TUGAS

ANALISA OBAT

METODA VALIDASI UNTUK PENENTUAN KADAR PIROXICAM MENGGUNAKAN ELEKTROFORESIS

KAPILER DAN APLIKASINYA PADA TABLET

OLEH

M. RIFQI EFENDI

1421012015

Program Pascasarjana

Fakultas Farmasi

Universitas Andalas

2014

BAB. I

PENDAHULUAN

1.1. Latar Belakang

Dalam perkembangan jaman dan semakin pesatnya kemajuan

teknologi dan informasi, berdampak dengan semakin meningkatnya

kesadaran masyarakat akan pentingnya kesehatan baik individu,

lingkungan maupun sosial. Hal tersebut dapat dilihat dari banyaknya

swamedikasi oleh masing-masing individu masyarakat yang secara tidak

langsung meningkatkan penggunaan obat oleh masyarakat dan

menjadikan mutu obat sebagai jaminan mutlak untuk suatu obat dapat

digunakan oleh masyarakat.

Salah satu obat yang sering digunakan adalah piroksikam.

Piroksikam termasuk dalam golongan non-steroid antiinflammatory drug

(NSAID) yang memiliki kemampuan sebagai analgetik antiinflamasi.

Piroksikam (4-hidroksi-2-metil-N-(piridin-2yl)-2H-1) merupakan derivat

oxicam yang memiliki efek analgesik dan antiinflamasi.

Piroksikam mengandung inti benzena dan mengandung gugus nitro

yang termasuk golongan gugus kromofor. Selain itu juga memiliki gugus –

OH yang merupakan gugus auksokrom sehingga dapat dianalisis dengan

metode Elektroforesis kapiler. Syarat suatu zat bisa dianalisis

menggunakan elektroforesis kapiler yaitu zat tersebut memiliki gugus

kromofor dan auksokrom. Gugus kromofor merupakan gugus yang

menghasilkan warna atau gugus yang mengabsorbsi energi dari

perpindahan elektron n→л* atau л→ л*. Contoh gugus kromofor adalah

azo, nitro, dan benzena. Gugus auksokrom yaitu gugus fungsi yang tidak

mengabsorbsi gelombang ultraviolet sebagaimana gugus kromofor,

namun adanya ikatan gugus auksokrom pada gugus kromofor pada suatu

senyawa dapat meningkatkan intensitas senyawa tersebut. Contoh gugus

auksokrom adalah –OH dan –NH2.

Setiap produk farmasi yang akan dirilis harus teruji secara ilmiah

untuk menjamin khasiat, toksisitas, dan kualitasnya. Agar dapat diperoleh

hasil yang relatif sama pada tiap tahapan maka masing-masing tahapan

harus dianalisis dalam validasi metode untuk menjamin kualitas dan

realibilitas suatu hasil analisis.

Beberapa metoda analisis telah diikaji untuk penetapan kadar

piroxicam. Misalnya, pengujian piroxicam menggunakan spektrofotometri

UV (Rele, et al., 2010), analisis piroxicam menggunakan HPLC-RP dengan

range konsentrasi kurva standar 50 µg/mL- 150 µg/mL (r2)=

0,9991(Kumar, et al., 2010), analisis piroxicam dengan HPTLC dengan

range konsentrasi kurva standar 0,1-0,9 µg/spot (r2)= 0,9998 (Atul, et al.,

2008), dan elektroforesis kapiler. Elektroforesis kapiler merupakan teknik

analisis yang handal untuk menganalisis senyawa obat, seperti NSAID.

Sebelumnya sudah dilakukan kajian penentuan piroxicam menggunakan

elektroforesis kapiler tetapi metode tersebut belum tervalidasi. Selain itu,

Ada beberapa keuntungan elektroforesis kapiler dibanding HPLC dan spektroskopi dalam

menganalisis reaksi metabolit, dimana pada elektroforesis sampel yang digunakan julahnya

kecil, efisien, dan selektif (Ward, Smyth, O’Kennedy, & Lunte, 2003; Frazier, 2001).

Maka, pada makalah ini akan mengkaji analisis piroxicam menggunakan

elektroforesis kapiler dan membandingkan hasil dari validasi metodanya.

1.2. Tujuan

Pada makalah ini akan mengkaji analisis piroxicam menggunakan elektroforesis kapiler

1.3. Manfaat

Diperolehnya kajian analisis piroxicam menggunakan elektoforesis

kapiler.

BAB II

TINJAUAN METODA

2.1 Elektroforesis Kapiler

2.1.1. Tinjauan Umum

Elektroforesis merupakan metoda analisis berdasarkan migrasi zat atau senyawa

bermuatan yang terlarut atau tersuspensi dalam sebuah elektrolit dibawah pengaruh langsung

medan arus listrik. Kation bermigrasi ke elektroda bermuatan negatif (katoda), sedangkan

anion bermigrasi ke elektroda bermuatan positif (anoda). Partikel netral tidak tertarik kearah

elektroda (USP, 2006)

Skema alat elektroforesis kapiler (Bosserhoff & Hellerbrand, 2005)

Elektroforesis kapiler pada dasarnya terdiri dari dua vial berisi buffer yang di

hubungkan dengan kapiler silika. Elektroda terletak pada masing-masing buffer yang salah

satu bertindak sebagai anoda dan yang lainnya bertindak sebagai katoda. Arus listrik

diterapkan dengan power supply tinggi (a). Kemudian bagian depan pipa kapiler pertama

dicelupkan ke dalam vial sampel dan daya dihidupkan, terjadi perpidahan sekelompok

partikel bermuatan oleh migrasi elektroforesis ke ujung pipakapiler (b). Detektor diletakkan

di tempat yang berlawanan dengan bagian injeksi dan detektor ini memonitor bagian dari zat

terlarut pada saat melewati kapiler tersebut. Hasil pemisahan berupa elektroforegram

sampel yang dikumpulkan dan disimpan oleh komputer (Bosserhoff & Hellerbrand, 2005).

2.1.2. Aliran Elektroosmosis (McGraw-Hill, 2009)

Mekanisme Aliran Elektroosmosis

Permukaan kapiler mengandung gugus silanol, dimana pada pH lebih dari 3 akan

menjadi bentuk terion. Gugus silanol yang terionisasi pada dinding kapiler akan membentuk

lapisan ganda listrik pada permukaan kapiler karena daya tarik kation bermuatan positif pada

buffer. Pada saat diberi tegangan listrik, lapisan ganda beserta kation yang menyebar dalam

kapiler bergerak menuju katoda dan akan menarik pelarut sehingga menghasilkan aliran

elektroosmosis. Oleh karena itu, adalah mungkin untuk memisahkan dan mendeteksi molekul

positif, negatif, dan netral dalam jangka elektroforesis yang sama, jika detektor diletakkan di

akhir katodik. Senyawa negatif tertarik ke anoda tapi kemudian akan tersapu oleh aliran

elektroosmosis dan lalu mengelusi. Molekul netral, yang tidak terpisah satu sama lain akan

mengelusi sebagai band tunggal dengan kecepatan yang sama sebagai aliran elektroosmosis.

Senyawa positif memiliki mobilitas elektroforesis positif dalam arah yang sama dengan aliran

elektroosmosis, dan akan terelusi pertama.

2.1.3.Bagian-Bagian Alat (European Pharmacopeia, 2005)

Seperti yang tertera di dalam European Pharmacopeia (2005), peralatan untuk

elektroforesis kapiler terdiri dari:

1. Sebuah tegangan tinggi, terkontrol arus searah arus listrik;

2. Dua buah tempat larutan penyangga (inlet dan outlet), dengan tingkatan yang sama,

dan ditujukan sebagai larutan anoda dan katoda;

3. Dua buah rakitan elektroda (anoda dan katoda), tenggelam dalam larutan penyangga

dan terhubung ke arus listrik;

4. Pemisahan kapiler (biasanya dibuat dari leburan silika), yang ketika digunakan

dengan beberapa tipe dari detektor, memiliki jendela penglihat bagi detektor. Ujung

kapiler tersebut ditempatkan dalam larutan penyangga. Kapiler diisi dengan larutan

yang ditentukan dalam monografi;

5. Sistem injeksi yang cocok;

6. Detektor dapat memonitor sejumlah zat yang melewati suatu bagian pemisahan

kapiler pada waktu tertentu, hal tersebut biasanya didasarkan pada penyerapan

spetrofotometri (UV dan visible) atau fluorimetri, tetapi konduktimetri, amperometri

atau deteksi spektrometri massa dapat berguna untuk aplikasi khusus, deteksi indirect

merupakan metode alternatif yang digunakan untuk mendeteksi zat yang tidak

menyerap UV dan bukan termasuk senyawa fluoresent.

7. Sistem termostatik mampu mempertahankan suhu didalam kapiler agar menghasilkan

pemisahan yang baik.

8. Recorder dan integrator yang cocok atau komputer.

Penggunaan larutan penyangga, kesesuaian kondisi alat dan metoda, larutan sampel,

dan kondisi migrasi ditentukan dalam monografi zat yang akan ditentukan. Larutan elektrolit

disaring terlebih dahulu untuk menghapus partikel dan gas pengganggu untuk menghindari

pembentukan gelembung yang bisa mengganggu sistem deteksi atau mengganggu ikatan

listrik selama proses pemisahan didalam kapiler. Sebuah prosedur pembilasan yang tepat

harus dikembangkan untuk setiap metode analisis agar tercapainya waktu migrasi yang tepat

dari zat terlarut.

2.1.4.Sistem Buffer pada Elektroforesis Kapiler

Parameter yang paling menentukan EOF adalah viskositas buffer, kekuatan ionik

buffer, penerapan tegangan, dan konstanta dielektrik dari buffer. pH dari buffer dapat

divarasikan tergantung kebutuhan (Ciccone, 2001).

Dalam mengoptimalkan pemisahan oleh pipa kapiler, kapiler dikondisikan dengan air

dan NaOH tujuannya untuk membentuk gugus silanol bermuatan negatif (SiOx-) pada dinding

kapiler silica sehingga terbentuknya aliran elektroosmosis (EOF). Berikut ini merupakan

reaksi antara dinding kapiler yang berupa silica dengan NaOH dan air.

Rumus kimia silica didalam kapiler. Permukaan silica sebelum

(a) dan sesudah (b) hidrolisis NaOH (Whatley, 2001).

Selain NaOH dan air, kation dari buffer juga akan berinteraksi dengan dinding kapiler

yang bermuatan negatif. Yang kemudian akan terbentuk lapisan listrik ganda (double layer).

Kemudian jika tegangan diberikan, kation dari buffer akan bermigrasi ke katoda. Sehingga

akan terbentuk aliran elektroosmosis (Richard, 2012).

2.1.5.Sistem Injeksi (Agilent, 2009)

Ada beberapa pilihan sistem injeksi pada elektroforesis kapiler, yaitu: injeksi

hidrodinamik (menggunakan tekanan atau vakum), injeksi elektrokinetik (menggunakan

tegangan, arus, atau power), dan menggunakan program injeksi.

a. Injeksi Hidrodinamik (Apply Pressure)

Pada injeksi hidrodinamik, vial buffer inlet diganti dengan vial sampel. Sebuah tekanan

diterapkan selama waktu tertentu untuk memperkenalkan sampel kedalam kapiler. Sistem ini

terus mengontrol tekanan secara konstan. Ketika tekanan diterapkan, tekanan ke botol sampel

meningkat secara bertahap hingga tekanan yang ditentukan, setelah tekanan menurun secara

bertahap menjadi seperlima. Hingga waktu yang ditentukan, tekanan menurun secara

bertahap hingga tekanan atmosfir. Hal ini mengakibatkan injeksi akurat. Injeksi oleh tekanan

merupakan injeksi yang paling sering digunakan. Tidak ada perbedaan dalam konsentrasi

injeksi molekul yang memiliki perbedaan mobilitas seperti pada injeksi elektrokinetik.

b. Injeksi elektrokinetik (Apply Voltage)

Pada injeksi elektrokinetik, vial buffer inlet diganti dengan vial sampel. Sebuah

tegangan, arus atau power diterapkan selama waktu tertentu yang menyebabkan sampel

bermigrasi ke kapiler. Sistem injeksi ini sering digunakan untuk kapiler yang ditambahkan

kedalamnya gel atau bahan yang viskositasnya tinggi, dimana injeksi oleh tekanan tidak

dapat digunakan.

Selama injeksi elektrokinetik, molekul dengan mobilitas yang berbeda akan berbeda

habisnya dari dalam larutan sampel, sehingga secara bertahap terjadi perubahan komposisi

analit sebagai akibat apabila dilakukan injeksi berulang. Kandungan garam yang berbeda

dalam matriks sampel akan mempengaruhi efisiensi analit. Variasi komposisi matriks

berakibat pada bias analisis kuantitatif, dalam kasus terburuk menghambat pengenalan analit.

Perbedaan antara injeksi hidrodinamik dan elektrokinetik adalah untuk injeksi

elektrokinetik, elektroda harus menyentuh sampel dalam vial sampel. Berbeda dengan injeksi

hidrodinamik, sampel hanya perlu menyentuh ujung kapiler.

c. Menggunakan Program Injeksi

Sistem ini digunakan untuk hal-hal tertentu, seperti: injeksi dari vial-vial yang berbeda,

injeksi dalam jumlah tertentu, dan penyuntikan buffer setelah sampel untuk mencegah

hilangnya sampel setelah digunakan tegangan.

2.1.6.Subtipe Metode Elektroforesis Kapiler (USP,2006)

Saat ini terdapat 5 metoda utama yang digunakan pada elektroforesis, yaitu capillary

zone electrophoresis (CZE) yang juga disebut sebagai free solution atau aliran elektroforesis

lambat, micellar electrokinetic chromatography (MEKC), capillary gel electrophoresis

(CGE), capillary isoelectric focusing (CIEF), and capillary isotachophoresis (CITP).

Pada CZE, pemisahan dikontrol oleh perbedaan mobilitas dari komponen-komponen

dalam sampel atau larutan uji. Perbedaan mobilitas terjadi akibat dari muatan dan berat

molekul analit. Keoptimalan pemisahan dipengaruhi komposisi dari buffer, Ph, dan kekuatan

ionnya.

Dalam MEKC, surfaktan ionic ditambahkan kedalam buffer pada konsentrasi diatas

konsentrasi misel kritis. Misel membentuk fase pseudostationari sehingga analit dapat

berpartisi. Teknik ini digunakan untuk pemisahan komponen netral dan epti.

CGE merupakan analog denganfiltrasi gel, menggunakan kapiler berisi gel untuk

pemisahan molekul berdasarkan berat molekul dan ukuran molekul. Metoda ini pertama kali

digunakan untuk pemisahan protein, eptide, dan oligomer. CIEF merupakan metoda dengan

prinsip pemisahan berdasarkan perbedaan titik isoelektrik. Gradien Ph dibuat didalam kapiler

untuk memisahkan peptida dan protein berdasarkan titik isoelektrik dari peptida dan protein

tersebut. Dalam isotoforesis kapiler (CITP), kombinasi dari dua buffer dengan mobilitas yang

berbeda, sehingga analit yang ingin dipisahkan terkonsentrasi diantara zona awal dan akhir

aliran

.

2.2. Capillary Zone Electrophoresis (CZE) (European Pharmacopeia, 2005)

2.2.1.Prinsip

Analit dipisahkan didalam kapiler yang hanya berisi buffer. Pada metoda ini,

pemisahan terjadi akibat perbedaan komponen sampel yang bermigrasi dengan kecepatan

yang berbeda. Kecepatan masing-masing komponen tergantung pada pergerakan

elektroforesis zat terlarut dan aliran elektroosmosis didalam kapiler. Metoda ini dapat

digunakan untuk pemisahan molekul kecil (Mr < 2000) dan besar (2000 < Mr > 100 000).

Karena efisiensi yang tinggi, pemisahan molekul hanya memiliki perbedaan menit. Dengan

metoda ini juga memungkinkan pemisahan senyawa kiral oleh penambahan kiral selektor

kedalam buffer.

2.2.2.Optimasi

Optimasi pemisahan adalah proses yang kompleks dimana beberapa parameter

pemisahan dapat memainkan peranan utama.

a. Parameter Instrumental

Tegangan. Plot pemanasan Joule berguna dalam mengoptimalkan tegangan dan suhu

kapiler. Lama pemisahan berbanding terbalik dengan tegangan yang diberikan. Namun

peningkatan tegangan yang digunakan dapat menimbulkan panas yang berlebihan, sehingga

terjadi peningkatan suhu, dan sebagai hasilnya gradien viskositas didalam kapiler. Efek ini

menyebabkan pelebaran pita dan menurunkan resolusi.

Polaritas. Kepolaran elektroda bisa normal (anoda di inlet dan katoda di outlet) dan

aliran elektroosmosis akan bergerak ke katoda. Jika polaritas elektroda dibalik, aliran

elektroosmosis jauh dari outlet dan analit hanya dibebankan dengan mobilitas elektroforesis

yang lebih besar dari aliran elektroosmosis, dan pada akhirnya akan melewati outlet.

Suhu. Efek utama dari suhu diamati pada viskositas buffer dan konduktivitas listrik

yang berpengaruh pada kecepatan migrasi. Dalam beberapa kasus, peningkatan temperatur

kapiler dapat menyebabkan perubahan konformasi protein, modifikasi waktu migrasi, dan

efisiensi pemisahan.

Kapiler. Sebuah dimensi panjang (pipa kapiler) memberikan pengaruh pada waktu

analisis, efisiensi pemisahan, dan kapasitas analit. Panjang kapiler dapat menurunkan medan

listrik (yang bekerja pada tegangan konstan) dan akan meningkatkan waktu migrasi.

b. Parameter Larutan Elektrolit

Jenis dan Konsentrasi Buffer. Buffer yang cocok untuk elektroforesis kapiler

memiliki kapasitas buffer yang sesuai dalam berbagai pilihan Ph dan mobilitas rendah untuk

meminimalkan proses ini. Pencocokan mobilitas ion buffer untuk mobilitas zat terlarut

merupakan hal yang penting dalam meminimalkan penyimpangan dari bentuk

elektroforegram. Jenis pelarut sampel yang digunakan juga meningkatkan efisiensi

pemisahan dan deteksi yang lebih baik. Peningkatan konsentrasi buffer (untuk Ph tertentu)

dapat menurunkan aliran elektroosmosis dan kecepatan zat terlarut.

Ph Buffer. Ph buffer dapat mempengaruhi pemisahan dengan memodifikasi muatan

dari analit atau bahan lainnya yang terdapat dalam sampel, dan dengan mengubah aliran

elektroosmosis. Peningkatan Ph buffer umumnya meningkatkan aliran elektroosmosis.

Pelarut Organik. Dengan menambahkan pelarut organik (metanol, asetonitril, dan

lain-lain) pada buffer dapat meningkatkan kelarutan zat terlarut atau bahan aditif atau

mempengaruhi derajat ionisasi komponen sampel. Penambahan dari pelarut organik untuk

buffer umumnya menyebabkan penurunan aliran elektroosmosis.

Aditif untuk pemisahan senyawa kiral. Untuk pemisahan senyawa yang bersifat

isomer optis, kiral selektor biasanya ditambahkan kedalam buffer. Kiral selektor yang umum

digunakan adalah siklodekstrin, tetapi eter, polisakarida, dan protein juga dapat digunakan.

Karena senyawa kiral diatur oleh interaksi yang berbeda antara kiral selector dan setiap

enasiomer, resolusi yang dicapai untuk senyawa kiral tergantung pada jenis kiral selector

yang digunakan. Dalam hal ini, untuk pengembangan diberikan pemisahan untuk menguji

siklodekstrin yang memiliki struktur ruang yang berbeda (α-, β-, atau γ-siklodekstrin) atau

siklodekstrin yang dimodifikasi dengan gugus netral (metil, etil, hidroksiasil, dan lain-lain)

atau terionisasi (aminometil, karboksimetil, sufobutil eter, dan lain-lain). Bila menggunakan

modifikasi, batch ke batch variasi dalam derajat substitusi dari siklodekstrin harus

dipertimbangkan karena akan mempengaruhi selektivitas. Faktor-faktor lain yang

mempengaruhi resolusi dalam pemisahan kiral adalah konsentrasi kiral selektor, komposisi

serta Ph buffer, dan suhu. Penggunaan aditif organik, seperti metanol atau urea dapat juga

memodifikasi resolusi.

BAB. III

ANALISIS JURNAL

3.1. Metoda Penelitian

a. Alat dan Bahan

Alat

CE (Thermo Separation product, Spectra Phoresis 100, USA) yang dilengkapi dengan

detector UV model SPD-10A (Simadzu, jepang) dan data diproses menggunakan sistem

dengan tipe CR-7A (Simadzu, jepang). Senyawa dipisahkan menggunakan silika kapiler

dengan ukuran kapiler 75µm, panjang efektif 53,6 cm (total panjang 68,2 cm) (Agilent

thecnologies, USA).

Pengujian Spectrofotometri menggunakan Spectrofotometer UV tipe 2401 (Simadzu,

Japan). pH larutan diukur menggunakan ph meter tipe M-822 (Electro-mag, Turkey). Semua

sampel di sonikasi sebelum diinjeksi menggunakan Sonicator bath tipe B-220 (Branson,

USA)

Bahan

Piroksikam dan Naproxen sebagai internal standar yang di beli dari Sigma chemical Co.

(USA). Semua bahan kimia yang digunakan menggunakan standar analitical dibaeli dari

Gmbh company (Germany). Ulrapure water, Tablet piroksikam (Felden Flash, Pfizer,

Turkey) mengandung 20 mg PIR.

b.Penyiapan Larutan

Piroksikam dan naproxen standar disiapkan dalam metanol dan air

destilasi. Konsentrasi nya 6,76 µg/mL.

Larutan elektrolit (BGE) terdiri dari 10 mM baffer borat mengandung 10

% (v/v) metanol add sampai pH 9,0.

Untuk uji Spectrofotomatri, larutan piroxicam 0.36, 0.72, 1.08, dan 1.44

µg/mL dalam metanol dan metanol digunakan sebagai blangko. Dan

jumlah larutan tablet yang di tambahkan tidak diketahui.

c. Prosedur CZE

Kapiler yang dilapisi silica untuk pertama kali dikondisikan dengan

memflash menggunakan 1.0 M NaOH selama 30 menit dilanjutkan

dengan 0.1 M NaOH, ultrapure water, dan BGE selama 10 menit.

Setiap hari, kapiler dicuci dan dikondisikan dengan membilah kapiler

dengan 0,1 M NaOH, ultrapure water, dan BGE masing-masing selama

10 menit. Sampel diijeksi ke kapiler silika yang terisi BGE , dengan

injeksi vakum 1 detik. Diantara tiap ranning EC dibilas dengan 0,1 M

NaOH (2 min), Water destilasi (2 min), dan BGE (2 min). Pada setiap

akhir kerja, EC di bilas dengan 1,0 M NaOH dan ultrapure water selama

10 menit. Selama analisis menggunakan potensial + 25 kV. Deteksi

pada panjangv gelombang 204 nm.

d.Analisis Tablet

Untuk aplikasi dari metoda digunakan 10 tablet piroxicam (Felden flash)

20 mg/tablet. 10 tablet tersebut diserbuk kemudian larutkan ke dalam

25 mL metanol dan sonikasi selama 10 menit. Larutan ddisentrifus

selama 10 min pada 5000 rpm. Bagian supernatan diencerkan dengan

metanol sampai koonsentrasi untuk pengukuran piroxicam.

3.2. Hasil dan Pembahasana. Jurnal : Validated Method for the Determination of Piroxicam by Capillary Zone

Electrophoresis and Its Application to Tablets (Dal, et al., 2014)

Nilai pKa dari priroxicam adalah 6.3. pH mempengaruhi derajat ionisasi molekul,

mobiliti electroforetic sampel dan electroosmotic flow. Selanjutnya, kondisi basa merupakan

salah satu pertimbangan untuk anslisis piroxicam berdasarkan struktur molekulnya.

a. Optimasi dari Metoda

- Penentuan kondisi optimum pengujian piroxicam:

Buffer borat dipilih agar memberikan kelarutan yang optimum pada piroxicam.

Berdasarkan penggujian bufer borat 10-25 mM, maka buffer borat 10 mM yang

menunjukkan kondisi optimum.

- Penambahan metanol pada BGE dapat menurunkan mobilitas molekul di colom

kapiler. Konsentrasi metanol yang memberikan hasil puncak kromatogran dan waktu

migrasi yang bagus yaitu 10 % (v/v).

- Pengaruh pH terhadap hasil kromatogaram dan elektroosmotic flow, dilakukan uji

menggunakan pH 8,5-9,5. Ternyata, yang menunjukkan hasil maksimum pH 9.0.

- Pengaruh potensial terhadap hasil kromatogram, dilakukan pengujian pada potensial

25 kV dan diatas 25 kV. Ternyata, pada potential 25 kV menunjukkan hasil yang

lebih baik.

Jadi, kondisi optimum untuk pengujian piroxiicam yaitu menggunakan colom kapiler

75 µm x 53,6 cm, dengan 10 mM buffer borat pH 9.0 mengandung 10 % (v/v)

metanol (BGE). Penerapan potensial pada 25 kV dengan lama injeksi 1 detik. Waktu

migrasi piroxicam 8.11 min dan naproxen 8,6 menit.

b. Validasi Metoda

- Presisi

Uji presisis diukur dengan dengan pengulangan pengukuran intraday dan interday.

Larutan standar piroxicam yang digunakan 1,79 µg/mL. Diuji pada tiga hari berbeda ,

sebanyak 6 kali.

Berdasarkan evaluasi statistikal evaluasi hasil presisi menunjukkan nilai RSD %

itraday dan interday < 2 %. Hal ini menunjukkan bahwa pengujian diterima.

- Liniaritas metoda

Pengujian dilakukan pada 8 konsentrasi dengan range konsentrasi 0.23-28.79 µg/mL.

Linieritas di evaluasi menggunakan analisis regresi linier. Kon sentrasi yang diplot

hanya 6 titik untuk tiga hari pengulanngan.

Berdasarkan evaluasi data statistical diperoleh persamaan dengan nilai koefisien

korelasi (r2) 0.9999

- Akurasi metoda

Uji akurasi dilakukan terhadap piroxicam dan larutan matrix. Konsentrasi yang

digunakan 0.23, 1.79, dan 14.41 µg/mL

Berdasarkan uji akurasi diperoleh nilai RSD % < 2 %dan persen recoveri dari analisis

mendekati 100 %untuk snyawa obat, produk, sehingga kreteria analisis diterima.

- Nilai LOD dan LOQ yaitu 0.07 dan 0.19 µg/mL

c. Aplikasi dari metoda

Aplikasi dari metoda dengan cara menentukan kadar dari piroxicam yang ada di

pasaran yang mengandung 20 mg material aktif. Pengujian dari piroxicam dengan

membandingkan hasil analisis antara metoda elektroforesis dan spectrofotometri UV.

Berdasarkan nilai RSD % nilai dari pengujian sampel < 2 %,dan persen recoveri

sampel mendekati 100 %. Sehingga tablet piroxicam (Felden tablet) memenuhi

persyaratan USP.

3.3. Kesimpulan

Pada pengujian ini, telah dikembangkan dan divalidasi suatu metoda analisis piroxicam

menggunakan elektroforesis kapiler. Metoda validasi ditunjukkan dengan parameter

linieritas, preisis, LOD dan LOQ, akurasi dan spesifisitas. Berdasarkan hasil pengujian dari

piroxicam tab let menunjukkan RSD% < 2% dengan nilai recovery mendekati 100 %.

b. Jurnal 2 : Separation of nonsteroidal anti-inflammatory drugs by capillary

electrophoresis using nonaqueous electrolytes (Fillet, et al., 1999)

Pada jurnal ini dilakukan analisis senyawa obat golongan NSID mengguunakan

elektoforesis kapiler dengan sistem elektrolit nonaqueos, tetapi metoda ini belum di

validasi. Pengujian ini dilakukan untuk melihat pengaruh elektrolit nonaquaeous

terhadap selektivitas dan waktu migrasi dari analit dengan memvariasikas parameter

konsentrasi, pH, dan suhu dari elektrolit.

- Pengaruh pelarut organik terhadap elektroosmotik flow

Elektroosmotik flow akan mempengaruhi waktu migrasi dari analit sehingga dengan

berkurangnya EOF akan mempercepat waktu annalisis.

- Pengaruh elektrolit non aquaeous terhadap selektifitas

Elektroforegram menggunakan elektrolit aquaeous

Elektroforegram menggunakan elektrolit non aquaeous

- Pengaruh efisiensi puncak terhadap pelarut organik

Kesimpulan

Pada penelitian ini dapat dilihat bahwa penggunaan pelarut organik dapat mempengaruhi

selektiifitas dan waktu migrasi analit pada pengujian mengguanakan elektroforesis kapiler.

Berdasarkan penggunaan elektrolit amonia asetat 50 mM- amonia asetat 13.75 mM dalam

metanol menunjukkan pemisahan 11 NSAID 25 °C dan 13 NSID 36 °C selama 13 menit.

Kemudian dengan penambahan asetonitril 30 % pada elektrolit amonia dalam metanol

menghasilkan pemisahan 13 NSID 25 °C yang sangat bagus.

Daftar Pustaka

Agilent. 2009. Agilent 7100 Capillary Electrophoresis System (User manual E-Book). Jerman: Agilent Technology.

ArJn Gül Dal.2014. Validated Method for the Determination of Piroxicam by Capillary Zone Electrophoresis and Its Application to Tablets. Turki : Journal of Analytical Methods in Chemistry Volume 2014, Article ID 352698, 7 pages

Atul A. Shirkhedkar.2008. Simultaneous Determination of Paracetamol and Piroxicam in Tablets by Thin Layer Chromatography Combined with Densitometry. India : Eurasian Journal of Analytical Chemistry

Ciccone, B. 2001..A Buffer System for Capillary Electrophoresis. USA: MicroSolve Technology American Laboratory.

European Pharmacopeia 5.0. 2005. Capillary electrophoresis. 20247

Marianne Fillet.1999. Separation of nonsteroidal anti-inflammatory drugs by capillary electrophoresis using nonaqueous electrolytes. Belgia : Electroporesis

McGraw-Hill. 2004. Encyclopedia of Science & Technology (Fifth Edition), Diakses tanggal 12 Februari 2012 dari http://ebookee.org/McGraw-Hill-Concise-Encyclopedia-of-Science-amp-Technology-Fifth-Edition-ReUp _331749.html#B31rs7HOIROevr5S.99

Rele, R.V.2010. Simple Spectrophotometric Methods for determination of Piroxicam in Pharmaceutical Formulation. USA : International Journal of ChemTech Research.

Richard, L. 2012. Designing a Buffer System: Hydrogen Phossphate Buffer System.

Humphery : Harvard School

Vijay Kumar. R.2010. Analytical method development and validation of Piroxicam by

RP-HPLC. USA: Der Pharmacia Lettre, 2010, 2(2): 217-222