantuan gelas preparat yang

lain.

5. Biarkan dalam temperatur kamar selama 30 – 60 menit

supaya menjadi transparan.

6. Periksa seluruh permukaan dengan menghitung jumlah

semua telur yang ditemukan dengan pembesaran lemah.

Cara menghitung telur cacing secara kuantitatif

Parasit Jumlah telur

A. lumbricoides IIII IIII dst

T. trichiura

Cacing tambang IIIIII......30 N

Rumus :

Jumlah telur tiap gram tinja = 1000 x N = 1000 x 30 = 1000 telur/gr tinja

30 30

24

Anak-anak mengeluarkan tinja + 100 gram /hari,

dewasa mengeluarkan tinja + 150 gram/hari. Jadi,

misalnya, dalam 1 gram tinja mengandung 1000 telur

maka 150 gram tinja mengandung 150.000 telur.

Untuk mengetahui berat/ringannya infeksi :

Misal : N. Americanus betina tiap hari mengeluarkan

telur 10.000 butir. Jadi, kalau didapat 150.000 telur,

maka jumlah cacing betina dapat diketahui :

150.000/10.000 = 15 cacing betina

Ada empat kriteria ( arwin Karyadi ) :

1. Infeksi sangat ringan : 1- 9 (15-149 butir

telur)

2. Infeksi ringan : 10-24 (150-375 butir

telur)

3. Infeksi sedang : 25-49 (376-749

butir telur)

4. Infeksi berat : > 50 ( > 750 butir

telur )

25

Gambar 8

b. Metode Stoll ( Gambar 9 )

Metode ini menggunakan larutan NaOH 0,1 N sebagai pelarut

tinja. Cara ini sangat baik dipergunakan untuk infeksi berat dan

sedang, akan tetapi untuk infeksi ringan kurang baik.

26

27

B. PEMERIKSAAN LARVA CACING PARASIT2.1. Metode pembiakan larva menurut Baermann.

Metode ini selain digunakan untuk mendiagnosis adanya

infeksi cacing tambang juga untuk mengetahui adanya kontaminasi

telur cacing tambang dalam tanah, yaitu dengan membiakan larva

dari faeces penderita maupun larva-larva cacing tambang dalam

tanah seperti A. duodenale dan N. americanus.

Alat yang digunakan terdiri dari corong gelas, saringan kawat,

selang karet dan klem yang disusun seperti gambar 10.

Cara kerja :

a. Tinja dikompulkan dan dicampur dengan pasir steril,

dimasukkan ke dalam cawan petri dengan alas dari kain,

kemudian diberi air sedikit dan ditaruh di dalam suatu ruangan

beberapa hari sampai telur menetas ( untruk Ancylostoma dan

Necator + 5-7 hari ).

b. Kemudian campurkan tinja dan pasir steril tersebut dengan

alasnya dari kain ditaryh ke dalam corong gelas yang di atasnya

sudah diberi saringan kawat.

c. Pasir disaring untuk mengeluarkan larva dari telur dengan

dituangi air hangat sampai bagian bawah tinja dan pasir steril

tersebut bersentuhan dengan permukaan air.

d. Setelah 1-2 jam, klem dibuka dengan hati-hati, satu atau dua

tetes airnya ditaruh pada gelas objek (atau cawan petri) untuk

diperiksa di bawah mekroskop. Untuk meyakinkan hasilnya,

diambil lagi tetes kedua dan diperiksa lagi. Selama

pemeriksaan ini, kita harus berhati-hati jangan sampai tetesen

tadi mengenai kulit kita.

2.2. Modifikasi Harada Mori (Gambar 11)

Metode ini digunakan untuk menentukan dan mengidentifikasi

larva cacing A. duodenale, N. americanus, Strongiloides stercoralis

dan Trichostrongylus yang didapatkan dari faeces yang diperiksa.

28

Dengan teknik ini, telur cacing dapat berkembang menjadi

larva infektif pada kertas saring basah selama + 7 hari, kemudian

larva ini akan ditemukan di dalam air yang terdapat pada ujung

kantong plastik.

Alat dan bahan yang diperlukan

1. Tabung reaksi ukuran 18 x 180 mm atau 20 x 200 mm atau

kantong plastik ukuran 30 x 200 mm.

2. Kertas saring ukuran 3 x 15 cm ( dapat juga memakai kertas

koran )

3. Lidi bambu

4. Akuadest steril

5. Rak tabung reaksi/tempat menggantung plastik

6. Pensil berwarna/spidol

Cara kerja :

1. Tabung reaksi/plastik diisi akuadest steril + 5 ml

2. Dengan lidi bamb, tinja dioleskan pada kertas saring sampai

mengisi sepertiga bagian tengahnya.

3. Kemudian kertas saringnya dimasukkan dalam tabung

reaksi/plastik tersebut di atas. Cara memasukkan kertas saring

dilipat membujur dengan ujung kertas menyentuh permukaan

akuadest dan tinja jangan sampai tercelup akuadest.

4. Tulis nama penderita, tanggal penamaan, tempat penderita dan

nama mahasiswa. Tabung ditutup plastik/dijepret.

5. Simpan pada suhu kamar selama + 3-7 hari.

29

Alas dari kain

Saringan dari kawat

Bahan tinja dan pasir

Permukaan air

Corong gelas

Air hangat

Standard

Klem

Cawan petri

Gambar 10 ( METODE BAERMANN )

Akuades

Tinja

Kertas saring

Kantong plastik

Dilipat

Gambar 11 ( MODIFIKASI HARADA MORI )

30

Cara menulis hasil pemeriksaan tinja terhadap adanya infeksi cacing parasit

usus

Metode Kualitatif Kuntitatif

Natif ApungHarada

MoriKato Katz

EosinNaCl

0,9%Lugol

A. limbricoides

T. trichiura

E. vermicularis

C. tambang

C. TEKNIK PEMERIKSAAN PROTOZOA PARASIT

METODE PEMERIKSAAN PROTOZOA USUS

1. Pemeriksaan secara natif

Metode ini dipergunakan untuk melakukan pemeriksaan secara cepat.

Untuk bentuk trofozoit dari amoeba dipergunakanlarutan eosin 2%,

sedangkan untuk inti dan bentuk kista amoeba denganlarutan lugol

(2% larutan iodium + 3% larutan iodkali ).

Cara kerja :

1. Dengan sebuah lidi, kita ambil faeces sebesar biji kacanag polong,

yang ditarus di atas objek glass yang bersih.

2. Bubuhi larutan NaCl fisiologis atau larutan eosin 2% tau lugol di

atasnya.

3. Dengan lidi tadi, kita ratakan dahulu sebelum diberi gelas penutup.

4. Periksa di bawah mikroskop.

31

Gambar 12

32

Gambar 13

Ciri-ciri dari tinja yang mengandung amoeba ;

a. Makroskopis

- Asam

- Bau yang busuk ( foul smelling)

- Lendir (mucus) lebih sedikit daripada disentri basiler dan

tidak begitu lengket.

- Darah mungkin didapat bersamaan dengan tinja yang padat.

- Pada beberapa kasus terdapat pengusapan mukosa usus.

b. Mikroskopis

- Terdapat bakteri yang cukup banyak

- E. Histolytica yang mengandung butir-butir darah merah

yang terdapat dalam bentuk (susunan) rouleaux.

- Kristal-kristal charcot leyden (kristal ini tidak spesifik

untuk amoeba disentri karena terlihat pula pada parasit-

parasit lain, misalnya S. Stercoralis.

- Nanah lebih sedikit daripada dalam disentri basiler tanpa

adanya infeksi sekunder (makrofag dalam disentri basiler

33

menyerupai E. Histolytica tetapi nucleus dan

pseudopodinya berbeda )

- Kista-kista dalam carrier dan kasus-kasus yang ringan.

Gambar 14

34

Sumber : Color Atlas of Medicine and Parasitology. 1977. W. Peters & H.M. Gillers

Tinja penderita disentri ameba, longgar, berisi lendir dan darah bercampur tinja,harus dibedakan dengan tinja disentri basiler

Sumber : Color Atlas of Medicine and Parasitology. 1977. W. Peters & H.M. Gillers

Tinja penderita disentri ameba, longgar, berisi lendir dan darah bercampur tinja,harus dibedakan dengan tinja disentri basiler

V. TEKNIK PEMERIKSAAN BAKTERI M. tuberculosis

Cara Ziehl-Neelsen

Larutan – larutan

1. Carbon-fucshin. Fuchsin basa 1 g; fenol kristal 5 g; alkohol 95% 10

ml; aquades ad 100 ml. fuchsin digerus dlm mortir dg alkohol; tambah

fenol, kemudian tambah air sedikit-sedikit dg terus mengaduk,

pindahkan cairan kedalam botol, biarkan 24 jam, saring

2. Alkohol asam. Asam hidrochlorida pekat 3 ml; alkohol 95% ad 100 ml

3. Metilen biru menurut Loeffler. Metilen biru 0,3 g; alkohol 95% 30 ml;

larutan KOH 10% 0,1 ml; aquades 100 ml. metilen birus digerus dlm

mortir dg alkool, pindahkan ke dlm sebuah botol, tambahkan larutan

KOH kpd isi botol itu, kemudian pakailah isi botol untuk berkali-kali

mencuci mortir, yg dimasukkan kembali ke dlm botol, biarkan 24 jam

lalu saring

Cara Kerja :

1. Buat preparat ulas sputum

Objek glass dibersihkan dengan alcohol sampai tidak ada kotoran,

kemudian dipanaskan di atas api Bunsen, oleskan sputum pada objek

glass secara melingkar

2. Fiksasi preparat di atas api Bunsen

3. Teteskan karbol fuchsin pada preparat tadi dan kurang lebih selama 5

menit (jangan sampai cairan mendidih)

4. Cuci dengan air mengalir, dikeringanginkan

5. Genangi preparat dengan alcohol asam sampai warna merah hilang

6. Cuci dengan air mengalir, dikeringanginkan

7. Genangi dengan metilen biru, diamkan selama 10-30 detik

8. Cuci dengan air mengalir, dikeringanginkan

9. Preparat diamati di bawah mikroskop

35

GAMBAR BEBERAPA TELUR CACING DAN PROTOZOA USUS

Telur Enterobius vermicularis

Telur Ascaris lumbricoides

36

Telur cacing tambang

Telur A. lumbricoides fertil

37

Albuminoid Kitin VitellinAlbuminoid Kitin VitellinAlbuminoid Kitin Vitellin

Telur A. lumbricoides (infertil) Telur A.lumbricoides

(decorticated)

Telur A.lumbricoides berembrio Telur E. vermicularis

(infektif)

38

Sumber : Atlas of Medical Parasitology.Prayong Radomyos, dkk.

Sumber : Atlas of Medical Parasitology.Prayong Radomyos, dkk.

Enterobius vermicularis

Telur Trichuris trichiura

39

Telur Trichuris trichiura Telur cacing tambang

40

Telur matangTelur matangvitellinevitellinevitelline

Sumber : Atlas Parasitologi Kedokteran, Zaman P.. Alih Bahasa : Anwar C.; Mursal Y.

E. histolytica yang diberi makan in vitro (kultur) dengan eritrosit,parasit telah menelan sejumlah besar eritrosit

Sumber : Atlas Parasitologi Kedokteran, Zaman P.. Alih Bahasa : Anwar C.; Mursal Y.

E. histolytica yang diberi makan in vitro (kultur) dengan eritrosit,parasit telah menelan sejumlah besar eritrosit

Prekista E.histolytica

41

Trofozoit Entamoeba histolyitcaSumber : Atlas of Medical Parasitology.Prayong Radomyos, dkk.

Trofozoit Entamoeba histolyitcaSumber : Atlas of Medical Parasitology.Prayong Radomyos, dkk.

Vakuola glikogen

Inti

Benda kromatoid

Vakuola glikogenVakuola glikogen

IntiInti

Benda kromatoidBenda kromatoid

BATANG KROMATOID INTI

42

Kista matang (inti-4), pewarnaan jodiumKista inti-2, pewarnaan hematoksilin besi Kista matang (inti-4), pewarnaan jodiumKista matang (inti-4), pewarnaan jodiumKista inti-2, pewarnaan hematoksilin besiKista inti-2, pewarnaan hematoksilin besi