lineamientos para la vigilancia epidemiológica de … · protozoario hemoflagelado Trypanosoma...

Dirección General de Epidemiología

Instituto de Diagnóstico y referencia Epidemiológicos“Dr. Manuel Martínez Báez”

lineamientos para la vigilanciaepidemiológica de chagas por laboratorio

Enfermedad de Chagas- RNLSP/InDRE Página 1 de 52

Versión 1

LINEAMIENTOS PARA LA VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA

DE LA ENFERMEDAD DE CHAGAS POR LABORATORIO

DGE-InDRE–RNLSP

2015

Fotografía de la portada propiedad de HKS Arquitectos


Versión 1

PRIMERA EDICIÓN, 2015 ENFERMEDAD DE CHAGAS–RNLSP ESTE DOCUMENTO FUE AVALADO POR LOS REPRESENTANTES DE LAS INSTITUCIONES QUE

CONFORMAN EL GRUPO TÉCNICO INTERINSTITUCIONAL DEL COMITÉ NACIONAL DE

VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA (CONAVE). TODOS LOS DERECHOS RESERVADOS CONFORME A LA LEY, © INDRE-DGE-SECRETARÍA DE SALUD SE PERMITE LA REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL SI SE CITA LA FUENTE: “LINEAMIENTOS

PARA LA VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA DE LA ENFERMEDAD DE CHAGAS POR LABORATORIO”

VERSIÓN NO. 01. INDRE, 2015. COLECCIÓN PUBLICACIONES TÉCNICAS DEL INDRE: ISBN: EN PROCESO INSTITUTO DE DIAGNÓSTICO Y REFERENCIA EPIDEMIOLÓGICOS DR. MANUEL MARTÍNEZ

BÁEZ. FRANCISCO P MIRANDA 177, COL. LOMAS DE PLATEROS DEL. ÁLVARO OBREGÓN, C. P. 01480, MÉXICO, D. F. WWW.INDRE.SALUD.GOB.MX TEL. (55)53-42-75-50 LA EDICIÓN ESTUVO A CARGO DE: DR. JOSÉ ALBERTO DÍAZ QUIÑONEZ EL DISEÑO ESTUVO A CARGO DE: LIC. BRENDA ESCOBEDO LÓPEZ IMPRESO EN MÉXICO. PRINTED IN MEXICO

http://www.indre.salud.gob.mx/


Versión 1

SECRETARÍA DE SALUD

DRA. MERCEDES JUAN LÓPEZ SECRETARIA DE SALUD

DR. EDUARDO GONZÁLEZ PIER

SUBSECRETARIO DE INTEGRACIÓN Y DESARROLLO DEL SECTOR SALUD

DR. PABLO ANTONIO KURI MORALES SUBSECRETARIO DE PREVENCIÓN Y PROMOCIÓN DE LA SALUD

LIC. MARCELA GUILLERMINA VELASCO GONZÁLEZ

SUBSECRETARIA DE ADMINISTRACIÓN Y FINANZAS

DR. GABRIEL O´SHEA CUEVAS COMISIONADO NACIONAL DE PROTECCIÓN SOCIAL EN SALUD

LIC. MIKEL ARRIOLA PEÑALOZA

COMISIONADO FEDERAL DE PROTECCIÓN CONTRA RIESGOS SANITARIOS

DR. JOSÉ MELJEM MOCTEZUMA COMISIONADO NACIONAL DE ARBITRAJE MÉDICO

DR. GUILLERMO MIGUEL RUIZ-PALACIOS Y SANTOS

TITULAR DE LA COMISIÓN COORDINADORA DE INSTITUTOS NACIONALES DE SALUD Y

HOSPITALES DE ALTA ESPECIALIDAD

LIC. RODRIGO REINA LICEAGA TITULAR DE LA UNIDAD COORDINADORA DE VINCULACIÓN Y PARTICIPACIÓN SOCIAL

DR. NELLY AGUILERA ABURTO

TITULAR DE LA UNIDAD DE ANÁLISIS ECONÓMICO

LIC. CARLOS SANDOVAL LEYVA DIRECTOR GENERAL DE COMUNICACIÓN SOCIAL

DR. JESÚS FELIPE GONZÁLEZ ROLDAN

DIRECTOR GENERAL DEL CENTRO NACIONAL DE PROGRAMAS PREVENTIVOS Y CONTROL

DE ENFERMEDADES

DR. EDUARDO JARAMILLO NAVARRETE DIRECTOR GENERAL DE PROMOCIÓN DE LA SALUD

DR. CUITLÁHUAC RUIZ MATUS

DIRECTOR GENERAL DE EPIDEMIOLOGÍA


Versión 1

LIC. JUAN CARLOS REYES OROPEZA DIRECTOR GENERAL DE INFORMACIÓN EN SALUD


Versión 1

INSTITUTO DE DIAGNÓSTICO Y REFERENCIA EPIDEMIOLÓGICOS DR. MANUEL MARTÍNEZ BÁEZ

DR. JOSÉ ALBERTO DÍAZ QUIÑONEZ

DIRECTOR GENERAL ADJUNTO

BIOL. IRMA LÓPEZ MARTÍNEZ DIRECTORA DE DIAGNÓSTICO Y REFERENCIA

QFB. LUCÍA HERNÁNDEZ RIVAS

DIRECTORA DE SERVICIOS Y APOYO TÉCNICO

LIC. ADRIANA CASTRO CABRERA SUBDIRECTORA DE OPERACIÓN

BIOL. NORMA ANGÉLICA MONTES COLIMA JEFA DEL DEPARTAMENTO DE BACTERIOLOGÍA

QBP. IRMA HERNÁNDEZ MONROY ASESORA TÉCNICA DE LA DIRECCIÓN

M. EN C. BELÉN TORRES LONGORIA

JEFA DEL DEPARTAMENTO DE VIROLOGÍA

QFB. ROBERTO VÁZQUEZ CAMPUZANO JEFE DEL DEPARTAMENTO DE ENFERMEDADES EMERGENTES Y URGENCIAS

DRA. CLARA GORODEZKY LAUFERMAN

JEFA DEL DEPARTAMENTO DE INMUNOLOGÍA

M. EN C. JUDITH ESTEVEZ RAMÍREZ JEFA DEL DEPARTAMENTO DE CONTROL DE MUESTRAS Y SERVICIOS

DR. JOSÉ ERNESTO RAMÍREZ GONZÁLEZ

JEFE DEL DEPARTAMENTO DE BIOLOGÍA MOLECULAR Y VALIDACIÓN DE TÉCNICAS

M. EN C. JUAN CARLOS CARPIO PEDROZA JEFE DEL DEPARTAMENTO DE PARASITOLOGÍA

BIOL. SERGIO PASTEN SÁNCHEZ JEFE DEL LABORATORIO DE CHAGAS

COORDINADOR DE LA RED DE LABORATORIO DE DIAGNÓSTICO DE CHAGAS


Versión 1

GRUPO DE TRABAJO

BIOL. SERGIO PASTEN SÁNCHEZ

JEFE DEL LABORATORIO DE CHAGAS COORDINADOR DE LA RED DE LABORATORIO DE DIAGNÓSTICO DE CHAGAS

BIOL. IRMA LÓPEZ MARTÍNEZ

DIRECTORA DE DIAGNÓSTICO Y REFERENCIA

DR. HUGO MARTÍNEZ ROJANO ASESOR TÉCNICO DE LA DIRECCIÓN GENERAL ADJUNTA DEL INDRE

COORDINADOR DE MEDICINA LABORAL

DR. JOSÉ ALBERTO DÍAZ QUIÑONEZ DIRECTOR GENERAL ADJUNTO


Versión 1

LINEAMIENTOS PARA LA VIGILANCIA

EPIDEMIOLÓGICA DE LA

ENFERMEDAD DE CHAGAS POR

LABORATORIO

DGE-InDRE–RNLSP

2015


Versión 1

ÍNDICE

INTRODUCCIÓN ..................................................................................................... 9

ANTECEDENTES DE LA RED NACIONAL ............................................................ 9

MARCO LEGAL DEL LABORATORIO ................................................................... 11

DEFINICIONES OPERATIVAS .............................................................................. 12

OBJETIVOS ............................................................................................................. 13

Objetivo General .................................................................................................. 13

Objetivos Específicos ........................................................................................... 13 RED NACIONAL DE LABORATORIOS PARA LA VIGILANCIA DE ENFERMEDAD DE CHAGAS ................................................................................. 14

ORGANIZACIÓN DE LA RED NACIONAL DE LABORATORIOS DE CHAGAS .. 14

FUNCIONES DE LOS INTEGRANTES DE LA RED DE ENFERMEDAD DE CHAGAS .................................................................................................................. 15

TOMA, MANEJO Y ENVÍO DE MUESTRAS ........................................................ 18

Envío y recepción de muestras................................................................................19

ALGORITMO DE DIAGNÓSTICO DE LA TRIPANOSOMIASIS AMERICANA .. 20

ESTÁNDARES DE CALIDAD ................................................................................. 41

Captura de datos y resultados ................................................................................ 42

PROGRAMA DE EVALUACIÓN EXTERNA DEL DESEMPEÑO SEROCHAGAS42

CRITERIOS PARA LA LIBERACIÓN DEL DIAGNÓSTICO ................................. 44

BANCO DE MATERIAL BIOLÓGICO ................................................................... 45

CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES ..................................................................... 46

BIBLIOGRAFÍA ...................................................................................................... 47

I: CARACTERÍSTICAS DE EQUIPOS COMERCIALES ........................................ 50

II: Sensibilidad y especificidad de los equipos probados por el InDRE ............... 52


Versión 1

INTRODUCCIÓN

La enfermedad de Chagas es autóctona del continente americano. Es causada por el

protozoario hemoflagelado Trypanosoma cruzi, y se transmite a humanos

principalmente por el insecto vector triatóminos hematófagos o por transfusión

sanguínea. Se ha estimado que en los primeros años de la década de los 90, de 16 a

18 millones de individuos estaban infectados con T. cruzi. [Organización Mundial

de la Salud (OMS), 1991] sin embargo, gracias al éxito de las intervenciones para el

control vectorial y el tamizaje en donadores de sangre las cifras han disminuido

(Schmunis, 1999). Se estima, que 120 millones de individuos continúan en riesgo

de adquirir la infección.

En México, los triatominos fueron reportados por primera vez en 1928 (Hoffman,

1928) y el primer caso humano fue descrito 12 años más tarde (Mazzotti, 1940). Se

considera que nuestro país alberga una de las poblaciones de triatóminos más

diversa, con 39 especies documentadas, y al menos 21 de ellas infectadas por T.

cruzi, lo que las convierte en vectores potenciales de la Enfermedad de Chagas. La

transmisión vectorial de T. cruzi se lleva a cabo en dos ecosistemas, uno

relacionado con triatominos selváticos y mamíferos silvestres (ciclo selvático), el

otro asociado a la vivienda humana con la participación del vector que habita la

vivienda o en el peridomicilio en directa relación con animales domésticos y el

hombre (ciclo doméstico) (Pinto-Dias, 1992).

El control y prevención de la enfermedad de Chagas depende de la información

vigente sobre su magnitud, trascendencia, vulnerabilidad. En México el Sistema

Nacional de Vigilancia Epidemiológica (SINAVE) es un programa de acción

conformado por un conjunto de estrategias y acciones que permiten identificar y

detectar los daños y riesgos para la salud, su importancia radica en la capacidad de

generar información útil para la orientación del Programa de Enfermedades

Transmitidas por Vector.

El presente documento establece los lineamientos de operación para la vigilancia

basada en el laboratorio de la enfermedad de Chagas, incluyendo las funciones por

niveles; la toma, manejo y envío de muestras; la metodología para el análisis de

muestras (métodos convencionales y no convencionales); la evaluación del

desempeño así como los estándares de calidad.

ANTECEDENTES DE LA RED NACIONAL

Red Nacional de Laboratorios de Salud Pública

La Red Nacional de Laboratorios de Salud Pública (RNLSP) es el conjunto de

laboratorios de vigilancia epidemiológica con objetivos específicos que le han

permitido unificar métodos de diagnóstico, criterios de interpretación de

resultados, transferencia tecnológica, generación de conocimiento y formación de

Enfermedad de Chagas


Versión 1

recursos humanos. Es el soporte técnico-científico útil para la vigilancia

epidemiológica y que genera información de calidad para la toma oportuna de

decisiones a través de la confirmación de diagnóstico mediante estudios de

laboratorio en muestras biológicas.

La RNSLP depende de la Secretaría de Salud y es el Instituto de Diagnóstico y

Referencia Epidemiológica (InDRE) su órgano rector en el área de vigilancia

epidemiológica. Tiene fundamento legal en la Norma Oficial Mexicana NOM-017-

SSA2-2012.Para la vigilancia epidemiológica y está conformada por 31 Laboratorios

Estatales de Salud Pública (LESP) de las 32 entidades federativas del país (el

Distrito Federal envía sus muestras al InDRE).

El Marco Analítico Básico de la RNLSP consta de 27 diagnósticos, distribuidos en

16 redes de vigilancia específica.

Antecedentes de la Red Nacional de Enfermedad de Chagas

Los antecedentes del Laboratorio de Enfermedad de Chagas se remontan a la

creación en 1939 del Instituto de Salubridad y Enfermedades Tropicales (ISET) en

donde durante años se confirmaron los casos de Chagas agudos, detectados por

microscopistas del Centro Nacional de la Erradicación del Paludismo (CNEP). El

Laboratorio de Tripanosomátidos se crea en 1983 como parte del Departamento de

Parasitología, y en ese año se inician estudios epidemiológicos sobre esta

tripanosomiasis. En 1985 el laboratorio participó en las encuestas epidemiológicas

en zonas rurales de varias entidades federativas y en otros estudios de

seroprevalencia en bancos de sangre. En la década de los 80 también se promueve

la creación de ceparios para Leishmania spp como T. cruzi.

En apoyo al diagnóstico de esta infección, se desarrollan técnicas serológicas

utilizando preparaciones antigénicas propias y técnicas de inmunofluorescencia

indirecta, tanto para Leishmaniosis como para Tripanosomiasis Americana, estás

fueron establecidas como metodologías de referencia. En 1989 se llevó a cabo la

transferencia de tecnología del Instituto Nacional de Parasitología “Dr. Mario

Fatala Chabén”, Laboratorio de Referencia de la Organización Panamericana de la

Salud (OPS)/OMS al Laboratorio de Tripanosomátidos del InDRE.

En los años de 1987 a 1990, el laboratorio participó en la Encuesta Nacional

Seroepidemiológica, que evidenció la distribución geográfica de la enfermedad y su

prevalencia.En 1994 el Laboratorio de Tripanosomátidos fue dividido en el

Laboratorio de Enfermedad de Chagas y el Laboratorio de Leishmaniosis y es así

como se encuentran en la actualidad. Durante estos años, también se impulsa el

tamizaje de hemodonadores; se crea la Red Nacional de Laboratorios de

Enfermedad de Chagas (RNLECh) que opera con el binomio Hemaglutinación

Indirecta-Inmunofluorescencia Indirecta (HAI-IFI) pruebas para la detección de


Versión 1

anticuerpos contra el Trypanosoma cruzi. En 1998 surge la necesidad de resolver

la discordancia entre ambas pruebas y se implementa el Ensayo por

inmunoabsorción ligado a enzimas (ELISA).

A inicios de este siglo, se cuenta con la suficiencia diagnóstica y se implementa el

algoritmo de referencia para diagnóstico, referencia y control de calidad de la

enfermedad de Chagas. Además, se implementa un protocolo para la verificación

de parámetros operativos de diagnóstico serológico utilizando los estuches

comerciales disponibles en México, con esta información se apoya a los LESP en la

correcta selección de reactivos.

La técnica de Inmunoelectrotransferencia (Western Blot) se implementa en el año

2002 como apoyo al algoritmo de diagnóstico y referencia, en casos particulares.

Tres años después, surge la necesidad de evaluar el desempeño de los integrantes

de la Red Nacional de Laboratorios de Salud Pública y en 2005 participa en el

Boletín Caminando a la Excelencia, como herramienta para identificar áreas de

oportunidad en el desempeño de los Laboratorios Estatales de Salud Pública

(LESP). En 2008 se elaboran paneles de eficiencia siguiendo lineamientos

estandarizados y se implementa el programa de evaluación externa del desempeño

(PEED SEROCHAGAS) con dos ejercicios anuales. De 2008 a la fecha, se ha

fortalecido el algoritmo de diagnóstico, con el uso de equipos comerciales de alto

desempeño.

MARCO LEGAL DEL LABORATORIO

1. Constitución Política de los Estados Unidos Mexicanos. Artículo 4. DOF

05/02/1917, Última Reforma D.O.F. 15/02/2012.

2. Ley General de Salud. Artículo 3, XV; 59; 64, III; 133; 134, I; 136, 138, 139 y

141. DOF 7/02/1984, Última Reforma DOF 07/06/2012.

3. Secretaría de Salud. Programa Sectorial de Salud 2013-2018. Diario Oficial

de la Federación DOF: 12/12/2013.

4. Plan Nacional de Desarrollo 2013-2018. Diario Oficial de la Federación,

DOF: 20/05/2013, www.dof.gob.mx

5. Secretaría de Salud. Programa de Acción Específico 2013-2018. Sistema

Nacional de Vigilancia Epidemiológica, primera edición 2014.

6. Norma Oficial Mexicana NOM-017-SSA2-2012, Para la vigilancia

epidemiológica (DOF: 19/02/2013).

7. Norma Oficial Mexicana NOM-087- SEMARNAT-SSA1-2002. Protección

ambiental-Salud ambiental-Residuos peligrosos biológico-infecciosos-

Clasificación y especificaciones de manejo (DOF: 17/02/2003).

http://www.dof.gob.mx/


Versión 1

8. Norma Oficial Mexicana NOM-052-SEMARNAT-2005. Que establece las

características, el procedimiento de identificación, clasificación y los listados

de los residuos peligrosos. DOF: 23/06/2006.

9. Norma Oficial Mexicana NOM-032-SSA2-2010. Para la Vigilancia

Epidemiológica prevención y control de las enfermedades transmitidas por

vector (DOF: 01/06/2011).

10. Reglamento Interior de la Secretaría de Salud, publicado en el Diario Oficial

de la Federación el 19 de enero del 2004, última reforma publicada DOF 10

de enero de 2011.

11. Norma Oficial Mexicana NOM-007-SSA3-2011. Para la organización y

funcionamiento de los laboratorios clínicos (DOF: 27/03/2012)

12. Lineamientos para los programas de evaluación externa del desempeño de la

Red Nacional de Laboratorios de Salud Pública, InDRE- Secretaría de Salud,

2014.

13. Criterios de Operación para la Red Nacional de Laboratorios de Salud

Pública, InDRE- Secretaría de Salud, 2014.

DEFINICIONES OPERATIVAS1

Caso sospechoso: Toda persona que refiera antecedentes de residencia o visita a

zona endémica de Tripanosomiasis Americana y que presente alguna o varias de las

siguientes características: que haya recibido sangre de donador seropositivo o

componentes sanguíneos; con antecedente de trasplante de órganos; que sea hijo

de madre seropositiva a T. cruzi o que presente algún síntoma inespecífico de la

enfermedad. El caso sospechoso de Tripanosomiasis es totalmente inespecífico, por

lo que su utilización debe abocarse para estudios de brotes y situaciones especiales.

Caso probable: Persona que resida o provenga de zona endémica y que presente

uno o varios de los siguientes signos o síntomas:

Caso probable agudo: Chagoma de inoculación, fiebre intermitente

prolongada, Signo de Romaña, cardiopatía y/o seropositividad a

inmunoglobulina IgM en una de las siguientes pruebas: HAI, IFI o ELISA.

Caso probable congénito: Hijo de madre seropositiva, prematurez,

fiebre, hepatoesplenomegalia y/o linfadenopatías.

1 Fuente: Lineamientos para la vigilancia epidemiológica de las Enfermedades Transmitidas por Vector. Grupo

Técnico Interinstitucional del Comité Nacional para la Vigilancia Epidemiológica (CONAVE). Marzo 2012.


Versión 1

Caso probable post-transfusional: Cuadro compatible con

Tripanosomiasis aguda, antecedentes de haber recibido sangre 3 meses

antes de presentar la sintomatología y/o antecedentes de no haber realizado

pruebas de tamizaje en el donador.

Caso probable indeterminado: Que presente serología positiva a una de

las siguientes pruebas: HAI, IFI o ELISA.

Caso probable crónico: Cardiopatía dilatada, megaesófago, megacolon

y/o serología positiva a una de las siguientes pruebas: HAI, IFI o ELISA.

Caso confirmado: Es la persona con signos o síntomas de la enfermedad en

quien se demuestre la presencia del parásito mediante alguna de las siguientes

pruebas: estudios parasitoscópicos (gota gruesa, frotis, hemoconcentración de

muestras sanguíneas, cultivo en medios NNN) o serología positiva en la misma

muestra de suero a por lo menos dos de las siguientes pruebas: IFI, HAI o ELISA, o

cualquier técnica avalada por la instancia competente.

Caso descartado: Es la persona en la que no se encuentra evidencia de T. cruzi

por los procedimientos descritos.

OBJETIVOS

Objetivo General

Generar información básica para apoyar las actividades del programa de

Enfermedades Transmitidas por Vector (ETV) y promover la creación de sinergias

de actuación para realizar el diagnóstico de la tripanosomiasis americana.

Objetivos Específicos

Generar información oportuna y valida mediante la utilización de algoritmos

de diagnóstico validados.

Generar servicios de diagnóstico confiables mediante la participación en el

programa de evaluación externa del desempeño.

Incrementar el desempeño técnico de los recursos humanos de la RNLSP

mediante la capacitación continua y específica a las necesidades

particulares.

Demostrar nuestra competencia técnica, fomentando la cultura de calidad y

mejora continua de nuestros procesos.


Versión 1

RED NACIONAL DE LABORATORIOS PARA LA VIGILANCIA DE

ENFERMEDAD DE CHAGAS

En color rojo se presentan los estados que realizan una prueba, amarillo dos

pruebas y verde al menos tres pruebas. En color negro se indica los estados que no

realizan el diagnóstico o están en proceso de implementación.

Figura. 1. Conformación de la red para el diagnóstico de Chagas en México

ORGANIZACIÓN DE LA RED NACIONAL DE LABORATORIOS DE

CHAGAS

La red está constituida por tres niveles: federal, estatal y local: El nivel federal está

representado por el Instituto de Diagnóstico y Referencia Epidemiológicos

(InDRE). El nivel estatal está constituido por los Laboratorios Estatales o

Regionales de Salud Pública (LESP) que cuentan con las técnicas serológicas para

el diagnóstico de la enfermedad. El nivel local está integrado por los laboratorios

ubicados en centros de salud, en hospitales y en cabeceras jurisdiccionales. En cada

estado puede haber tantos laboratorios locales como sean necesarios para resolver

las necesidades de diagnóstico en apoyo a la vigilancia epidemiológica y a las

actividades de salud pública. Los laboratorios de nivel local apoyan el diagnóstico

Marco analítico existente en la RNLSP para el Diagnóstico Serológico de Chagas


Versión 1

de enfermedades de importancia epidemiológica y se integran en redes específicas

de diagnóstico.

La coordinación de la RNLSP la ejerce el InDRE que interacciona con los LESP,

quienes a su vez, son los enlaces funcionales entre los laboratorios del nivel local y

el de nivel nacional. Los laboratorios de apoyo al Sistema Nacional de Vigilancia

Epidemiológica (SINAVE) se deben coordinar con los de la RNLSP, en el nivel

correspondiente.

Figura. 2. Flujo de trabajo de la Red Nacional de Laboratorios de Salud Pública

FUNCIONES DE LOS INTEGRANTES DE LA RED DE ENFERMEDAD

DE CHAGAS

Funciones del Laboratorio Nacional de Referencia

El laboratorio de Enfermedad de Chagas del InDRE es el laboratorio nacional de

referencia para los laboratorios de la RNLECH y es el órgano normativo para su

diagnóstico, sus funciones son:

Efectuar el diagnóstico serológico y parasitológico de la Enfermedad de

Chagas.


Versión 1

Consolidar los algoritmos de referencia y criterios de interpretación de

resultados.

Realizar las pruebas de control de calidad en el diagnóstico parasitológico y

serológico, apoyado a nivel estatal, por los LESP. El control de calidad se

realizará con el total de las muestras biológicas positivas y el 10% de las

negativas2.

Transferir tecnología estandarizada a los laboratorios integrantes de la Red,

Técnica de Inmunofluorescencia indirecta (IFI).

Ofrecer biológicos como, antígeno IFI y sueros control.

Verificar las características operativas de estuches comerciales como apoyo a

la RNLSP en la selección de reactivos.

Preparar y enviar paneles de eficiencia (PEED SEROCHAGAS) a los LESP

participantes.

Capacitar en servicio para la formación de recursos humanos en la

prestación de un servicio eficiente.

Implementar y adecuar nuevas técnicas de diagnóstico en apoyo al algoritmo

de referencia.

Desarrollar investigación aplicada en apoyo a la vigilancia epidemiológica.

Generar información de orden nacional, integrando y como el rector de la

RNLSP, en materia de diagnóstico, investigación y desarrollo tecnológico

para la vigilancia epidemiológica para la toma de decisiones en el control de

la enfermedad que incidan en la formulación y orientación del programa

nacional de salud.

Funciones de los Laboratorios Estatales de Salud Pública

Participar en las actividades de vigilancia epidemiológica mediante la

realización de las pruebas de diagnóstico serológico con estuches

comerciales verificados o metodología estandarizada previamente en el

InDRE, de la cual ha recibido capacitación el personal de los LESP.

Proporcionar a otras instituciones de salud los formatos y lineamientos

establecidos por el InDRE para la toma y envío de muestras al LESP, que

garanticen la calidad y cantidad de muestra que ingresa a la RNLSP.

Referir muestras al InDRE para la realización de pruebas generales,

especializadas y de referencia, así como para control de calidad.

2 NOM-032-SSA2-2010, Control de calidad del diagnóstico, numeral 7.3.2.5.


Versión 1

Referir al InDRE en volumen suficiente, el 100% de muestras positivas, el

10% de muestras negativas para control de calidad y conformación del banco

de sueros.

Brindar supervisión y asesoría al personal de los laboratorios a nivel local.

Promover la utilización adecuada de las pruebas de diagnóstico y la

interpretación de los resultados por medio de la capacitación realizada en

cursos-taller, impartidos por personal del InDRE con el compromiso de que

la capacitación sea dinámica y de acuerdo a las tendencias y necesidades de

la RNLSP.

Desarrollar, promover y apoyar acciones de capacitación e investigación

para el mejoramiento integral de la RNLSP en el ámbito estatal.

Asegurar la estabilidad y confiabilidad del diagnóstico, mediante la

implementación de un programa de control de calidad y la participación en

el PEED SEROCHAGAS a través de los paneles de eficiencia, para

evaluación del desempeño, dos veces por año.

Capacitar a los integrantes de la red estatal de laboratorios para el

diagnóstico de la enfermedad de Chagas.

Elaborar y llevar a cabo los programas operativos y de control de calidad en

los laboratorios locales para el diagnóstico de la enfermedad de Chagas.

Participar en la elaboración y actualización de los manuales técnicos

referentes a diagnóstico y temas especializados (bioseguridad, manejo de

residuos peligrosos biológico-infecciosos, etc.) para uso en el ámbito estatal

y local.

Generar evidencia de la enfermedad de Chagas al notificar al órgano

normativo estatal correspondiente los casos agudos, indeterminados y

crónicos confirmados.

Funciones de los laboratorios locales

Realizar alguna de las pruebas convencionales (HAI, ELISA e IFI) para el

diagnóstico de la enfermedad de Chagas que requieren únicamente equipo

básico de laboratorio.

Referir muestras al LESP de su entidad para control de calidad y para la

realización de las pruebas generales y especializadas o de referencia que no

se realicen en el laboratorio local.


Versión 1

Notificar al órgano normativo jurisdiccional correspondiente los casos de

enfermedad de Chagas confirmados: agudos, indeterminados y crónicos.

Recibir capacitación y asesoría del nivel estatal.

Aplicar las recomendaciones del nivel estatal.

Cumplir con el programa de control de calidad que establece el nivel estatal.

TOMA, MANEJO Y ENVÍO DE MUESTRAS

Para la correcta identificación de cada muestra es imprescindible que cada una de

ellas está rotulada en forma completa con los siguientes datos:

a) Apellido y nombre

b) Fecha de la toma de la muestra

c) Datos necesarios según el caso

1. La muestra de suero, sangre o laminilla (ver cuadro 1A y 1B) debe

acompañarse del formato REMU-F-12, del resumen de historia clínica y de

la solicitud del estudio.

2. La falta de alguno de estos documentos o inconsistencia en la identificación

precisa de la muestra será causa de rechazo y se le notificará al usuario. La

muestra quedará en resguardo en el laboratorio y contará con un periodo de

ocho días para enviar la documentación completa o corrección, de no ser así

la muestra será desechada.

3. La muestra será rechazada de manera definitiva si está hemolizada,

contaminada, lipémica o contener alguna sustancia interferente, y se

notificará al usuario o responsable del envío, vía fax.

4. El diagnóstico serológico de la tripanosomiasis americana seguirá el

algoritmo. Los resultados serán emitidos para diagnóstico en 10 días, para

referencia y control de calidad 15 días después de recibida la muestra.

5. En casos especiales, si la muestra no cumple con los criterios de calidad

biológica pero el usuario considera que la muestra es de alto valor deberá

notificarlo al Laboratorio de enfermedad de Chagas por escrito en la

solicitud o formato y aceptar que el resultado debe ser interpretado con

cautela, quedando el laboratorio del InDRE libre de toda responsabilidad

legal.


Versión 1

Envío y recepción de muestras

El envío de muestras debe realizarse a la brevedad posible después de la obtención

de la muestra y en no más de siete días hábiles. El tubo con la muestra de suero se

empaqueta bien en un recipiente con doble cubierta y en un contenedor que cierre

herméticamente y se envía de inmediato; se debe proteger de la luz solar y del calor

excesivo con un refrigerante (4-8 °C), siguiendo las instrucciones del triple

embalaje básico (REMU-MA-01), que no debe de estar en contacto directo con la

muestra [3]. En el caso de las dependencias de la Secretaría de Salud la muestra se

envía al Laboratorio Estatal de Salud Pública correspondiente. Para otras

instituciones el envío se realizará de acuerdo con los procedimientos que se

determine en el nivel estatal o federal.

InDRE: Instructivo para la toma y envío de muestras biológicas para diagnóstico y

control de calidad:

http://www.indre.salud.gob.mx/interior/publicaciones_tecnicas.html

Toma y recepción de muestras InDRE:


3 El sistema básico de triple embalaje consiste en la utilización de un recipiente primario, en el cual está

contenida la muestra biológica (exudado faríngeo, exudado nasofaríngeo, lavado bronquio alveolar, biopsia,

suero, etc.), el recipiente primario (p. ej. criotubos, tubos o frascos con tapa de rosca) debe ser hermético para

evitar que la muestra se derrame y tiene que estar perfectamente etiquetado con el nombre o número de

muestra del paciente. El recipiente primario deberá rodearse de material absorbente como gasa o papel

absorbente y colocarse en un recipiente secundario hermético a prueba de derrames y golpes. Si se colocan

varios recipientes primarios dentro de un recipiente secundario se deberá usar una gradilla y material

absorbente para evitar algún derrame. Es importante mencionar que dentro del recipiente secundario (hielera)

tiene que haber suficientes refrigerantes para mantener una temperatura de 4 a 8 °C. Los recipientes

secundarios deberán llevar las etiquetas de riesgo biológico y señal de orientación del recipiente, a su vez el

recipiente secundario deberá ir contenido en un paquete externo de envío (caja de cartón o hielera) que proteja

el contenido de elementos externos del ambiente y debe estar etiquetado con los datos del remitente,

destinatario y señal de orientación. La documentación que se integre al triple embalaje deberá colocarse en la

parte interior del paquete.




Versión 1

Cuadro 1. Toma y manejo de muestras clínicas

A. Técnicas parasitoscópicas

Tipo de

muestra Método

Medio/contenedor/for

ma de envío] Tiempo Técnica

Sangre

capilar

Por punción

digital

Extendido sobre porta

objetos si es posible

coloreado con Giemsa,

muestra de sangre en

laminilla a TA

Durante la fase

aguda de la

enfermedad

Frotis,

Gota gruesa

Sangre

total

Por venopunción

en tubos con

heparina/EDTA

2.0 mL, enviar con

refrigerantes de 4 a 8 °C

Durante la fase

aguda de la

enfermedad

Frotis,

Gota gruesa

Sangre

total

Por venopunción

en tubos con

heparina/EDTA

2.0 mL, enviar con


Durante la fase

aguda de la

enfermedad Microhematocrito

fluorescente

Sangre

total

Por venopunción

en tubos con

heparina

3.0-5.0 mL, enviar con

refrigerantes de 4 a 8 °C.

Durante la fase

aguda de la

enfermedad Hemocultivo

Sangre

total

Por venopunción

en tubos con

heparina

2.0 mL, enviar con


Durante la fase

aguda de la

enfermedad

Inoculación en

ratón

B. Técnicas inmunoserológicas

Tipo de

muestra Método

Medio/contenedor/fo

rma de envío] Tiempo Técnica

Suero

Por

venopunción en

tubos sin

anticoagulantes

1.0 mL, enviar con


Durante la

fase aguda

tardía y

crónica de la

enfermedad

ELISA Ag

totales

ELISA Ag

recombinantes

IFI Parásito

integro

Western Blot

ALGORITMO DE DIAGNÓSTICO DE LA TRIPANOSOMIASIS

AMERICANA

La enfermedad de Chagas tiene una evolución natural y se divide en fase aguda,

fase indeterminada y fase crónica, y en cada fase la presentación clínica, los

criterios diagnósticos y terapéuticos son distintos.


Versión 1

El diagnóstico etiológico de la enfermedad de Chagas se basa en la evaluación

clínica, epidemiología y pruebas de laboratorio. Para el diagnóstico de laboratorio,

los exámenes adecuados dependen de la fase clínica del paciente. En la fase aguda

los estudios se centran en la búsqueda y reconocimiento del T. cruzi en sangre

(metodología: parasitológica directa), porque en las etapas iniciales de la

enfermedad se encuentran parasitemias importantes y a medida que transcurre la

infección van disminuyendo hasta hacerse mínimas y aleatorias. En la fase crónica

(inaparente o indeterminada y sintomática) las parasitemias son transitorias y por

ello el diagnóstico se realiza fundamentalmente mediante el hallazgo de

anticuerpos circulantes contra el T. cruzi.

1. Inmunodiagnóstico

El inmunodiagnóstico se basa en la detección de anticuerpos específicos contra T.

cruzi sin embargo, se debe entender que lo que se busca no es el parásito y por

tanto sus resultados nunca proporcionarán certeza diagnóstica y deben evaluarse

en términos de probabilidad. Para que la probabilidad se acerque a la certeza, es

importante seleccionar adecuadamente el método a emplear, el momento de la

toma de muestra y la interpretación apropiada de los resultados.

El diagnóstico de laboratorio se realiza en una muestra de sangre o suero del

paciente, el tipo de muestra y la técnica a realizar se determina en base a la fase en

la que se encuentra la enfermedad. Se debe obtener una muestra de sangre

completa por venopunción, aproximadamente 5 mL en un tubo con o sin

anticoagulante.

Para inmunodiagnóstico se utiliza suero en fase crónica, para técnicas de cultivo o

inoculación en modelo animal es sangre completa o laminillas con extendido y gota

gruesa para técnicas parasitoscópicas, será enviado al LESP para el ensayo. La

muestra de suero debe mantenerse siempre en refrigeración (2-8 °C) desde la toma

hasta la llegada al LESP. La muestra deberá venir acompañada con el Formato de

envío debidamente completado, sin datos alterados o sobre escritos y en caso de

considerarlo conveniente, por favor indique la gravedad del paciente; las muestras

que no cumplan con los requisitos establecidos, serán rechazadas.

De acuerdo a la Norma Oficial Mexicana NOM-032-SSA2-2010. Para la vigilancia

epidemiológica, prevención y control de las enfermedades transmitidas por vector,

el diagnóstico de la Enfermedad de Chagas o Tripanosomiasis Americana se basa

en el cuadro clínico del paciente, asociado a las fases aguda y crónica sintomática

del padecimiento; antecedentes de residencia en áreas endémicas de la

enfermedad, transfusional, madre chagásica y/o trasplante de órganos. “Se

confirma el diagnóstico en fase aguda, al demostrar la presencia del T. cruzi o

serología positiva en la sangre, por estudio directo o por la técnica de concentración

de Strout, cultivo o xenodiagnóstico, serología positiva (HAI, IFI, ELISA y


Versión 1

Aglutinación de partículas) en fase aguda tardía. En fase indeterminada, se

confirma por serología positiva y en fase crónica por serología positiva o el

xenodiagnóstico y el cultivo en sangre en medios bifásicos al dar resultados

positivos” de acuerdo a lo que especifica la NOM-032-SSA2-2010.

La confirmación del diagnóstico por laboratorio se establece por la demostración

del parásito o bien por al menos dos pruebas serológicas de diferente formato con

resultado positivo. Los servicios de salud instalados en áreas endémicas, donde la

población está en riesgo de contraer la parasitosis, deben contar con la información

necesaria para establecer el diagnóstico clínico, parasitológico y serológico. Los

criterios de laboratorio para la clasificación de casos son de acuerdo al cuadro 2.

Cuadro 2. El diagnóstico de la enfermedad de Chagas se realiza por criterios clínico,

epidemiológicos y principalmente con ayuda de métodos parasitológicos o

serológicos

Parásitos cualquier

método

Serología dos

pruebas

Sintomatologí

a

Criterio

diagnóstico de

caso

+ + + Agudo

+ - + Agudo

- + + Agudo

+ + - Indeterminado

- + - Indeterminado

- + + Crónico

- - + No caso

El inmunodiagnóstico de la infección por T. cruzi involucra una mezcla de

anticuerpos dirigidos contra un gran número de antígenos parasitarios, con

diferente concentración, afinidad y antelación de aparición. Puede haber expresión

de diferentes mosaicos antigénicos entre las distintas cepas y reactividad cruzada

con microorganismos relacionados que comparten zonas geográficas. Los distintos

métodos y estuches de reactivos para el diagnóstico pueden comportarse de

manera diferente frente a una misma muestra y la evaluación de desempeño de

diferentes lotes no son siempre consistentes con estudios previos.

La especificidad del inmunodiagnóstico para la tripanosomiasis americana es

buena sin embargo, la sensibilidad es mayor hacia la fase crónica sintomática. Los

antígenos en los estuches comerciales o reactivos de preparación local son

obtenidos a partir de diferentes cepas y fases del parásito, van desde el parásito


Versión 1

íntegro, extractos crudos, extractos parcialmente purificados, antígenos

recombinantes de fase aguda o crónica, péptidos sintéticos, hasta antígenos

quiméricos. Los estuches de diagnóstico son muy variables en su composición

antigénica y ninguno de ellos alcanzan por sí solo el 100% de certeza diagnóstica

(WHO, 2010), es por esto que, los grupos de expertos internacionales de Tropical

Disease Research (TDR)/Word Health Organization (WHO) (TDR-WHO)

recomiendan para tamiz, una técnica altamente sensible y para diagnóstico al

menos dos pruebas en paralelo, de diferente formato. Con este diseño, el

diagnóstico, puede alcanzar un rango de sensibilidad del 98-99.5%. Es decir, para

obtener resultados más seguros y concluyentes, se debe realizar más de una técnica

diagnóstica. Sin embargo, una limitante es la presencia de resultados

indeterminados (resultados discrepantes), la frecuencia de estos obedece a las

características del desempeño de las pruebas utilizadas.

La selección de las pruebas de diagnóstico depende de:

a) la relación costo/beneficio

b) al tipo de antígenos y conjugado utilizados

Ya que algunas metodologías utilizan conjugados polivalentes (Anti IgM, IgG e IgA)

con el paradigma de incrementar su aplicabilidad al espectro de la enfermedad, sin

embargo, puede haber un incremento de la tasa de falsos positivos. La experiencia

en Sudamérica y México señala que el mejor par de técnicas utilizadas en paralelo

es, un ELISA confeccionado con antígenos crudos, más otro ELISA con antígenos

recombinantes. Las técnicas de biología molecular han mostrado una variabilidad

importante y a la fecha sólo son de utilidad en casos particulares. Se debe tener en

cuenta que los valores predictivos; positivos o negativos, varían en función de la

prevalencia regional de la infección.

De los laboratorios de la RNLSP el 64% utiliza antígenos recombinantes (Formato:

ELISA 50%, Aglutinación de partículas de gelatina (APG) 37.5% y prueba en

mancha 12.5%), el 96% antígenos crudos (Formato: ELISA 68% y HAI 78.6) y el

7.0% parásito integro (Formato: IFI). El equipo requerido para realizar éstas

técnicas depende del formato seleccionado, en general se requiere de un lector de

ELISA para placas completas con un filtro de 450 nm y otro de referencia entre

600-650 nm, un lavador para placas completas, un microscopio de fluorescencia,

una incubadora, baño María (28-37 °C) y micropipetas multicanales y sencillas con

volúmenes variables, además de todo el material requerido especificado en el

inserto del producto comercial, pero no incluido en los estuches de diagnóstico.

Los procedimientos se deben realizar siguiendo las indicaciones del inserto que se

encuentra en el estuche de diagnóstico, para dar cumplimiento con la validación de

cada serie de muestras y sesión de trabajo. Cabe señalar que para el


Versión 1

inmunodiagnóstico de la enfermedad de Chagas, no existe ni una técnica, ni un

suero de referencia nacional o internacional.

El algoritmo de referencia del InDRE para el diagnóstico de la enfermedad de

Chagas, se deriva de la modelación como árbol de decisión, en donde las muestras

ingresadas tienen una probabilidad a priori de ser reactivas o no, y depende del

servicio solicitado es decir, en una muestra referida para control de calidad se

espera mayor certeza diagnóstica, ya que la probabilidad a priori de ser reactiva es

mayor que en una muestra que es referida para diagnóstico o referencia y es bajo

esa condición que se desarrolló el algoritmo. Para lo cual fue necesario considerar

los métodos a utilizar, el orden de realización (paralelo/serie), el momento de la

toma de muestra y la interpretación apropiada de los resultados.

Los métodos actualmente validados son:

ELISA, Hemaglutinación indirecta (HAI)

Inmunofluorescencia (IFI)

No existen actualmente otras pruebas validadas para diagnóstico de infección

chagásica.

Los parámetros para determinar la confiabilidad de un método son:

Sensibilidad (S)

Especificidad (E)

Valor predictivo (VP)

Estos últimos dependen de la prevalencia de la infección.

Los laboratorios de la RNLSP deben tener disponibles al menos dos pruebas de

diagnóstico de formato diferente. Estas pruebas son seleccionadas de acuerdo a la

complejidad del laboratorio, su infraestructura y la formación profesional de su

personal operativo.

La ejecución de dos pruebas inmunoserológicas no garantiza un resultado

definitivo, ya que se pueden presentar algunas situaciones que es necesario conocer

y resolver. El valor umbral, valor crítico o valor de corte, es el punto C en la escala

de medición (densidad óptica o razón S/Co; en donde S es la densidad óptica de la

muestra estudiada y Co es el valor de corte) que clasifica la muestra como positiva o

negativa, este valor da un sentido simple y práctico para interpretar el resultado: el

valor Yi etiqueta al individuo como libre de la enfermedad si Yi < C o con la

enfermedad si Yi > C. Sin embargo, esta regla de decisión presenta una región de

incertidumbre o zona gris, en la que los valores no determinan si es positivo o no y

se reportan como no concluyente (resultado indeterminado). La zona de

incertidumbre se determina en absorbancia como C ± 10%, y de 0.9 a 1.1 para la


Versión 1

razón S/Co. Estos valores están descritos en el inserto del equipo de diagnóstico

utilizado. Un ejemplo de situaciones especiales sería:

Cuadro 3 Algoritmo de dos pruebas, interpretación en paralelo, resultados

esperados y su interpretación

Método Resultado

ELISA + - + -

IFI + - - +

Interpretación: Reactivo No Reactivo Discordante Discordante

Situación a: caso discordante:

Decisión en el laboratorio:

Repetir la prueba con la misma muestra.

Referir a referencia, LESP o InDRE.

Solicitar una nueva muestra, en aproximadamente mes y medio.

Decisión del médico

No considerar como infectado.

Explicar al paciente que las pruebas de laboratorio tienen limitaciones y hay

que valorar con base a la clínica y la epidemiologia.

Situación b: caso no concluyente (indeterminado, zona gris)

Los valores de densidad óptica se sitúan muy cerca del punto de corte (±10%), el

resultado no debe considerares positivo o negativo, se debe reportar como

indeterminado.

Decisión en el laboratorio:

Repetir la prueba con la misma muestra.

Referir a referencia, LESP o InDRE.

Solicitar nueva muestra, en aproximadamente tres semanas.

Decisión del médico:

No considerar como positivo o negativo.

Explicar al paciente que las pruebas de laboratorio tienen limitaciones

analíticas.


Versión 1

Figura. 3. Algoritmo inmunodiagnóstico

2. Diagnóstico parasitológico

El laboratorio juega un papel determinante en el diagnóstico de la Enfermedad de

Chagas sin embargo, este diagnóstico debe ser integral y por ello también se deben

evaluar los datos clínicos, y epidemiológicos de la infección. Existen tres aspectos

fundamentales que deben ser considerados al realizar un análisis: ¿Cuándo

realizarlo?, ¿Qué tipo de análisis se debe efectuar? y ¿Cuáles son los objetivos del

análisis?

La demostración de la presencia del parásito, T. cruzi, es el diagnóstico indiscutible

de infección chagásica pero solo se recomienda practicarlo en la etapa aguda de la

enfermedad es decir, entre los 7 a 15 días de manifestaciones clínicas ya que en las

etapas indeterminada y crónica de la enfermedad la sensibilidad puede ser menor

al 50%. Como en otras enfermedades infecciosas, se presenta un periodo de

ventana que es imprescindible conocer para evitar la utilización de métodos de

diagnóstico en momentos inadecuados y obtener resultados falsos positivos. Al

término del periodo de ventana comienza la fase aguda en donde las pruebas

diagnósticas parasitológicas pueden alcanzar una sensibilidad superior al 95%.

Conforme progresa la infección (después del día 15), la sensibilidad de las pruebas


Versión 1

diagnósticas decae hasta el 50%. Los métodos de elección para la detección del

parásito durante la fase aguda son aquellos que requieren procesos de al menos 3

horas. El xenodiagnóstico, el hemocultivo y la utilización de animales de

experimentación solo se recomiendan para confirmar la presencia del parásito en

las fases indeterminada y crónica.

Cuadro 4. Ventajas y desventajas de las técnicas de diagnóstico, parasitológico de la

enfermedad de Chagas

Técnica Ventajas Desventajas

1.- Frotis sanguíneo

2.- Gota gruesa

1. Resultado temprano

2. Certeza diagnóstica

3. Sencillez operativa

4. Bajo costo

Sensibilidad cercana al 60% en

el período agudo y 10% en el

período crónico

1.- Microhematocrito

fluorescente

1. Elevada sensibilidad


3. Facilidad en la obtención de

la muestra

4. Bajo costo

Sensibilidad de 90% a 100% en

el período agudo, no valorada

en crónico

4.- Hemocultivo




la muestra

4. Bajo costo

1. Sensibilidad de 90% a

100% en el período agudo,

en crónico 20-50%

2. Requiere experiencia del

operador. Contaminaciones

por hongos o bacterias

5.- Modelo

experimental

(inoculación en ratón)




la muestra

4. Se incrementa costo

1. Sensibilidad de 90% a

100% en el período agudo,

en crónico 20-50%

2. Requiere experiencia del

operador

3. Infraestructura compleja

como por ejemplo un

bioterio, gabinetes de

bioseguridad, etc.

Los métodos parasitológicos convencionales permiten detectar al parásito, y

consecuentemente efectuar el diagnóstico de certeza, prácticamente en el 95% de

los casos durante el período agudo.


Versión 1

Figura. 4. Algoritmo diagnóstico parasitológico fase aguda

1. Frotis sanguíneo (CLAVE: 1D2612002: Identificación morfológica

del agente en muestras de sangre)

Esta técnica se utiliza también para detectar otros protozoarios hemáticos. En el

caso de T. cruzi se observan los tripomastigotes como estructuras alargadas en

forma de "S" o "C" entre los eritrocitos. Los frotes deben de ser lo suficientemente

delgados para poder leer un texto a través de la extensión. Los portaobjetos deben

estar limpios y desgrasados.

a. Material y equipo

alcohol metílico grado reactivo

colorante de Giemsa

lancetas

microscopio

portaobjetos

solución amortiguadora de fosfatos de pH 7.2


Versión 1

torundas de algodón humedecidas en alcohol etílico al 70%

torundas de algodón secas

b. Procedimiento

1. Realizar la punción digital.

2. Desechar la primera gota de sangre y limpiar con una torunda de algodón

seca.

3. Obtener una segunda gota de sangre y colocarla sobre la mitad de una de las

caras de un portaobjetos desengrasado.

4. Colocar frente a la gota un portaobjetos auxiliar en un ángulo de 45°, sujetarla

por sus bordes mayores.


Versión 1

5. Proceder a extender la muestra con un movimiento uniforme hacia el extremo

libre del portaobjeto, hasta terminar el extendido.

6. Dejar la preparación sobre una superficie horizontal hasta que se seque

(protegerla de polvo, moscas y otros insectos).

7. Identificar el extendido escribiendo con lápiz sobre la sangre el nombre, edad

y sexo del paciente. El frote siempre se deberá fijar con alcohol metílico antes

de enviar.

8. Para fijar el extendido, introducir la parte correspondiente al frote en un

recipiente de boca ancha conteniendo alcohol metílico sin diluir, escurrir el

alcohol excedente, sin que se moje la gota gruesa.

9. Colocar el portaobjeto sobre una superficie horizontal hasta que seque.

10. Teñir con Giemsa como se indica en el procedimiento de tinción de la gota

gruesa.

Punto crítico

Realizar el extendido de manera uniforme. Evitar que se moje la gota gruesa con el

alcohol metílico. Usar portaobjetos limpios y desengrasados.


Versión 1

2. Gota gruesa (CLAVE: 1D2612002: Identificación morfológica del

agente en muestras de sangre)

Es un método de concentración para buscar parásitos sanguíneos y tiene mayor

sensibilidad que el examen directo y el frote. Es indispensable hemolizar la muestra

sanguínea para que los eritrocitos acumulados no impidan la observación de los

parásitos.

a. Reactivos, material y equipo

lancetas estériles desechables

microscopio

portaobjetos

torundas de algodón con alcohol etílico al 70 %

b. Procedimiento

1. Obtener otra gota de sangre de la misma punción de donde se obtuvo la

anterior, para el frote sanguíneo (punto anterior).

2. Obtener la muestra del dedo apretándolo suavemente por sus bordes laterales

hacia su extremo.

3. Sobre la misma cara del portaobjetos donde se hizo el extendido sólo que en la

parte media libre, colocar otra gota de sangre más grande que la anterior.

4. Con el ángulo de un portaobjeto auxiliar y con movimientos circulares se

extiende la gota en un cuadro de más o menos 2 cm por lado.

5. Dejar la preparación sobre una superficie horizontal hasta que se seque,

abanicar con la mano para obtener un secado más rápido (protegerla del

polvo, moscas y otros insectos).

Punto crítico

La gota gruesa no se debe poner en contacto con alcohol metílico por lo que se debe

cuidar de no introducir la porción del portaobjetos con la gota gruesa en el alcohol,

ni dejar que escurra el fijador sobre de ella.

Tinción

Preparar la solución de trabajo del colorante Giemsa con solución amortiguadora

de fosfatos realizando una dilución 1:10 de la solución madre.

1. Cubrir las láminas con la solución de trabajo y dejar teñir durante 30 minutos.


Versión 1

2. Transcurrido el tiempo de tinción lavar el frote con agua de la llave.

3. Colocar sobre una superficie horizontal hasta que se seque.

Punto crítico

El tiempo de tinción debe de estandarizarse cada vez que se prepara colorante.

Lectura

1. Enfocar primero la gota gruesa, utilizando los objetivos de menor a mayor

aumento.

2. Cubrir con aceite de inmersión ambas muestra teñidas, hasta conseguir una

imagen nítida con el objetivo de inmersión.

3. Emplear filtro azul.

4. Buscar sistemáticamente la presencia del parásito en todo el portaobjeto hasta

asegurarse de dar un resultado final correcto.

5. Observar todos los campos microscópicos de ambas muestras antes de emitir

un resultado negativo.

3. Microhematocrito fluorescente (CLAVE: 1D2612001: Identificación

rápida en sangre (microhematocrito fluorescente)

El sistema de microhematocrito fluorescente (QBC) es un método de diagnóstico

cualitativo de alta sensibilidad para detectar rápidamente la presencia de parásitos

hemáticos como plasmodios, tripanosomas y microfilarias en sangre capilar o

venosa, centrifugada. La capa de leucocitos y plaquetas que se forma en los tubos

capilares con sangre, al ser centrifugados, se expande en una capa delgada

alrededor del flotador cilíndrico de alta precisión introducido en el tubo capilar,

formando tres estratos celulares. El sistema utiliza anaranjado de acridina para

teñir las nucleoproteínas celulares, y la fluorescencia de los componentes

incrementa su visibilidad. Se observan en la parte superior (hacia el plasma) las

plaquetas anaranjado-amarillentas, en la capa media los linfocitos y monocitos de

tono verde y en la capa inferior se localizan los granulocitos amarillos y debajo de

los granulocitos, se encuentra el paquete de glóbulos rojos.

Los tripomastigotes sanguíneos del T. cruzi se ubican en la inter fase de plaquetas y

plasma, se observan teñidos de color verde tenue en su citoplasma, pero de un tono

verde fuerte el núcleo y el cinetoplasto.

a. Equipo

Equipo de Microhematocrito fluorescente (QBC) de Becton Dickinson


Versión 1

b. Procedimiento

1. Llenar el tubo capilar por el extremo más cercano a las dos líneas azules, con

sangre capilar o venosa, hasta las marcas azules.

2. Girar el tubo entre los dedos índice y pulgar para mezclar con el

anticoagulante.

3. Inclinar el tubo hacia el extremo libre y girar para mezclar con el naranja de

acridina.

4. Colocar el tapón en el extremo más alejado a las líneas azules.

5. Introducir el flotador con las pinzas.

6. Identificar el tubo con su clave correspondiente, colocando la etiqueta entre

las líneas blancas.

7. Centrifugar durante 5 minutos a 14,000 rpm.

8. Colocar los tubos en una gradilla con el tapón hacia abajo.

9. Se pueden conservar hasta tres días a temperaturas de entre 16 a 37 °C

10. Colocar el capilar en el porta tubo y este a su vez en la platina del

microscopio

11. Agregar una o dos gotas de aceite de inmersión sobre el tubo capilar.

12. Enfocar la capa de leucocitos con el objetivo especial.

13. Buscar las formas parasitarias en la interface correspondiente.

Punto crítico

La lectura debe ser inmediatamente después de la centrifugación, de lo contrario se

puede producir lisis del tripomastigote.


Versión 1

Figura. 5. Algoritmo diagnóstico parasitológico fase crónica

14. Hemocultivo [CLAVE: 1D2612004: Aislamiento a partir de muestras

de sangre (cultivo)]

Es un método de diagnóstico parasitológico que permite la reproducción del

parásito. La sensibilidad en los casos agudos es cercana al 100%, pero en las fases

indeterminada y crónica puede disminuir hasta el 50%.


caldo infusión cerebro corazón estéril (BHI)

centrífuga clínica

gradillas para tubos de ensaye

heparina

incubadora (28 °C)

jeringas estériles desechables de 20 mL con aguja

microscopio


Versión 1

pipetas Pasteur

portaobjetos y cubreobjetos

tubos de ensayo con medio de Warren

b. Procedimiento

1. Utilizar medio de cultivo de Warren en condiciones de esterilidad.

2. Extraer 10-20 mL de sangre por punción venosa en un tubo con heparina.

3. Centrifugar a 3000 rpm durante 10 minutos.

4. Separar el plasma en otro tubo y por separado tomar el paquete de

leucocitos.

5. Mezclar el paquete de leucocitos con 10 mL de caldo infusión cerebro

corazón (BHI).

6. Sembrar 2.0 mL de la suspensión celular anterior en medio de cultivo de

Warren en cinco tubos diferentes.

7. Cerrar perfectamente los tubos sembrados e identificar con claridad cada

uno de ellos.

8. Agitar suavemente cada tubo inclinándolo 90º (no provocar burbujas).

9. Incubar los tubos sembrados a 28 °C durante 8 días.

10. Para la revisión de los cultivos, extraer con ayuda de una pipeta Pasteur

estéril una gota del medio de cultivo que se coloca entre portaobjetos y

cubreobjetos para observar al microscopio con objetivo de 40x.

11. Revisar al microscopio cada tubo de cultivo y hacer resiembra por duplicado,

se continúa cultivando y se revisan los tubos cada 15 días por un periodo de

3 meses.

12. Descartar los tubos que continúen negativos después de este tiempo.

Esterilizar y lavar.

Interpretación

Se da como positivo el hemocultivo cuando se detectan las formas móviles

características del flagelado en su fase de epimastigote en las preparaciones de los

medios de cultivo sembrados.


Versión 1

Punto crítico

Evitar la dispersión del paquete leuco-plaquetario después de la centrifugación. No

retirar en su totalidad el plasma, dejar de 2 a 3 mm del plasma, por arriba del

paquete.

Preparación del medio de Warren

Materiales

agar nutritivo al 2.8%, estéril.

caldo de infusión cerebro corazón (BHI) según instrucciones del fabricante.

sangre desfibrinada de conejo, estéril.

suero fetal de ternera (SFT), descomplementado.

Gentamicina 200X.

Preparación

1. Esterilizar los medios de cultivo, agar nutritivo y BHI, a 15 libras de presión

durante 15 minutos en autoclave.

2. Mantenga la temperatura del agar nutritivo a 45 °C y agregue sangre de

conejo, 5% v/v.

3. Envasar 3.0 mL de medio en tubos de ensaye para cultivo con tapón de rosca

de 16x150, estériles.

4. Colocar los tubos a una inclinación de 10° hasta que se solidifique el agar.

5. Hacer pruebas de esterilidad a 28 °C por 24 horas.

6. Complementar el caldo de infusión cerebro corazón, al 1%, con suero fetal de

ternera al momento de hacer la siembra del medio de cultivo. Adicionar

gentamicina a una concentración final de 5 µg/mL de BHI.

15. Modelo experimental (CLAVE: 1D2612005: Aislamiento a partir de

muestras de sangre [inoculación en ratón)]

Los animales más utilizados son los ratones Balb/c jóvenes (seis semanas de vida).

Antes de inocular a los ratones es importante estar seguros que no están infectados

con Trypanosoma lewisi, por tinción en sangre del ratón y observación al

microscopio. Se recomienda utilizar un lote de seis ratones por paciente.


Versión 1


colorantes de Giemsa

jeringa desechable estéril de 5mL con aguja

microscopio

portaobjetos y cubreobjetos

solución salina isotónica

tijeras

tubo o frasco estéril con heparina

torundas de algodón con alcohol yodado

jeringas de insulina

b. Procedimiento

1. Obtener una muestra de sangre del paciente por punción venosa previa

asepsia del área de la toma de muestra, con alcohol yodado. No retirar el

capuchón de protección de la aguja hasta el momento de realizar la punción.

2. Cerca de un mechero o lámpara de alcohol depositar la sangre en un tubo o

frasco estéril que contenga anticoagulante (heparina, es el producto de

elección).

3. Inocular a los animales inmediatamente después de tomar la muestra, con

0.2 mL a 0.3 mL de sangre por vía intraperitoneal a cada animal. Si la

muestra no se puede procesar de inmediato, conservar la muestra de sangre

en refrigeración hasta su procesamiento. El tiempo de almacenaje puede ser

hasta de 48 horas.

4. Mantener los animales inoculados con agua y alimento a libre demanda en

condiciones de bioterio, es decir temperatura y humedad controladas entre

otras.

5. Ocho días después de la inoculación, practicar un corte en la porción distal

de la cola del ratón.

6. Realizar un examen directo, que consiste en la observación al microscopio

entre porta y cubre buscando al parásito por el movimiento de este y en otro

portaobjetos hacer un frotis y gota gruesa.

7. A los 15 días después de la inoculación practicar un nuevo corte en la porción

distal de la cola del mismo ratón.


Versión 1

8. Realizar un examen directo de la sangre y en otro portaobjetos hacer un

frotis y gota gruesa.

Nota: Si se muere el ratón extraer en condiciones estériles la sangre por punción

cardiaca para inocular otro ratón; obtener corazón, diafragma, intestino, esófago e

hígado, lavarlos con solución salina estéril. Tomar improntas, seccionar y hacer cultivo de

cada órgano en medio de Warren.

Punto crítico

Asegurarse de inocular en cavidad peritoneal. Es requisito indispensable el saber

manejar animales de laboratorio.

3.- Infección congénita

El diagnóstico de infección congénita se realiza por métodos parasitológicos a

partir del nacimiento y durante los primeros meses de vida, y por métodos

inmunoserológicos, a partir de los 9-12 meses (Consenso de Cochabamba).

La observación del parásito confirma el diagnóstico, mientras que la detección de

anticuerpos es enmascarada por los anticuerpos maternos. En estos casos, aplicar

el algoritmo de diagnóstico parasitológico de fase aguda, en el nivel hospitalario. Se

recomienda el uso de microhematrocrito o micro Strout. Es necesario recurrir a las

curvas serológicas, que presentan la cinética de los niveles de IgG sérica. Existen

dos comportamientos de las curvas serológicas:

a) si el niño nace infectado, mantendrá o incrementará los niveles de

anticuerpos durante el primer año de vida (Figura 6).

b) si la positividad se debe a la presencia de anticuerpos maternos el

catabolismo elimina la IgG materna y los títulos de anticuerpos caerán hasta

la negatividad entre los 6 y 12 meses de vida (Cuadro 5).

Las muestras enviadas al InDRE para este fin, deben ser claramente identificadas.


Versión 1

Figura. 6. Cinética de anticuerpos de la clase IgG en hijo infectado de madre chagásica desde el nacimiento y por trimestre durante el primer año de vida

Cuadro 5. Posibles escenarios epidemiológicos durante el primer año de vida del hijo de madre chagásica

Grupo

Parasitología Serología Interpretación

diagnóstica RN * 1er

año RN 3-6 m 9-12 m

1 + -------- + + + Infección congénita

2 - + + + +

Infección de origen no

confirmado*

(Vectorial, transfusional,

digestiva)

3 - - + + + Infección de origen no

confirmado*

4 - - + ± - Ausencia de infección

* El diagnóstico parasitológico se puede realizarse en el momento del nacimiento, o

durante el primer año de vida. Para confirmar infección congénita debe detectarse el

parásito y descartar cualquier otra posible vía de infección.

Es importante considerar que la experiencia sudamericana recomienda, que

cualquiera que haya sido la vía de infección, el tratamiento es efectivo mientras

más temprano se administre; se recomienda iniciarlo antes de los tres años de vida,

por lo cual resulta importante realizar el diagnóstico lo más temprano posible.

1

10

100

1000

0 3 6 9 12

TITU

LO D

E A

c

TIEMPO (meses)

Cinética de IgG

Hijo Madre


Versión 1

Seguimiento de tratamiento

El tratamiento etiológico en la enfermedad de Chagas está dirigido a eliminar el

parásito del organismo del hospedero y evitar la aparición y/o progresión de

lesiones. Las indicaciones para el tratamiento etiológico en la enfermedad de

Chagas, propuestas por la OMS y el consenso de la comunidad científica son para:

todos los casos agudos, inclusive los congénitos; individuos en quimioprofilaxis

(accidentes, trasplantes); episodios de reactivación; crónicos de baja edad y

crónicos recientes y formas clínicas iniciales (en carácter experimental).

Aunque la eficacia del tratamiento etiológico contra la infección por T. cruzi ha sido

demostrada, las herramientas para su evaluación son todavía de implementación e

interpretación complejas. Un tema importante que aun presenta controversias es la

definición de cura de pacientes que recibieron tratamiento etiológico. Hasta ahora,

el criterio universalmente aceptado es el obtenido por la conversión negativa de la

serología convencional. Sin embargo, las técnicas serológicas disponibles fueron

diseñadas para el diagnóstico y no para evaluar la eficacia del tratamiento, ya que

presentan diferentes respuestas según el antígeno o mezcla de antígenos

empleados, y el diseño de prueba serológica a usar. El seguimiento serológico es

prolongado y los resultados obtenidos son en gran parte controversiales.

Como criterios de evaluación del tratamiento (criterios de cura), se investigan los

cambios en la serología, la parasitemia y la evolución clínica; mientras los primeros

se pueden observar en meses, la evaluación clínica requiere años de control. Otro

inconveniente es en aquellos pacientes en quienes la enfermedad ha evolucionado

por lo menos 20 años y la evidencia de seroconversión sólo puedo observarse

muchos años más tarde. Hecho que ha desalentado a diversos grupos de

investigadores. En la actualidad, se recomienda utilizar la técnica de Reacción en

Cadena de la Polimerasa (PCR) para evaluar la eficacia pos-tratamiento sin

embargo, esta prueba tiene un alto costo, requiere un laboratorio con alta

tecnología y personal calificado, pero sobretodo se requieren más estudios para su

correcta aplicación.

Las muestras remitidas al InDRE para seguimiento de tratamiento deben estar

bien etiquetadas de acuerdo a criterios de aceptación y rechazo de muestras

InDRE, las muestras de seguimiento deben ser enviadas con justificación y

referencia, el volumen mínimo de la muestra debe ser de al menos 1.0 mL.


Versión 1

ESTÁNDARES DE CALIDAD

El tiempo máximo para el reporte de resultados hasta finalizar con el algoritmo

depende del tipo de análisis solicitado.

Para serología el estándar de diagnóstico: 10 días hábiles

Para control de calidad y referencia: 15 días hábiles

Para diagnóstico parasitoscópico:

Frotis/Gota gruesa/hematocrito fluorescente: 3 horas caso agudo.

Hemocultivo e inoculación en ratón: 90 días hábiles.

Criterios de aceptación y rechazo

1. La muestra de sangre total para el aislamiento, frotis, gota gruesa o

microhematocrito fluorescente, en volumen apropiado, deberá acompañarse

del formato F-REM-01, del resumen de historia clínica y de la solicitud del

estudio. Para laminillas (Frotis o gota gruesa) el requisito es el mismo.

2. La falta de alguno de estos documentos causa rechazo, la muestra quedará

en resguardo. Se notificará al usuario y contará con un periodo de siete días

para enviar la documentación complementaria, de no ocurrir se rechazará

definitivamente y se notificará al usuario o responsable del envío vía fax.

3. La muestra no deberá estar contaminada o contener alguna sustancia

interferente. Si sucede, la muestra será rechazada de manera definitiva y se

notificará al usuario o responsable del envío vía fax.

4. La laminilla (frotis o gota gruesa) deberá venir rotulada y no deberá estar

rota, si sucede, será rechazada y se notificará al usuario o responsable del

envío vía fax.

5. El diagnóstico parasitológico de la tripanosomiasis americana seguirá el

algoritmo. Para el aislamiento los resultados serán emitidos 90 días después

de recibida la muestra, para hematocrito fluorescente, frotis y gota gruesa

los resultados serán emitidos tres horas después de recibida la muestra.

6. En casos especiales, si la muestra no cumple con los criterios de calidad

biológica pero el usuario considera que la muestra es de alto valor deberá

notificarlo al Laboratorio de Enfermedad de Chagas por escrito en la

solicitud o formato y aceptar que el resultado debe ser interpretado con

cautela, quedando el laboratorio del InDRE libre de toda responsabilidad

legal.


Versión 1

Captura de datos y resultados

La captura de los datos en la plataforma Info-Lab InDRE se realizará de acuerdo a

la capacitación recibida por el departamento de recepción de muestras.

PROGRAMA DE EVALUACIÓN EXTERNA DEL DESEMPEÑO

SEROCHAGAS

El Instituto de Diagnóstico y Referencia Epidemiológicos (InDRE) genera

información de orden nacional, integrando y siendo rector de la Red Nacional de

Laboratorios de Salud Pública, en materia de diagnóstico, investigación y

desarrollo tecnológico para la vigilancia epidemiológica, para la toma de decisiones

en el control de enfermedades y la formulación y orientación de los programas

nacionales de salud.

En este sentido en el Instituto, uno de nuestros compromisos es que el InDRE y la

RNLSP generen información confiable y oportuna para la toma de decisiones en

apoyo de la vigilancia epidemiológica y los Programas Nacionales de Salud, en

apego a la normativa vigente y las buenas prácticas de laboratorio.

En el 2001, el diagnóstico serológico de la enfermedad de Chagas fue incorporado

al marco analítico básico de los Laboratorios Estatales de Salud Pública, quienes en

agosto de 2008 ratificaron la importancia de fortalecer su aplicación en todo el

país. Dos meses después, en octubre de 2008, se inició el Programa de Evaluación

Externa del Desempeño del Diagnóstico Serológico de la Enfermedad de Chagas

para los laboratorios de apoyo a la salud pública en México, con la participación de

los LESP que incluyeron la(s) prueba(s) en el marco analítico estatal registrado en

el InDRE y/o participaron en las actividades de control de calidad del InDRE así

como de laboratorios universitarios y de centros de investigación que realizan el

diagnóstico serológico o desarrollan nuevos antígenos para el mismo fin. Con esta

base, el PEED para serología de Chagas se suma al esfuerzo institucional de evaluar

el desempeño de los laboratorios de la RNLSP y contribuir al mejoramiento del

serodiagnóstico de este padecimiento.

Envío de paneles de eficiencia

El laboratorio de Chagas del InDRE coordina el PEED-SEROCHAGAS y se encarga

de:

Producir el panel de sueros con respaldo documentado de las características

de reactividad de cada muestra.


Versión 1

Embalar el panel en condiciones óptimas para el envío a los laboratorios

participantes, incluyendo instrucciones detalladas para el manejo del

mismo.

Elaborar los reportes de resultados y enviarlos a los participantes.

Mantener la confidencialidad de los laboratorios participantes mediante una

clave única.

Se envía un panel de sueros obtenidos de plasma por procedimientos

estandarizados, utilizados por expertos colaboradores de la OMS. Contiene

muestras con positividad para el marcador de enfermedad de Chagas y negativas

para todos los marcadores virales utilizados en el tamizaje en banco de sangre.

Se trata de un panel de 12 sueros, caracterizados con todas las pruebas de algoritmo

diagnóstico del InDRE (HAI, IFI, ELISA, WB) y los estuches comerciales

disponibles actualmente en el mercado nacional.

El envío de un primer panel será la segunda semana de marzo del año en curso, y el

segundo envío será en segunda semana de septiembre del año en curso.

Reporte de datos y resultados

Los resultados deberán ser registrados en el formato CHAG-F-21, el cual se

encuentra en la hoja electrónica del InDRE, en la sección correspondiente al

Departamento de Parasitología

(http://www.indre.salud.gob.mx/interior/directorio_general.html). Se recomienda

descargarlo en formato de Excel, no guardarlo como imagen, para facilitar su

llenado y leer cuidadosamente el instructivo de llenado que se encuentra en el

mismo archivo. Una vez completado el formato en Excel deberá ser enviado vía

electrónica a [email protected], en la fecha y hora acordadas.

El formato impreso y firmado en original, deberá ser enviado por oficio a la

Dirección General Adjunta del InDRE con atención al Director General.

Informe de resultados PEED SEROCHAGAS a RNLSP

Los resultados serán expresados en resultados concordantes, resultados falsos

positivos y falsos negativos los cuales se presentarán en cuadros y gráficos, con las

cifras globales e individuales.

Se realizará un informe preliminar con los resultados de concordancia por

participante será enviado a cada participante cuatro semanas después de la entrega

de resultados a InDRE. El objetivo de este informe preliminar es recibir

comentarios y aclaraciones por parte de los laboratorios participantes de la

RNLESP.

http://www.indre.salud.gob.mx/interior/directorio_general.html

mailto:[email protected]


Versión 1

El informe final detallado se envía cuatro semanas después del envío del informe

preliminar.

CRITERIOS PARA LA LIBERACIÓN DEL DIAGNÓSTICO

a) Para obtener la liberación diagnóstica el LESP deberá :

1. Tener establecido un algoritmo de diagnóstico (par serológico), con un

diseño en paralelo, con pruebas de alto desempeño, una debe utilizar

antígenos totales como fuente de antígeno y la otra antígenos

recombinantes.

2. Participar en el PEED SEROCHAGAS por tres ciclos seguidos con una

calificación ≥95%.

3. Tener concordancia (C) en el BCE ≥90%.

4. Participar en el Curso-Taller anual

5. Tener una calificación (C+PEED)/2 ≥95%.

b) Para mantener su liberación diagnóstica el LESP deberá:

1. Cumplir con todo lo anterior.

2. Enviar del 90% de muestras positivas de acuerdo a:

(No., de muestras recibidas InDRE/No. de muestras reportada en SIS) x

100

3. Enviar del 10% de muestras negativas de acuerdo a:

(No., de muestras recibidas InDRE/No. de muestras reportada en SIS) x

100

c) Perderá su liberación diagnóstica el LESP cuando:

1. No cumpla con algún punto de lo señalado anteriormente.

2. Si el LESP requiere confirmar su desempeño técnico, debe solicitar un

nuevo panel, cuyo costo es de acuerdo al tabulador vigente. El panel

deberá ser solicitado dentro de los siguientes 10 días hábiles, después de

haber recibido el informe final. Cabe mencionar que la calificación

obtenida en este panel no será tomada en cuenta para el Boletín

Caminando a la Excelencia.


Versión 1

3. Concordancias no aceptables (<95%) en el segundo panel, requerirán de

capacitación y de establecer nuevamente el envío de muestras para

realizar diagnóstico en el InDRE.

BANCO DE MATERIAL BIOLÓGICO

El objetivo del banco es obtener material de control y referencia con una calidad

adecuada que permita calibrar reactivos diagnósticos de elaboración propia,

evaluar el desempeño de equipos de diagnóstico comerciales y ser utilizado en

protocolos de investigación.

Características de la muestra:

Debe ser de al menos 1.0 mL.

Debe ser fresca, si no es así asegurarse que ha sido conservada

adecuadamente, de preferencia congelada a –20° C.

No lipémica

No hemolizada

No contaminada

Si cumple lo anterior es fraccionada, etiqueta y congela a –60° C hasta su uso.

El material ingresado al banco se registra en una bitácora de control y seguimiento.

Respaldo documental

En Archivo del Banco de Sueros debe existir la historia clínica o formato único de

envió de muestras al InDRE y registro de los resultados del LESP como del InDRE.


Versión 1

CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES 1

No Actividad Tiempo en meses

ENE FEB MAR ABR MAY JUN JUL AGO SEP OCT NOV DIC

1 Envío del primer panel

a la RNLSP XX

2

Recepción de

resultados en el InDRE

(primer panel)

XX

3

Envío de resultados

preliminares a la

RNLSP (primer panel)

XX

4 Envío informe final a la

RNLSP (primer panel) XX

5 Envío del segundo

panel a la RNLSP XX

6

Recepción de

resultados en el InDRE

(segundo panel)

XX

7

Envío de resultados

preliminares a la

RNLSP (segundo

panel)

XX

8 Envío informe final a la

RNLSP (primer panel) XX XX

9 Curso taller XX


Versión 1

BIBLIOGRAFÍA

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Cochabamba – Bolivia.

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Chagas. Experiencia en Brasil. En: Enfermedad de Chagas. Sociedad

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11. WHO. Control of Chagas Disease: second report of the WHO expert committee.

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Versión 1

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17. Schmunis G. A. Iniciativa del Cono Sur. Proceedings of the second International

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18. Hoffman C. Nota acerca de un probable transmisor de la tripanosomiasis

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23. World Health Organization. Guidance on regulations for the Transport of

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24. Chosewood C & Wilson DE. Biosafety in Microbiological and Biomedical

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25. European Committee for Standardization. CWA 15793:2011 Laboratory biorisk

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26. World Health Organization. Laboratory Biosafety Manual – 3rd ed. Geneva:

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http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22217667


Versión 1

ANEXOS


Versión 1

I: CARACTERÍSTICAS DE EQUIPOS COMERCIALES

Equipos disponibles en México

Renglón o partida

No

Descripción y presentación del producto

Fabricante Número

de catálogo

Unidad de medida

1

Ensayo inmunoenzimático (EIA) para la detección de anticuerpos IgG de T. cruzi en suero humano. Chagas creen, ELISA

Bio-Rad, S.A. México

150101 Estuche para 96 pruebas

2

Método de aglutinación de partículas para la detección de anticuerpos contra T. cruzi. SERODIA Chagas, APG

Fujirebio Diagnostics, Inc.

227442 Estuche para 100 pruebas

3

Prueba de Hemaglutinación Indirecta para la detección de anticuerpos contra T. cruzi Chagatest HAI

Wiener Lab. 1293205 Estuche para 96 pruebas

4 Estuche para la determinación de anticuerpos anti T. cruzi. Chagatest ELISA

Wiener Lab. 1293251 Estuche para 96 pruebas

5 Estuche para la determinación de anticuerpos anti T. cruzi. Chagatest ELISA recombinante V 3.0

Wiener Lab 1293254 Estuche para 96 pruebas

6 Ensayo inmunoenzimáticos en mancha. ImmunoComb II Chagas Ab

Orgenics 60481002 Estuche para 36 pruebas

7

Ensayo inmunoenzimático en fase sólida para la detección de anticuerpos séricos dirigidos contra el T. cruzi. TEST ELISA PARA CHAGAS III

BIOS Chile

Estuche para 96 pruebas

8

Prueba de ELISA para la detección cualitativa de anticuerpos totales de T. cruzi en suero o plasma humano. BioElisa CHAGAS

Biokit bioELISA

3000-1236 Estuche para 96 pruebas

9

Estuche de Diagnóstico. Prueba de Hemoaglutinación indirecta para la determinación de anticuerpos contra el T. cruzi en muestras de suero y plasma. Chagas HAI

Accutrack ACHAI-96 Estuche para 96 pruebas

10

Estuche de diagnóstico. Prueba MicroElisa para la determinación de anticuerpos contra T. cruzi, en muestras de suero y plasma. Chagas MicroElisa Test System

Accutrack ACHMT-

96

Estuche para 96 pruebas

11 Prueba de hemaglutinación indirecta para la detección de anticuerpos contra T. cruzi.

Interbiol, México

INB 105 Estuche para 96 pruebas


Versión 1

CHAGAS/HAI

12

Estuche de diagnóstico. Prueba de ELISA Para la detección de anticuerpos contra T. cruzi. Enzyme-Chagas

Interbiol, México

INZ105 Estuche para 96 pruebas

13

Ensayo inmunoenzimático (EIA) para la detección de anticuerpos IgG de T. cruzi en suero humano. Pathozyme Chagas, ELISA

Omega Diagnostics

OD147 Estuche para 96 pruebas


Versión 1

II: Sensibilidad y especificidad de los equipos probados por el InDRE

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