METODE ANALISIS

KUALITATIF DAN KUANTITATIF KARBOHIDRAT

Oleh :

Ni Luh Mega Desyanti

P07134011035

KEMENTERIAN KESEHATAN REPUBLIK INDONESIA

POLITEKNIK KESEHATAN DENPASAR

JURUSAN ANALIS KESEHATAN

2013

Metode Analisis Kualitatif Dan Kuantitatif Karbohidrat

A. Uji Kualitatif

1. Uji Molisch

Uji ini untuk semua jenis karbohidrat. Monosakarida, disakarida,

dan polisakarida akan memberikan hasil positif. Uji positif jika timbul

cincin merah ungu yang merupakan kondensasi antara furfural atau

hidroksimetil furfural dengan a-naftol dalam pereaksi molish.

a. Prinsip

Prinsip reaksi ini adalah dehidrasi senyawa karbohidrat oleh asam

sulfat pekat. Dehidrasi heksosa menghasilkan senyawa hidroksi metil

furfural, sedangkan dehidrasi pentosa menghasilkan senyawa fulfural.

Uji positif jika timbul cincin merah ungu yang merupakan kondensasi

antara furfural atau hidroksimetil furfural dengan a-naftol dalam

pereaksi molish. Uji molisch adalah uji kimia kualitatif untuk

mengetahui adanya karbohidrat. Uji ini untuk semua jenis karbohidrat.

Mono-, di-, dan polisakarida akan memberikan hasil positif.

b. Cara Kerja

1. 15 tetes larutan uji dimasukkan ke dalam tabung reaksi.

2. 3 tetes pereaksi Molisch ditambahkan dan dicampur dengan

baik.

3. Tabung reaksi dimiringkan lalu dialirkan dengan hati-hati 1 mL

H2SO4 pekat melalui dinding tabung agar tidak tercampur.

4. Reaksi positif ditandai dengan terbentuknya cincin berwarna

ungu pada batas antara kedua lapisan

2. Uji Benedict

Uji Benedict adalah uji kimia untuk mengetahui kandungan gula

(karbohidrat) pereduksi (yang memiliki gugus aldehid atau keton bebas) .

Gula pereduksi meliputi semua jenis monosakarida dan beberapa

disakarida seperti laktosa, glukosa dan maltosa. Uji benedict berdasarkan

reduksi Cu2+ menjadi Cu+ oleh gugus aldehid atau keton bebas dalam

suasana alkalis, biasanya ditambahkan zat pengompleks seperti sitrat atau

tatrat untuk mencegah terjadinya pengendapan CuCO3. Uji positif ditandai

dengan terbentuknya endapan merah bata, kadang disertai dengan larutan

yang berwarna hijau, merah, atau orange.

a. Prinsip :

Gula yang mempunyai gugus aldehid atau keton bebas akan

mereduksi ion Cu 2+ dalam suasana alkalis menjadi Cu+ yang

mengendap sebagai Cu2O berwarna merah bata.

b. Cara kerja

1. Alat dan bahan disiapkan

2. 3 tetes sampel(dalam bentuk larutan) dimasukkan kedalam tabung

reaksi yang masih kering dan bersih

3. 2 mL pereaksi Benedict ditambahkan, kemudian dikocok.

4. Dimasukkan kedalam penangas air selama 5 menit. Amati

perubahan warna endapannya.

5. Pembentukan warna endapan hijau, kuning, atau merah

menunjukan reaksi positif karbohidrat.

3. Uji Seliwanoff

Uji Seliwanoff bertujuan untuk mengeahui adanya ketosa

(karbohidrat yang mengandung gugus keton). Pada pereaksi seliwanoff,

terjadi perubahan oleh HCl panas menjadi asam levulinat dan 4-

hidroksilmetilfurfural. Jika dipanaskan karbohidrat yang mengandung

gugus keton akan menghasikan warna merah pada larutannya. Disakarida

sukrosa yang mudah dihidrolisa menjadi glukosa dan fruktosa memberi

reaksi positif dengan uji Seliwanoff. Glukosa dan karbohdrat lain dalam

jumlah banyak dapat juga memberi warna yang sama.

a. Prinsip :

Dehidrasi fruktosa oleh HCl pekat menghasilkan

hodroksimetilfurfural dan dengan penambahan resorsinol akan

mengalami kondensasi membentuk senyawa kompleks berwarna

merah oranye.

b. Cara kerja

1. 5 tetes larutan uji dan 15 tetes pereaksi Seliwanoff dimasukkan

ke dalam tabung reaksi

2. Tabung dididihkan di atas api kecil selama 30 detik atau dalam

penangas air mendidih selama 1 menit.

3. Hasil positif ditandai dengan terbentuknya larutan berwarna

merah orange.

4. Uji Barfoed

Uji ini untuk membedakan monosakarida dan disakarida dengan

jalan mengontrol kondisi-kondisi percobaan, seperti pH dan waktu

pemanasan. Pada analisa ini, karbohidrat direduksi pada suasana asam.

Disakarida juga akan memberikan hasil positif bila didihkan cukup lama

hingga terjadi hidrolisis.

a. Prinsip

Ion Cu2+ (dari pereaksi Barfoed) dalam suasana asam akan

direduksi lebih cepat oleh gula reduksi monosakarida daripada

disakarida dan menghasilkan endapan Cu2O berwarna merah bata.

b. Cara kerja

1. 1 mL larutan uji karbohidrat dimasukkan kedalam tabung

reaksi yang masih kering dan bersih.

2. 1 mL pereaksi Barfoed ditambahkan, kemudian dikocok.

3. Tabung dimasukkan kedalam penangas air selama 3 menit.

4. Dinginkan dalam air mengalir.

5. Bila tidak terjadi reduksi selama 5 menit, lakukan pemanasan

selama 15 menit sampai terlihat adanya reduksi.

5. Uji Osazon

Untuk membedakan bermacam-macam karbohidrat dari gambar

kristalnya.

a. Prinsip

Suatu aldosa atau ketosa dengan fenil hidrazin akan membentuk

Kristal osazon. Kristal osazon yang terbentuk khas sesuai dengan

jenisnya.

b. Cara kerja

1. 2 mL larutan uji dimasukkan ke dalam tabung reaksi

2. Seujung spatel fenilhidrazin-hidroklorida dan kristal natrium

asetat ditambahkan ke dalam tabung.

3. Tabung dipanaskan dalam penangas air mendidih selama

beberapa menit.

4. Didinginkan perlahan dibawah air keran.

5. Perhatikan kristal yang terbentuk dan diidentifikasi dibawah

mikroskop.

6. Uji Tollens

Uji ini untuk positif terhadap karbohidrat pentosa yang

membedakannya dengan heksosa. Aldehida dapat mereduksi pereaksi

Tollens sehingga membebaskan unsur perak (Ag). Pereaksi tollens,

pengoksidasi ringan yang digunakan dalam uji ini, adalah larutan basa

dari perak nitrat. Larutannya jernih dan tidak berwarna. Untuk

mencegah pengendapan ion perak sebagi oksida pada suhu tinggi,

maka ditambahkan beberapa tetes larutan amonia. Amonia

membentuk kompleks larut air dengan ion perak.

a. Prinsip

Aldehid dioksidasi menjadi anion karboksilat, ion Ag+ dalam

reagensia Tollens direduksi menjadi logam Ag. Uji positf ditandai

dengan terbentuknya cermin perak pada dinding dalam tabung reaksi.

b. Cara kerja

1. Masukkan beberapa tetes larutan uji karbohidrat kedalam tabung

rekasi yang telah diisi 2 mL pereaksi Tollens.

2. Masukan kedalam penangas air selama 1 menit. Perhatikan

perubahan warna yang terjadi.

3. Hasil dicatat

7. Hidrolisa Sukrosa

Mengidentifikasi hasil hidrolisis sukrosa

a. Prinsip

Sukrosa dalam HCl dalam keadaan panas akan terhidrolisis, lalu

menghasilkan fruktosa dan glukosa. Hal ini menyebabkan uji Benedict

dan Seliwanoff yang sebelumnya hidrolisis menghasilkan hasil

negative menjadi positif. Uji Barfoed menjadi positif pula dan

menunjukkan bahwa hidrolisis sukrosa menghasilkan monosakarida.

b. Cara kerja

1. Isi tabung reaksi dengan 5 mL larutan uji sukrosa.

2. Tambahkan 1 mL HCl 10%.

3. Masukan kedalam penangas air selama 15 menit.

4. Dinginkan perlahan-lahan, kemudian netralkan.

5. Tes hidrolisa dengan pereaksi Benedict, Seliwanoff dan

Barfoed.

6. Catat hasil dan buatlah kesimpulannya

8. Uji Bial

Uji bial untuk menguji adanya gula pentose. Pemanasan pentose

dengan HCl pekat akan menghasilkan furfural yang berkondensasi

dengan orcinol dan ion feri. Hasil pemanasan akan menghasilkan

warna biru hijau yang menunjukkan adanya gula pentosa.

a. Prinsip

Dehidrasi pentosa oleh HCl pekat menghasilkan furfural dengan

penambahan orsinol (3.5-dihidroksi toluena) akan berkondesasi

membentuk senyawa kompleks berwarna biru.

b. Cara kerja

1. 5 tetes larutan uji dimasukkan ke dalam tabung reaksi.

2. 10 tetes peraksi Bial dan 2 tetes HCl pekat ditambahkan

3. Campurlah dengan baik, lalu dipanaskan di atas api kecil

sampai timbul gelembung-gelembung gas dipermukaan

larutan.

4. Perhatikan warna atau endapan yang terbentuk. Terbentuknya

warna biru menunjukan adanya pentose.

9. Uji Iodium

Uji iod bertujuan untuk mengidentifikasi polisakarida. Uji iod juga

dapat membedakan amilum dengan nitrogen. Reaksi antara polisakarida

dengan iodin membentuk rantai poliiodida. Polisakarida umumnya

membentuk rantai heliks (melingkar), sehingga dapat berikatan dengan

iodin, sedangkan karbohidrat berantai pendek seperti disakarida dan

monosakaraida tidak membentuk struktur heliks sehingga tidak dapat

berikatan dengan iodin.

a. Prinsip

Polisakarida dengan penambahan iodium akan membentuk

kompleks adsorpsi berwarna yang spesifik. Amilum atau pati dengan

iodium menghasilkan warna biru , dekstrin menghasilkan warna

merah anggur, sedangkan glikogen dan sebagian pati yang

terhidrolisis bereaksi dengan iodium membentuk warna cokelat.

b. Cara kerja

1. 3 tetes larutan uji dimasukkan ke dalam tabung reaksi

2. Ditambahkan 2 tetes larutan iodium

3. Diamati perubahan warna yang terjadi

4.

10. Hidrolisa Pati

Mengidentifikasi hasil hidrolisis amilum (pati).

a. Prinsip

Pati dalam suasana asam bila dipanaskan akan terhidrolisis menjadi

senyawa-senyawa yang lebih sederhana. Hasil hidrolisis dapat diuji

dengan iodium dan menghasilkan warna biru sampai tidak berwarna.

Hasil akhir hidrolisis ditegaskan dengan uji Benedict.

b. Cara kerja

1. 5 mL amilum 1% dimasukkan ke dalam tabung reaksi,

kemudian ditambahkan 2,5 mL HCl 2 N

2. Campurlah dengan baik, lalu dimasukkan ke dalam

penangas air mendidih.

3. Setelah 3 menit, ujilah dengan iodium dengan mengambil 2

tetes larutan ditambah 2 tetes iodium dalam porselin tetes.

Catatlah perubahan warna yang terjadi.

4. Lakukan uji iodium setiap 3 menit sampai hasil berwarna

kuning pucat.

5. Lanjutkan hidrolisis selama 5 menit lagi.

6. Setelah didinginkan, diambil 2 mL larutan hasil hidrolisis,

lalu netralkan dengan NaOH 2%. Uji dengan kertas lakmus.

7. Kemudian ujilah dengan Benedict.

8. Simpulkan apa yang dihasilkan hidrolisis pati.

11. Uji Asam Musat

Dilakukan untuk membedakan antara glukosa dan galaktosa.

a. Prinsip

Larutan uji dicampurkan dengan HNO3 pekat kemudian

dipanaskan. Karbohidrat dengan asam nitrat pekat akan

menghasilkan asam yang dapat larut. Namun, laktosa dan galaktosa

menghasilkan asam musat yang dapat larut.

b. Cara kerja

1. 10 tetes larutan uji dan 2 tetes HNO3 pekat dimasukkan di

dalam tabung reaksi.

2. Selanjutnya dipanaskan  dalam penangas air mendidih

sampai volumenya kira-kira tinggal 2-3 tetes.

3. Lalu didinginkan perlahan-lahan, dan perhatikan

terbentuknya kristal-kristal keras seperti pasir.

4. Selanjutnya diamati di bawah mikroskop.

B.Uji Kuantitatif

1.  Analisis total gula (Metode Anthrone)

Gula dapat bereaksi dengan sejumlah pereaksi menghasilkan warna

spesifik. Intensitas warna dipengaruhi oleh konsentrasi gula. Intensitas

warna yang terbentuk diukur dengan spektofotometer. Pereaksi Anthrone

(9,10-dihidro-9-oksoantrasena) 0,1% dalam asam sulfat pekat. Pereaksi

Anthrone bereaksii dengan karbohidrat dalam asam sulfat pekat

menghasilkan warna biru kehijauan. Intensitas absorbansnya diukur pada

λ=630nm. Metode ini digunakan untuk analisis total gula bahan padat atau

cair.

a. Prinsip :

Prinsip dasar dari metode anthrone adalah senyawa anthrone akan

bereaksi secara spesifik dengan karbohidrat dalam asam sulfat pekat

menghasilkan warna biru kehijauan yang khas. Senyawa anthrone (9,10-

dihydro-9- oxanthracene) merupakan hasil reduksi anthraquinone.

b. Cara kerja

1. Pembuatan kurva standar :

a) Kedalam tabung reaksi bertutup, pipet larutan glukosa

standar sebanyak 0,2;0,4;0,6;0,8; dan 1,0 ml (glukosa

standar 0,2 mg/ml), lalu encerkan sehingga total volume

masing-masing tabung 1,0 ml.

b) Buat larutan blanko dengan cara memipet 1 ml air destilata

ke dalam tabung reaksi lain.

c) Tambahkan pereaksi 5 ml Anthrone dengan cepat ke dalam

larutan glukosa standard an blanko kemudian tutup. Voertex

dan kocok hingga merata.

d) Panaskan tabung reaksi di atas penangas air 100oC selama

12 menit. Dinginkan 

e) Pindahkan larutan ke dalam kuvet dan baca absorbans

dengan UV-Vis spektrofotometer pada 630 nm.

f) Buat plot kurva yaitu konsentrasi (g) glukosa standar pada

sumbu x dan nilai absorbans pada sumbu y.

2. Analisis contoh :

a) Lakukan pengenceran contoh

b) Masukkan sebanyak 1ml contoh kedalam tabung reaksi

tertutup

c) Lakukan tahap seperti pada pembuatan kurva standar

3. Perhitungan

Perhitungan metode ini adalah dengan menentukan

konsentrasi gula dalam contoh mengguanakan kurva standar

(hubungan antara konsentrasi gula standar dengan absorbans)

dan memperhitunkan pengenceran yang dilakukan. Rumusnya

dapat ditulis sebagai berikut.

Total gula (%) = ((GxFP)/W)x100

Dimana:

            G         = konsentrasi gula dari kurva standar

(gram)

            FP        = faktor pengenceran

            W        = berat contoh (gram)

2. Analisis total gula (Metode Fenol)

Metode ini digunakan untuk menetapkan total gula semua bahan

pangan. Sebelumnya contoh harus disiapkan seperti pada persiapan contoh

untuk analisis gula.

a. Prinsip

Gula sederhana, oligosakarida, polisakarida, dan

turunannya dapat bereaksi dengan fenol dalam asam sulfat pekat

menghasilkan warna oranye kekuningan yang stabil.

b. Prosedur

1. Pembuatan kurva standar :

a) Ambil sebanyak 2ml larutan pada beberapa konsentrasi

b) Tambahkan 1ml larutan fenol (5%), lakukan vortex

c) Tambahakan 5 ml larutan asam sulfat pekat dengan cepat

secara tegak lurus kepermukaan cairan

d) Diamkan selama 10 menit, vorteks, dan tempatkan dalam

penangas air selama 15 menitUkur absorbansnya pada

490nm untuk hekstosa sedangkan untuk pentosa dan asam

uronat 480 nm.

e) Buat plot kurva standar. Lalu tentukan persamaan regresi

linier.

2. Analisis contoh

a) Lakukan pengenceran contoh

b) Masukkan 2ml contoh ke dalam tabung reaksi dan

lakukan  tahap seperti pada pembuatan kurva standar.

2. Perhitungan

Perhitungan menggunakan metode fenol adalah konsentrasi

gula dalam contoh ditentukan dengan menggunakan kurva standar

(hubungan antara konsentrasi gula standar dengan absorbans) dan

memperhitungkan pengenceran yang dilakukan. Rumus

perhitungannya dapat ditulis sebagai berikut.

Total gula (%) = ((GxFP)/W)x100

Dimana:

            G         = konsentrasi gula dari kurva standar (gram)

            FP        = faktor pengenceran

            W        = berat contoh (gram)

3. Analisis gula reduksi (Metode Lane-Eynon)

Gula pereduksi dalam bahan pangan dapat ditentukan

konsentrasinya berdasarkan pada kemampuannya untuk mereduksi

pereaksi lain. Analisis gula pereduksi dengan metode Lane-Eynon

dilakukan secara volumetri dengan titrasi/titrimetri. Metode ini digunakan

untuk penentuan gula pereduksi dalam bahan padat atau cair seperti

laktosa, glukosa, fruktosa, maltosa.

a. Prinsip

Metode Lane-Eynon didasarkan pada reaksi reduksi

pereaksi Fehling oleh gula-gula pereduksi. Penetapan gula

pereduksi dengan melakukan pengukuran volume larutan gula

pereduksi standar yang dibuthkan untuk mereduksi pereaksi

tembaga (II) basa menjadi tembaga (II) oksida (Cu2O). Udara yang

mempengaruhi reaksi dikeluarkan dari campuran reaktan dengan

cara mendidihkan laruta selama titrasi. Titik akhir titrasi

ditunjukkan dengan metilen blue yang warnanya akan hilang

karena kelebihan gula pereduksi di atas jumlah yang dibutuhkan

untuk mereduksi semua tembaga

b. Prosedur

1. Standarisasi larutan fehling :

a) Masukkan 10 ml laruta campuran Fehling A dan B

kedalam erlenmeyer dan tambah 2-4 tetes metilen blue

0,2%.

b) Kemudian lakukan tahapan seperti pada analisis contoh.

2. Analisis contoh :

a) Campurkan larutan fehling A dan B dengan volume

yang sama

b) Pipet 10 ml larutan dari hasil persiapan contoh kedalam

erlemeyer

c) Tambahkan kedalam erlenmeyer 10 ml larutan

campuran fehling A dan B serta 2-4 tetes metilen blu

0,2 %.

d) Panaskan campura larutan di atas hot plate magnetic

stirrer

e) Setelah mendidih, lakukan titrasi sengan larutan gula

standart sampai warna biru hilang

f) Titrasi dilakukan dengan cepat, maka perlu

ditambahkan larutan glukosa standar dengan volume

tertentu.

3. Perhitungan

Gula pereduksi (%) = [(V0-Vs)xGxTsxFx100]/(TxW)

Dimana:

Vo        = volume larutan glukosa standar untuk titrasi larutan

Fehling (ml)

Vs        = volume larutan glukosa standar untuk titrasi contoh

(ml)

G         = konsentrasi larutan glukosa standar (g/ml)

Ts         = volume contoh total dari persiapan contoh (ml)

T          = volume contoh yang diperlukan untuk titrasi (ml)

W        = berat contoh (g)

F          = faktor pengenceran

3. Analisis Gula Reduksi (Nelson-Somogyi)

Metode in digunakan unttuk mengetahui kadal gula pereduksi

dalam sampel.

a. Prinsip

Metode Nelson-Somogyi didasarkan pada reaksi reduksi

pereaksi tembaga sulfat oleh gula-gula pereduksi. Gula

pereduksi mereduksi pereaksi tembaga (II) basa menjadi

tembaga (I) oksida (Cu2O). Cu2O ini bersama dengan

arsenomolibdat membentuk senyawa komplek berwarna.

Intensitas warna menunjukkan banyaknya gula pereduksi

dengan pengujian menggunakan λ=520 nm.

b. Prosedur Kerja

1. Pembuatan kurva standar

a) Siapkan 6 tabung reaksi masing masing diisi dengan 0;

0,2; 0,4; 0,6; 0,8 dan 1 ml larutan glukosa standar.

b) Tambahkan aquadest dalam tiap tiap tabung tersebut

sehingga volume untuk tiap-tiap tabung mencapai 1 ml

c) Tambahkan 1 ml reagensia Nelson pada tiap-tiap tabung

dan panaskan dalam air mendidih selama 20 menit

d) Dinginkan semua tabung dengan cara direndam dalam air

dingin hingga suhu mencapai 250C

e) Tambahkan 1 ml reagen Arsenomolibdat pada tiap-tiap

tabung, kocok homogen sampai semua endapan

kuprooksida larut semua.

f) Tambahkan 7 ml aquadest,kocok homogen

g) Tera absorbansinya pada λ 540 nm dengan

spektrofotometer

h) Buat kurva standar hubungan antara absorbansi dan

konsentrasi

i) Tentukan persamaan kurva standarnya

2. Penentuan kadar gula reduksi sampel:

a) Ambil 1 ml larutan sampel jernih, lakukan prosedur yang

sama dengan pembuatan kurva standar mulai dari no. 3 – 7.

b) Tentukan kadar gula reduksi sampel dengan menggunakan

persamaan kurva standar.

3. Perhitungan

Perhitungan dalam metode ini adalah kandungan gula

pereduksi dalam contoh ditentukan dengan menggunakan

kurva standar (hubungan antara konsentrasi gula standar

dengan absorbans) dan memperhitungkan pengenceran yang

dilakukan. Apabila kandungan gula pereduksi diketahui, maka

kandungan gula non-pereduksi dapat ditentukan sebagai selisih

antara kadar total gula dengan kadar gula pereduksi.

Total gula = gula pereduksi + gula non-reduksi

4. Analisis Total Pati, Amilosa, Amilopektin

Kandungan pati dalam bahan pangan dapat ditentukan secara

volumetrik/titrimetri atau kolorimetri. Penentuan total pati adalah

dengan cara menghidrolisis pati secara sempurna menjadi glukosa.

Hidrolisis pati menjadi gula dapat terjadi saat ada perlakuan asam

yaitu memecah ikatan glikosidik yang menghubungkan antar

glukosa. Dapat juga terjadi secara enzimatis (enzim α-amilase dan

glukoamilase) yang memecah molekul-molekul amilosa dan

amilopektinn menjadi gula sederhana.

      Kandungan glukosa dapat ditentukan menggunakan

metode penetapan gula seperti metode Anthrone, metode fenol,

metode Lane-Eynon, metode Nelson-Somogyi. Kandungan pati

ditentukan menggunakan fakor pengali (0,9). Sehingga kandungan

pati adalah kandungan glukosa x 0,9. Dapat ditentukan untuk analisis

kadar pati pada contoh padat atau cair.

a. Prosedur kerja

1. Persiapan sampel

a) Masukkan sebanyak 2 – 5 g contoh padat atau cair ke dalam

gelas (untuk contoh padat perlu dihaluskan dahulu)

b) Tambahkan ke dalam gelas piala sebanyak 50 ml alkohol 80%.

Aduk selama 1 jam

c) Saring suspensi yang terbentuk dengan kertas saring dan cuci

dengan air sampai volume filtrat 250 ml (filtrat ini

mengandung karbohidrat yang larut dan dibuang)

d) Untuk menghilangakn lemak, cuci pati yang terdapat sebagai

residu dengan 10 ml eter (sebanyak 5 kali). Saring setiap

pencucian dengan kertas saring. Biarkan menguap eter yang

tersisa dalam residu.

e) Cuci lagi residu dengan 150 ml alkohol 10% untuk

membebaskan lebih lanjut karbohidrat yang terlarut.

f) Pindahkan residu secara kuantitatif dari kertas saring ke dalam

gelas piala dengan cara pencucian dengan 200 ml air.

Tambahkan 20 ml HCl 25%.

g) Tutup suspensi residu di dalam gelas piala dengan pendinginan

balik (kondensor).

h) Setelah didinginkan, netralkan larutan yang terbentuk dengan

larutan NaOH 45% dan masukkan ke dalam labu takar 500 ml

secara kuantitatif.

i) Tepatkan larutan sampai tanda tera dengan menggunakan air

destilat.

j) Saring kembali larutan dengan menggunakan kertas saring.

2. Pembuatan kurva standar

1. Timbang sebanyak 40 mg amilosa murni dan masukkan ke

dalam tabung reaksi.

2. Tambahkan ke dalam tabung reaksi 1 ml etanol 95% dan 9

ml NaOH 1N.

3. Panaskan tabung reaksi di dalam air mendidih sekitar 10

menit sampai semua amilosa membentuk gel.

4. Setelah didinginkan, pindahkan campuran secara

kuantitatif ke dalam labu takar 100ml dan tepatkan dengan

air sampai tanda tera

5. Pipet gel amilosa (beberapa seri konsentrasi) ke dalam

labu takar 100ml

6. Tambahkan ke dalam masing – masing labu takar asam

asetat 1N, kemudian tambahkan masing – masing 2 ml

larutan iod.

7. Tepatkan larutan iod dengan air hingga tanda tera.

8. Setelah didiamkan selama 20 menit, ukur absorbans dari

intensitas warna biru dengan spektrofotometer pada

panjang gelombang 625 nm.

9. Buat kurva standar sebagai hubungan antara kadar amilosa

(sumbu x) dengan absorbans (sumbu y)

3. Analisis contoh :

1. Gunakan contoh tepung yang mengandung pati (apabila

contoh mengandung komponen lain maka pati perlu

diekstrak dahulu)

2. Timbang sebanyak 100mg contoh dan masukkan ke dalam

tabung reaksi

2. Tambahkan ke dalam tabung reaksi 1ml etanol 95% dan

9ml NaOH 1 N.

3. Panaskan tabung reaksi selama 10 menit untuk

menggelatinisasi pati

4. Setelah didinginkan, masukkan pasta pati ke dalam labu

takar 100ml dan tepatkan hingga tanda tera dengan

menggunakan air

5. Pipet larutan pati tersebut dan dimasukkan ke dalam labu

takar 100ml, lalu ditambahkan asam asetat 1N, 2 ml

larutan iod, dan air hingga tanda tera

6. Setelah didiamkan selama 20 menit, ukur absorbansinya

dengan spektrofotometer pada 625 nm.

4. Perhitungan

Kandungan amilosa ditentukan berdasarkan kemampuan

amilosa untuk bereaksi dengan senyawa iod yang menghasilkan

kompleks berwarna biru. Intensitas warna biru tergantung pada

kadar amilosa dan dapat ditentukan secara spektofotometri.

Kandungan amilopektin ditentukan sebagai selisih antara

kandungan pati dengan amilosa.

Pati = amilosa + amilopektin

      Perhitungan dalam menentukan berat pati dalam

contoh diperoleh dengan mengalikan berat glukosa dengan 0,9.

Angka 0,9 adalah faktor konversi untuk pembentukan glukosa

dari hidrolisa pati.   Perhitungan kadar amilosa ditentukan

dengan menggunakan kurva standar, dengan menggunakan

rumus:

Kadar amilosa (%) = (CxVxFPx100)/W

Dimana,

C= konsentrasi amilosa contoh dari kurva standar

(mg/ml)

V         = volume akhir contog (ml)

FP        = faktor pengenceran

W        = berat contoh (mg)

Kadar amilopektin (%) = Kadar pati (%) – Kadar amilosa

(%)

5. Analisis Karbohidrat Yang Tidak Dapat Dicerna

Analisis Karbohidrat Yang Tidak Dapat Dicerna yaitu meliputi

Analisis serat kasar (crude fiber) dan analisis serat makanan (dietary

fiber).Serat kasar ditentukan dari residu setelah contoh diperlakukan

dengan asam dan basa kuat. Serat makanan ditentukan berdasarkan kadar

acid detergent fiber (ADF) dan neutral detergen fiber (NDF). ADF itu

sendiri terdiri dari sebagian besar selulosa dan lignin, dan sebagian kecil

hemiselulosa dan substansi pektat sehingga umumnya dianggap sebagai

selulosa dan lignin. NDF terdiri dari selulosa, hemiselulosa, dan lignin.

Penetapan lignin yaitu dengan metode klason. Sedangkan penetapan

substansi pekat dengan metode spektrifotometer. Kadar hemiselulosa

diperoleh dengan menghitung selisih kadar NDF dengan kadar ADF.

Kadar selulosa diperoleh dengan menghitung selisih kadar ADF dan kadar

Lignin. Total serat makanan dihitung dengan menjumlahkan kadar NDF

dengan kadar substansi pektat. Serat kasar yaitu residu dari bahan

makanan yang telah diperlakukan dengan asam dan alkali mendidih.

Terdiri dari selulosa, sedikit lignin dan pentose.

a. Prosedur Kerja

Giling contoh sampai halus sehingga dapat melewati

saringan berdiameter 1 mm. Bila contoh tidak dapat

dihaluskan, maka digiling hingga homogen.

Timbang sebanyak 2 gram contoh dan ekstrak lemaknya

dengan menggunakan soxhlet dengan pelarut petrolium eter.

Pindahkan contoh yang sudah bebas lemak secara

kuantitatif ke dalam erlenmeyer. Tambahkan 0,5 g asbes

yang telah dipijarkan dan 2 tetes zat anti buih.

Tambahkan ke dalam erlenmeyer sebanyak 200 mL larutan

H2SO4mendidih.

Letakkan erlenmeyer di dalam pendingin balik.

Didihkan contoh di dalam erlenmeyer selama 30 menit

dengan sesekali digoyang-goyangkan.

Setelah selese saring suspensi dengan kertas saring.

Cuci residu yang tertinggal dengan air mendidih. Pencucian

dilakukan hingga air cucian tidak bersifat asam lagi (diuji

dengan kertas lakmus).

Pindahkan residu secara kuantitatif dari kertas saring ke

dalam erlenmeyer kembali.

Cuci kembali sisa residu di kertas saring dengan 200 mL

larutan NaOH mendidih sampai semua residu masuk ke

dalam erlenmeyer.

Didihkan kembali contoh selama 30 menit dengan

pendingin balik sambil sesekali digoyang-goyangkan.

Saring kembali contoh melalui kertas saring yang diketahui

beratnya sambil dicuci dengan K2SO4 10%.

Cuci residu di kertas saring dengan air mendidih kemudian

dengan alkohol 95%.

Keringkan kertas saring dalam oven 1100C sampai 1-2 jam.

Setelah didinginkan dalam desikator, timbang conto

Hitung berat residu serat kasar dengan menghitung selisih

antara berat contoh dan kertas saring dengan berat kertas

saring.

b. Perhitungan

Kadar serat kasar (g/100 g contoh)

= [(W2-W1)/W]/x100

Dimana:

W2= berat residu kertas saring yang telah dikeringkan

(g)

W1       = berat kertas aring

W        = berat contoh yang dianalisis.

Daftar Pustaka

Nurlita. 2009 .Karbohidrat. Diakses dalam (http://filzahazny.wordpress.com

/2009/07/10/ karbohidrat/). Diakses pada tanggal 22 April 2013.

Riyadi,Wahyu.2009.Uji Kualitatif Karbohidrat. Diakses dalam

(http://wahyuriyadi.blogspot .com /2009/ 10/uji-kualitatif-

karbohidrat.html) Diakses pada tanggal 22 April 2013

Sudarmaji, B. dkk. 1982. Analisa Bahan Makanan dan Pertanian. Liberty :

Yogyakarta

Yazid, Estien dan Lisda, Nursanti. 2006. Penuntun Praktikum BIOKIMIA untuk

Mahasiswa Analis. Andi Offset : Yogyakarta.

Winarno, F.G. 1986. Kimia Pangan dan Gizi. Gramedia : Jakarta